SNC1及其调控研究进展

詹蔷 黄红晶 夏石头

关键词 SNC1 R基因 水杨酸 植物免疫 基因调控

中图分类号：Q786                                  文献标识码：A   DOI：10.16400/j.cnki.kjdkx.2019.09.025

Keywords SNC1; R gene; SA; plant immunity; gene regulation

植物经常遭受各种病原体的攻击，并且已经进化出一系列的防御机制。第一层防御是病原体相关分子模式激发的免疫反应，即模式激活免疫反应（PAMP-triggered，PTI）。[1]在此基础上，植物已经进化出了一种由抗性（R）蛋白介导的更强、更快速的第二防御层。R基因编码的蛋白是植物抗性基因编码蛋白，能有效针对病原菌快速诱导防御反应。在植物遭受病原体感染后R蛋白被激活，并导致植物局部程序性死亡，即超敏反应（HR）。[2]HR伴随着一系列生理变化，包括离子通量的改变，防御激素水杨酸（SA）的积累，致病相关（PR）基因的诱导和氧化爆发。[2]而HR往往会导致除感染点外的长期的全身性和广谱抗病性，即系统获得性抗性（SAR）。而R蛋白的上调活化对植物生长是有害的，会严重影响拟南芥植株的细胞分生能力和抗氧化能力，[3]导致细胞數目大幅度减少，在没有病原菌攻击时，抗性蛋白水平须受严格控制，以防止抗性途径不必要激活而导致自身免疫的潜在伤害与生长缺陷。

1 SNC1的克隆及其功能

拟南芥SNC1是植物细胞内的一个位于抗病信号途径上游的TIR-NB-LRR类R蛋白编码基因，在NB和LRR结构域之间的连接区，一个赖氨酸取代谷氨酸后导致了snc1突变体在没有致病菌感染情况下的自身免疫激活，[4]从而组成型激活了病程相关蛋白（PR蛋白）的持续高表达，显著提升了snc1植株对细菌病原体和真菌病原体抗性。snc1的自身免疫表型包括株型矮小，水杨酸（SA）含量显著的提高，PR基因的组成型表达，对强毒性病原菌如P.s.m ES4326 和卵菌H.a.Noco2的抵抗力的显著增强。[4]SNC1基因位于哥伦比亚（Col）野生型植株4号染色体上的RPP4簇中，与RPP4和RPP5有高度同源性，氨基酸同源性达到70%。加拿大不列颠哥伦比亚大学李昕教授实验室利用多种诱变策略筛选snc1抑制剂子突变体，获得了多个snc1的修饰子（mos）突变体。到目前为止，已有13个新的MOS基因通过图位克隆（11）和T-DNA标记（2）被克隆出来。这些基因的编码蛋白质参与RNA处理、核质转运、蛋白质修饰和基因表达的表观遗传控制等。MOS的不同功能表明R蛋白介导的抗性的激活是高度复杂的。[5]

2 SNC1转录水平的调控

研究表明MOS1和MOS9都可在转录水平上调节SNC1的表达。MOS1基因编码的蛋白质有一个在动植物中都高度保守的结构域BAT2，其突变基因mos1可抑制snc1基因的表达。[4]试验证据表明：在mos1突变体中，虽然snc1上游的DNA甲基化改变，但与snc1表达水平的抑制无关;此外，转基因snc1在mos1中的表达没有改变;以及通过引入DDM1（一个表观遗传调节因子）可以减轻snc1表达水平的抑制。这表明MOS1很可能不直接在DNA甲基化中发挥作用，并且这些在进化上含有这些保守的BAT2结构域的蛋白和DDM1可能具有拮抗作用，在染色质水平上对SNC1的表达进行调控。[4]

同时，MOS1直接与PCF1（TCP）转录因子TCP15相互作用以及增强其与启动子的结合以激活SNC1的表达，并且MOS1和TCP15与SNC1启动子相关联位置是相同或相邻的。[5]MOS1与酵母中的TCP15蛋白直接相互作用，通过增强TCP15与SNC1启动子的结合从而加强TCP15与SNC1启动子的关联调节其表达并因此调节免疫应答。说明拟南芥TCP15及其同源物与MOS1相互作用并介导MOS1在核内复制和免疫反应中的功能。

虽然MOS9编码一种功能未知的植物特异蛋白，但是MOS9的免疫共沉淀及质谱分析表明，ATXR7是一种与MOS9相关的蛋白。在功能缺失型突变体mos9中，SNC1和另一个编码R基因的TR-NB-LRR基因RPP4的表达水平会有所下降;并且ATXR7是一套含有H3K4的甲基化酶，通过大量甲基化[6]而激活FLC，这表明MOS9可能通过H3K4me3染色质的修饰来调控R基因转录。

黄酮类化合物也与植物防御有关，既可以作为响应病原体攻击而诱导的植物毒素，也可以作为植物免疫反应特异性抑制的代谢物。[7]CHS作为核定位蛋白，是组装类黄酮酶复合物的中枢。与CHS相互作用可以增强MOS9蛋白的稳定性，过量表达该蛋白质的幼苗的高分辨代谢物谱，与MOS9与CHS的相互作用直接或间接改变类黄酮代谢的模型一致，[8]这表明类黄酮酶复合物可能是相互作用蛋白质网络的一部分，通过一种新的机制将通路的酶和终产物偶联到特定的生理功能如植物防御等。

3 SNC1剪切水平的调控

MOS2是一种含有一个G片段和两个KOW基序的核蛋白，是CC-和TIR-NB-LRR R蛋白介导的抗性和对P.s.m.ES4326的基本抗性所必需的。有实验证据表明，来自细菌延伸因子NusG的KOW基序已显示出核酸结合活性，并与tudor的蛋白-蛋白相互作用基序具有相同的结构同源性;[9]人的MOS2同源体GPKOW以依赖蛋白激酶A的方式与RNA结合;酵母同源蛋白SPP2是pre-mRNA剪接的第一步RNA切割所必需的蛋白质。而SPP2的G-path结构域与Prp2有关，Prp2是一种RNA依赖的ATP酶，能激活剪接体。[10]所以MOS2可以与RNA结合在剪接中起作用，也可能通过它的KOW基序与其他蛋白质相互作用。

MOS4是一种核蛋白，可用于抗P.s.m.ES4326以及TIR-和CC-NB-LRR-型R蛋白-介导抗性。在拟南芥中，它和其他23种蛋白质一起形成一个高度保守的剪接体相关复合体，称为MOS4相关复合体（MAC）。[11]所有被检测的MAC组分单突变体都是可存活的，但顯示出多向性缺陷，而双突变体组合致命。这表明，虽然单个MAC组件可能参与调节许多不同的生物过程，但这个复合体作为一个整体是某些基本功能所必需的。[11]研究证明，酵母和人的同源复合物涉及到剪接小体组装和前mRNA剪接且这个复合体具有高度保守性，因此MAC在植物中也有相关的作用，故包含MOS4在内的几个MAC组件最近被证明是正确拼接RPS4和SNC1所必需的。[12]

虽然还没有直接的证据证明MOS2和MAC具有同源性，但在人和酵母中MOS2的同源物被认为是剪接体相关复合物的组成部分，且MOS2也被证明是SNC1剪接所必需的，我们可以进一步推断MOS2可能与MAC结合，参加mRNA前体的加工。

MOS12是P.s.m.ES4326以及R蛋白介导的抗性所必需的，编码富含精氨酸的蛋白，其在氨基酸序列上具有两个细胞周期蛋白结构域，主要是那些属于TR-NB-LRR类的蛋白质的基础抗性所必需的。[12]mos12-1是从MOS中筛选出的等位基因包含一个内含子剪接连接点突变，导致蛋白质的截短，而截短的蛋白质可能仍有部分功能，因为缺失的mos12-2T-DNA插入等位基因是致死的，说明该基因在植物的生长发育中具有重要的作用。与MOS12具有同源性的是人细胞周期蛋白L（Cyclin L），由于它与剪接因子和体外刺激剪接的能力有关，推测它参与了mRNA剪接。[12]植物防御反应可能部分通过R基因转录子的选择性剪接来调节。在烟草中，R基因N的转录子在病菌攻击后被交替拼接，两种剪接变体都不能单独诱导防御反应输出，所以认为全长度和截短的N蛋白的特定比例是对烟草花叶病毒的完全抗性所必需的。虽然R基因的选择性剪接主要发生在TIR-NB-LRR转录上，但也有报道称有CC-NB-LRR基因转录选择性剪接。[13]

4 SNC1转录子出核运输的调控

mos3和mos11突变体都抑制了snc1的组成型自身免疫表型。[14]MOS3和MOS11都是mRNA成功出核所必需的，MOS3定位于核边缘，而MOS11存在于核矩阵中，表明MOS11可能在mRNA出核过程中在MOS3之前发挥作用。[14]此外，单突变体mos3显示出对强毒致病菌和非病毒致病菌的易感性，而在mos11单突变体中没有观察到类似形状，说明MOS3在基础防御和R蛋白介导的防御中起着重要的作用。MOS11编码人CIP 29的同源蛋白，一种增强RNA解旋酶DDX 39活性的RNA伴侣，[15]在植物mRNA输出过程中可能作为类似复合体的一部分发挥作用。

MOS3和与mRNA的输出有关的Nup 96（哺乳动物中）和Nup 145（酵母中）同源。Nup 96作为Nup107-160核孔亚复合体的一部分，在小鼠中，功能缺失的Nup96等位基因在纯合子和杂合子的免疫系统严重受损时会导致小鼠死亡，表明Nup 96在哺乳动物先天免疫和适应性免疫中都有作用。[16]在拟南芥中，MOS3被认为是同源复合体的一部分，最近还发现了包括Nup160和Seh1在内的其他复杂成分被用于本底抗性和TIR-NB-LRR介导的抗性。[17]虽然目前尚不清楚非特异性mRNA输出的一般缺陷如何损害R蛋白介导的免疫，而不造成严重发展后果的一种可能性假设是植物已经进化成更具抗御力的植物，在只有一种Nup107-160复合体的损失不会导致致命，而nup96 nup160的双突变体是幼苗致死的。

TREX（TRanscription-EXport）是一种多蛋白复合物，在协调mRNA的合成，加工以及核输出方面发挥着核心作用。近期研究[18]表明拟南芥THO/TREX组件TEX1在功能上与MOS11相互作用，调节mRNA的出口和替代剪接。tex1mos11双突变植物在营养和生殖发育方面显示出明显的缺陷，相对于mos11 导致的miR173水平降低以及核中mRNA积累增加和tex1导致的tasiRNA的水平降低及未检测到mRNA输出缺陷，tex1mos11双突变体的mRNA输出缺陷明显增强。而TEX1的亚核分布基本上与剪接相关的SR蛋白的亚核分布重叠，并且在tex1中某些可变剪接事件的比例被改变，这表明拟南芥TEX1和MOS11参与mRNA和miRNA的生物发生的不同步骤，并且它们在某些方面相互作用，在其他方面独立作用。

5 SNC1蛋白核质转运的调控

对MOS6、MOS7和MOS14的研究揭示了核质蛋白在植物防御调控中的重要作用。防御调节因子对于进出核的调整似乎在提高植物的有效免疫力方面起着关键作用。

mos6突变等位基因是在snc1或snc1npr1背景的抑制基因筛选中发现的基因。[19]单突变体mos6对H.a.Noco2的敏感性增强，但对P.s.m.ES4326的抗性无变化，表明MOS6可能在细胞感染的基础防御中起着特殊的作用。绿色荧光蛋白（GFP）定位表明它集中在核内，这支持了它是一种功能性的重要 蛋白的观点。[19]对MOS6基因的图位克隆表明，该基因编码入核蛋白 3。MOS6蛋白具有入核蛋白 的典型特征，包括入核蛋白 结合区和NLS结合袋。

最近，L€黡ke D等[20]发现了剪短的NLR-NBS13蛋白（TN13），选择性地与植物中的MOS6结合，但不与其最近的同源蛋白importin- 6结合，这种结合是对Pst DC3000 AvrPto/AvrPtoB的基础抗性所必需的。在未受攻击的组织中，TN13通过其C-末端NLS在ER的细胞质侧与预先形成的复合物中的MOS6结合。在病原体刺激下，TN13通过蛋白酶从ER膜释放。从ER膜释放TN13-MOS6复合物可能允许另一个MOS6分子进入TN13的N末端的第二個NLS，并加速MOS6和入核蛋白- 的入核。在ER膜上形成预先形成的TN13-MOS6核输入复合物提供了快速刺激诱导的转运进入细胞核的机会，其中TN13可以激活防御反应。

MOS7在动物中编码一个与Nup88同源的蛋白，参与核蛋白的输出。[21]MOS7是拟南芥基因组中的一个单拷贝基因，而mos7-2缺失的T-DNA插入等位基因是致命的，因此野生型MOS7很可能是一般核蛋白保留所必需的。除参与snc1介导的防御途径外，MOS7也被认为在其他R蛋白介导的基础防御和防御中起着重要的作用。MOS 7定位于核边缘，表明其在拟南芥中作为核孔蛋白的潜在作用。

MOS14是拟南芥中的一个单拷贝基因，在基础抗性和某些TR-NB-LRR蛋白介导的抗性信号通路中都是必需的中间产物。[22]它编码与后生动物转运素-SR蛋白（TRN-SR）同源的核蛋白，TRN-SR是入核蛋白受体，在识别核定位序列（NLS）时通过核孔复合体（NPC）介导蛋白质的入核。mos14-1突变体植株中SNC1和RPS4的剪接模式发生了改变，由这些蛋白介导的抗性减弱。

6 SNC1的转录共抑制

MOS 10编码一种与无顶体高度相似的核蛋白（TPL），[23]是一种转录核心阻遏物，因此，MOS10被重新命名为TPR1。TPR 1是转录抑制因子，即TPR1通过抑制负调控因子正调控SNC1介导的免疫反应。TPR1的过表达导致类似于snc1突变体中观察到的防御表型的本构激活，包括SA积累的增加、PR基因的表达及对H.a. Noco2抗性的增强。[24]TPR1及其近似同源物的敲除或TPR1的SUMO化修饰会损害SNC1和其他几种TIR-NB-LRR型R蛋白介导的免疫，TPR1去SUMO化或过表达，增强了TPR1的转录抑制活性和TPR1-HDA19互作，减弱TPR1-SNC1互作，使植株表现出更强的免疫作用。[25]TPR1与SNC1和组蛋白去乙酰化酶（HDA19）形成复合物。免疫共沉淀实验表明TPR1与HDA19体内有联系组蛋白去乙酰化酶从组蛋白赖氨酸残基中去除乙酰基，从而增强DNA凝聚，进而抑制转录。

最近研究表明，[26]miRNA导致的缺陷可能是由于MIR基因的转录减少，而核SNC1可能与其互作蛋白TPR1一起通过抑制MIR的转录来抑制miRNA的发生。SNC1和TPR1还抑制来自3个R基因的phasiRNA的积累，并导致R基因的诱导表达，表明R基因-miRNA-phasiRNA调节模块可以放大植物免疫反应。

7 SNC1蛋白水平的调控

翻译后修饰（PTMs）是调节多种细胞功能所必需的。在大多数真核生物中，PTMs通过影响蛋白质的活性、稳定性和定位来调节蛋白质功能。在植物防御信号途径中，PTMs如磷酸化和泛素化起着重要作用。MOS5编码拟南芥中两种泛素激活酶（E1）中一种。[27]MOS5功能的丢失部分抑制snc1表型，导致R蛋白介导的防御活性受损。mos5突变体在泛素折叠结构域包含一个分子损伤，有可能破坏泛素化过程。mos5抑制了snc1的矮化表型，增强cpr1-2中观察到的发育不良的生长形态。[28]MOS5作为泛素化途径的重要组成部分，导致泛素结构被添加到目标蛋白中。[27]MOS8是ERA1的一个等位基因，编码法尼基转移酶。MOS8是异戊烯化所必需的[29]一种调节蛋白膜靶向性的PTMs。与其他ERA1等位基因一样，mos8对P.s.m ES4326和H.a. Noco2的易感性增强，揭示法尼基化在基础免疫中的作用。era1npr1双突变体显示增强的era1表型，表明ERA1在NPR1独立通路中发挥作用。

8 展望

有关拟南芥SNC1基因的功能与结构已经有了较多的研究报道，但其在其他十字花科植物与其他物种中的有关研究还较少。有研究者将SNC1转入棉花中，发现转基因植株出现了明显的免疫表型。油菜作为一种重要的经济油料作物，与拟南芥同属十字花科，但目前油菜SNC1基因的功能及其对植株免疫的调控作用仍不清楚。解析油菜中SNC1等R基因的生物学功能及其对油菜抗病性的调控机理，对于进一步利用油菜自身免疫提高其抗性，开发环境友好型防病措施从源头上减少农药的施用具有重要理论意义和实践价值。

*通讯作者：夏石头

参考文献

[1] Boller T， Felix G. A renaissance of elicitors： Perception of microbe-associated molecular patterns and danger signals by pattern-recognition receptors [J]. Annu Rev Plant Biol， 2009，60： 379-406.

[2] Hammond-Kosack KE， Jones JD. Resistance gene-dependent plant defense responses [J]. Plant Cell， 1996， 8：1773-1791.

[3] 莫旭東，邓东京，覃磊等.拟南芥SNC1基因突变对植物细胞分生和抗氧化性状的影响[J].作物研究，2016.30（5）：557-562.

[4] Li Y， Tessaro MJ， Li X， et al. Regulation of the expression of plant resistance gene SNC1 by a protein with a conserved BAT2 domain [J]. Plant Physiol， 2010， 153： 1425-1434.

[5] Zhang N， Wang Z， Bao Z. MOS1 functions closely with TCP transcription factors to modulate immunity and cell cycle in Arabidopsis [J]. Plant J， 2018， 93（1）：66-78.

[6] Tamada Y， Yun JY， Woo SC， et al. ARABIDOPSIS TRITHORAX-RELATED7 is required for methylation of lysine 4 of histone H3 and for transcriptional activation of FLOWERING LOCUS C [J]. Plant Cell， 2009， 21： 3257- 3269.

[7] Serrano M， Kanehara K， Torres M. Repression of sucrose/ultraviolet B light-induced flavonoid accumulation in microbe-associated molecular pattern-triggered immunity in Arabidopsis [J]. Plant Physiol. 2012， 158（1）：408-22.

[8] Watkinson JI.， Bowerman PA， Crosby KC. Identification of MOS9 as an interaction partner for chalcone synthase in the nucleus [J]. PeerJ. 2018， 6： e5598.

[9] Zhang Y， Cheng YT， Bi D， et al. MOS2， a protein containing G-patch and KOW motifs， is essential for innate immunity in Arabidopsis thaliana [J]. Curr Biol， 2005， 15： 1936-1942.

[10] Aksaas AK， Larsen AC， Rogne M， et al. G-patch domain and KOW motifs-containing protein， GPKOW; a nuclear RNA-binding protein regulated by protein kinase A [J]. J Mol Signal， 2011 ，6： 10.

[11] Palma K， Zhao Q， Cheng YT， et al. Regulation of plant innate immunity by three proteins in a complex conserved across the plant and animal kingdoms [J]. Genes Dev， 2007， 21： 1484-1493.

[12] Xu F， Xu S， Wiermer M， et al. The cyclin L homolog MOS12 and the MOS4-associated complex are required for the proper splicing of plant resistance genes [J]. Plant 2012， 70： 916-928.

[13] Halterman DA， Wei F， Wise RP. Powdery mildew-induced Mla mRNAs are alternatively spliced and contain multiple upstream open reading frames [J]. Plant Physiol， 2003， 131： 558-567.

[14] Germain H， Qu N， Cheng YT， et al. MOS11： A new component in the mRNA export pathway [J]. PLoS Genet， 2010， 6： e1001250.

[15] Sugiura T， Sakurai K， Nagano Y. Intracellular characterization of DDX39， a novel growth-associated RNA helicase [J]. Exp Cell Res， 2007.313： 782-790.

[16] Faria AM， Levay A， Wang Y， et al. The nucleoporin Nup96 is required for proper expression of interferon-regulated proteins and functions [J]. Immunity， 2006，24： 295-304.

[17] Wiermer M， Cheng YT， Imkampe J， et al. Putative members of the Arabidopsis Nup107-160 nuclear pore sub-complex contribute to pathogen defense [J]. Plant J， 2012， 70： 796-808.

[18] Srensen BB， Ehrnsberger HF， Esposito S.The Arabidopsis THO/TREX component TEX1 functionally interacts with MOS11 and modulates mRNA export and alternative splicing events [J]. Plant Mol Biol， 2017， 93（3）：283-298.

[19] Palma K， Zhang Y， Li X. An importin alpha homolog， MOS6， plays an important role in plant innate immunity [J]. Curr Biol， 2005， 15： 1129-1135.

[20] Roth C1， Lke D. The truncated NLR protein TIR-NBS13 is a MOS6/IMPORTIN- 3 interaction partner required for plant immunity [J]. Plant J， 2017 92（5）：808-821.

[21] Uv AE， Roth P， Xylourgidis N， et al. Members only encodes a Drosophila nucleoporin required for rel protein import and immune response activation [J]. Genes Dev， 2000， 14： 1945-1957.

[22] Xu S， Zhang Z， Jing B， et al. Transportin-SR is required for proper splicing of resistance genes and plant immunity [J]. PLoS Genet， 2011， 7： e1002159.

[23] Zhu Z， Xu F， Zhang Y， et al. Arabidopsis resistance protein SNC1 activates immune responses through association with a transcriptional corepressor [J]. Proc Natl Acad Sci， 2010， 107： 13960-13965.

[24] Long JA， Ohno C， Smith ZR， et al. TOPLESS regulates apical embryonic fate in Arabidopsis [J]. Science， 2006， 312： 1520-1523.

[25] Niu D， Lin XL， Kong X. SIZ1-mediated sumoylation of TPR1 suppresses plant immunity in Arabidopsis [J] 2018.Molecular Plant， 2019， 12（2）：215-228.

[26] Cai Q， Liang C， Wang S. The disease resistance protein SNC1 represses the biogenesis of microRNAs and phased siRNAs [J]. Nat Commun， 2018; 9（1）：5080.

[27] Goritschnig S， Zhang Y， Li X. The ubiquitin pathway is required for innate immunity in Arabidopsis [J]. PlantJ， 2007， 49：540-551.

[28] Gou M， Shi Z， Zhu Y， et al. The F-box protein CPR1/CPR30 negatively regulates R protein SNC1 accumulation [J]. 2012. Plant 69：411-420.

[29] Goritschnig S， Weihmann T， Zhang Y， et al. A novel role for protein farnesylation in plant innate immunity[J].Plant Physiol，2008.148：348-357.