茄子肉匀浆物对乳状液稳定性的影响

李 顺,卫璐琦,朱玉霞,张雅玮,MUNEER Ahmed jamali,任晓镤,刘世欣,鲍英杰,彭增起

(南京农业大学食品科技学院,食品安全与营养协同创新中心,江苏南京 210095)



茄子肉匀浆物对乳状液稳定性的影响

李 顺,卫璐琦,朱玉霞,张雅玮,MUNEER Ahmed jamali,任晓镤,刘世欣,鲍英杰,彭增起*

(南京农业大学食品科技学院,食品安全与营养协同创新中心,江苏南京 210095)

为考察茄子肉匀浆物(Eggplant flesh pulp,EFP)稳定O/W乳状液的能力及有效成分,制备不同油体积分数和不同EFP浓度的乳状液,在离心条件(4000×g,5 min)下分别通过试管测试、EFP使用水平(g/g油)、粒径大小与分布及荧光显微镜观察等,对EFP稳定的乳状液进行分析。结果表明:EFP与大豆油在均质条件下形成稳定的白色乳状液;离心条件对高EFP浓度(≥0.95%)和低油体积分数(≤0.3)乳状液中脂肪球平均粒径及分布均无显著影响(p>0.05);EFP使用水平为0.03 g/g油。荧光染色结果表明,脂肪球表面吸附了一层不溶性纤维多糖。EFP可以有效地稳定乳状液,且主要有效成分为不溶性纤维多糖。

茄子肉匀浆物,乳状液稳定性,粒径分布,荧光染色

茄子(SolanummelongenaL.)作为一种全球广受欢迎的蔬菜[1],在亚洲、中东地区、北美及欧洲广泛种植,而世界产量主要集中在中国(57%)、印度(27%)及其他亚洲国家[2]。目前,对茄子的研究主要集中在存储保鲜[3-5]和功能性结构成分[6]方面。茄子中具有高比例的不溶性膳食纤维和极低的可溶性碳水化合物[7],美国糖尿病教育计划组织(NIH)推荐经常吃茄子来预防Ⅱ-型糖尿病。

然而茄子易吸油的特性,使做出来的菜肴油脂含量高[8],这与现代健康饮食理念不符。关于茄子果肉这种亲油特性还未见报道。新鲜茄子含水量通常在90%以上[3],这说明茄子中干物质成分具有极高的持水能力。茄子这种亲油持水特性归结于茄子中丰富的不溶性纤维。一般说来,不溶性纤维主要由纤维素、半纤维素、果胶等组成,这些成分含有丰富的功能基团如羟基、醛基、羧基、羰基等,而这些功能基团具有强烈的吸水、吸油能力[9]。富含不溶性纤维的农业材料如玉米秸秆、木屑、棉纤维等经过处理后被证明有较好的亲水吸油能力,有些已被广泛地用作海上石油泄露的吸附剂[10]、食品乳化剂[11-12]等,而这些天然材料往往不具备一定的亲水吸油能力,无法吸附或者无法长期有效地稳定乳状液[13],这种差异可能是纤维的来源或处理方法不同导致[14]。

目前,一些商业化的食品乳化剂被证明容易引起一些慢性疾病[15-16],如Chassaing等[17]研究发现,低浓度的吐温-80和羧甲基纤维素易引起小鼠肥胖和代谢综合症。随着健康饮食观念的增强,人们越来越追求更加绿色安全的食品乳化稳定剂。本实验以茄子果肉为材料制成茄子肉匀浆物,研究茄子果肉稳定乳状液的乳化能力,探究维持乳状液稳定的有效成分,揭示茄子吸油持水特性的原因,为开发应用以茄子为原料的更加绿色安全的食品乳化剂提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料与仪器

紫黑色布利塔棒形茄子(直径5 cm,长20 cm)、金龙鱼大豆油 均购于苏果超市;荧光增白剂(Calcofluor White)、尼罗红(Congo red) 购于Sigma Aldrich化学公司;叠氮化钠(NaN3) 购于Sigma公司;其他试剂均为国产分析纯。

表1 去皮茄子果肉化学成分Table 1 Chemical compositions of peeled eggplant flesh

注:所有测定化学成分均为干基含量,即去皮茄子果肉烘干至恒重后再进行测定。组织捣碎机 美国Waring公司;T25高速均质机 德国IKA公司;Mastersizer 2000激光粒度仪 英国Malvern Instruments公司;Allegra 64R型号高速冷冻离心机 美国Beckman Coulter公司;正置荧光相差显微镜 日本Olympus公司。

1.2 实验方法

1.2.1 茄子肉匀浆液(EFP)的制备 将茄子去皮后,切成大小为2 cm×4 cm×1 cm的肉片放入组织捣碎机中,加入等质量的去离子水,添加茄子与水总质量0.05%的叠氮化钠(抑制微生物生长),5000 r/min斩拌4 min,得到褐变后的棕色茄子肉浆悬浮液(EFP),置于4 ℃下冷藏。

去皮后的茄子水分含量为95.21%,总固形物含量(固形物含量=100%-水分含量)为4.79%。分别参考AOAC方法[18]测定粗蛋白(N×6.25)、灰分、粗脂肪、碳水化合物含量,测定纤维素、半纤维素、木质素等不溶性纤维含量参考王金主等[19]方法。

1.2.2 乳状液的制备 制备不同EFP浓度和不同油体积分数的乳状液,4000×g离心5 min,通过比较乳状液离心前后分层变化、粒径分布变化,判断离心条件对EFP稳定的乳状液稳定性影响;同时通过荧光显微镜对脂肪球表面吸附层物质进行定性分析。

1.2.2.1 不同EFP浓度乳状液的制备 分别称取3、4.5、6、7.5、9 g的EFP,随后依次加入7.5、6、4.5、3、1.5 mL水,高速均质机12000 r/min均质1 min后,均沿管壁缓缓加入4.5 mL大豆油继续均质2 min,获得EFP浓度(w/v)分别为0.48%、0.72%、0.95%、1.19%、1.43%乳状液,整个均质过程在冰水浴中进行,乳状液油体积分数均为0.3(v/v,油添加体积/乳状液总体积)。其中,不同乳状液中EFP浓度定义如下:

式中:W为EFP的添加量,g;V为乳状液总体积,mL;4.79%为去皮茄子果肉总固形物含量;0.5为从去皮茄子果肉制成EFP过程中稀释了一倍。

1.2.2.2 不同油体积分数乳状液的制备 按照上述乳状液的制备方法,制备EFP浓度为1.43%,油体积分数(v/v,油添加体积/乳状液总体积)依次为0.1、0.2、0.3、0.4、0.5和0.6的乳状液。

1.2.3 乳状液离心稳定性 参考张瑛等[20]方法,取1.2.2制备的乳状液6 mL,4000×g离心5 min,对比分析离心前后乳状液外观分层变化与粒径分布变化。

1.2.3.1 外观分层检测 离心后乳状液通常分为三层,上层为油层,中层为油水乳化层,下层为清澈的水层,用游标卡尺测量各层体积,计算乳化层分数(乳化层体积/乳状液总体积),油在乳化层分数(乳化层油体积/乳化层体积),以及EFP使用水平,即乳化层中稳定每克油所用的EFP质量(按干基算,g/g油,乳化层EFP含量/乳化层大豆油含量),其中全文乳化层EFP含量均按总EFP添加量计算。

1.2.3.2 粒径检测 取离心前后乳状液乳化层,用激光粒度仪测定粒径,实验参数设定为:搅拌速度1200 r/min,遮光度10%～15%,水、大豆植物油的折射率依次为1.46和1.33,吸收率设定为0。每次测定获得4组测量值,每个浓度重复3次。颗粒的平均粒径用体积表面积等效平均值D3,2表示。

1.2.4 光学与荧光显微镜分析 0.1%荧光增白剂溶液(多糖蓝光下成亮白色)、0.01%尼罗红染色液(脂肪红光下成红色)与乳状液按体积比为1∶1∶1充分混合,取80 μL染色乳状液于载玻片上,加盖玻片于配有数码相机的正置荧光显微镜下,分别在光学显微镜、荧光蓝光、红光模式下观察拍照。

1.2.5 数据处理 用统计软件SPSS 13.0进行方差比较,如果方差分析效应显著,使用Duncan multiple range test进行多重比较。无特殊说明每个处理组设有3个重复。

2 结果与分析

2.1 化学成分

表1为去皮茄子果肉干基中基本化学成分。其中主要为纤维素29.78%,粗蛋白14.02%,半纤维素9.19%,说明去皮果肉中含有较高含量的不溶性纤维和一定含量的蛋白质成分,这与Hussein的研究结论基本一致[21]。

2.2 乳状液的稳定性

图1a、图1b分别反映了在油体积分数为0.3时,不同浓度乳状液离心前、离心后变化情况。随着EFP浓度的增加,乳状液分层程度逐渐降低(图1a),当乳状液EFP浓度为1.43%时,无明显出水出油现象。这可能是EFP浓度增加的同时增加了乳化层的有效密度,使乳化层整体密度与水的密度差减少,从而降低了乳状液的分层程度[22]。经离心后(图1b),随着乳状液EFP浓度增加,乳状液出水出油程度逐渐降低,当乳状液EFP浓度为1.19%、1.43%时,乳状液上层均无明显出油,出水出油量不同可能是由脂肪球表面EFP包裹差异造成的[23]。在相同油体积分数的乳状液中,高EFP浓度的乳状液稳定性更高,对离心外力破坏的耐受性更强。

表2 EFP浓度对乳化层分数,油在乳化层分数及EFP使用水平(g/g油)的影响Table 2 Cream fraction,oil fraction in creamed emulsions and usage level of EFP(g/g oil)as affected by the initial concentrations of EFP added

图1 乳状液离心前后图Fig.1 Image of emulsions before and after centrifugation注:a,b为不同浓度乳状液离心前后图,EFP浓度从左到右依次为0.48%、0.72%、0.95%、1.19%、1.43%,油体积分数均为0.3;c,d为不同油体积分数乳状液离心前后图,油体积分数从左到右依次为0.1、0.2、0.3、0.4、0.5、0.6,EFP浓度均为1.43%。

注:1离心前,2离心后,其中油体积分数为0.3,n=3;不同的小写字母表示相同EFP浓度的乳状液离心前后差异显著(p<0.05)。图1c、图1d分别反映了乳状液EFP浓度为1.43%时,不同油体积分数乳状液离心前、离心后变化。由图1c可知,随着油体积分数的增加,乳状液分层程度逐渐降低,油体积分数达到0.5、0.6时,乳状液变为均一的乳白色液体,这可能是随着油体积分数增加,越来越多的脂肪球发生聚集形成了类似凝胶的网络结构,阻止了脂肪球间的移动上浮[23];离心后(图1d),随油体积分数的增加,底层出水程度逐渐降低,上层出油程度逐渐增大(0.4～0.6)。下层出水是由于脂肪球与连续相水存在密度差,离心后脂肪球间整体上浮向上挤压,乳化层中的水被挤出而出现在下层;油体积分数较大的乳状液,由于EFP中有效成分在脂肪球表面有效覆盖较低,离心外力作用下造成脂肪球间地碰撞、融合进而发生上层出油现象。

表2为乳状液离心前后乳化层分数、油在乳化层分数及EFP使用水平的变化。离心前,随着EFP浓度的增加,乳化层分数逐渐增大,油在乳化层中的分数逐渐降低,与图1a结果一致。离心后,相同EFP浓度的乳状液乳化层分数均出现显著降低(p<0.05),油在乳化层中的分数均升高且数值稳定在0.70左右,这可能是被分散的脂肪球表面吸附的EFP浓度不足而在离心过程中发生碰撞融合,漂浮到上层,而乳状液脂肪球间空隙压缩,连续相(水)被挤出形成水层,因此乳化层分数出现急剧降低,且离心后不同浓度的乳状液油在乳化层的分数均维持在了一个相对较小的范围内波动。离心前后在相同EFP浓度的乳状液EFP使用水平无显著变化(p>0.05)。在食品工业上,通常如小分子表面活性剂、蛋白质、多糖的使用水平(g/g油)分别为0.05、0.05、1.00～1.50[22],本文EFP最低使用水平为0.03 g/g油,说明EFP具有较好稳定乳状液的能力。

2.3 离心力对乳状液脂肪球粒径影响

由图2可知,离心条件对低EFP浓度和高油体积分数的乳状液脂肪球粒径大小影响显著(p<0.05),这一结果与图1结果一致。由图2a可知,在不同EFP浓度稳定的乳状液离心前,乳状液脂肪球平均直径在50～100 μm之间,且粒径随着EFP浓度的增加而显著降低(p<0.05),脂肪球粒径大小主要是由EFP添加量决定的;离心后,EFP浓度为0.48%、0.72%的乳状液脂肪球粒径显著增大(p<0.05),EFP浓度为0.95%、1.19%和1.43%的乳状液脂肪球粒径离心前后差异不显著(p>0.05),这可能是因为低浓度的EFP在脂肪球表面吸附密度低,离心过程中剧烈地碰撞使脂肪球间大规模融合,而高浓度乳状液脂肪球表面吸附密度高,脂肪球之间吸附的球膜层有效成分形成了空间位阻[24],抵抗了离心外力破坏。

由图2b可知,在不同油体积分数的乳状液离心前,油体积分数为0.1～0.4时,乳状液脂肪球粒径随油体积分数增加差异不显著(p>0.05),油体积分数达到0.5和0.6时,脂肪球粒径显著变大(p<0.05),类似于几丁质稳定的乳状液,脂肪球粒径随着油体积分数的增大而增大[20];离心后,在油体积分数为0.5～0.6时乳状液脂肪球粒径显著增大(p<0.05)。

图2 乳状液离心前后平均粒径大小变化图(n=3)Fig.2 Mean droplet diameters of emulsion before and after centrifugation(n=3)注：不同的大写字母表示在相同处理条件下,不同EFP浓度和不同油体积分数的乳状液之间差异显著(p<0.05),不同的小写字母表示在相同EFP浓度或相同油体积分数的乳状液,离心前后差异显著(p<0.05)。

图3 乳状液离心前后粒径分布图(n=3)Fig.3 Size distribution of emulsions before and after centrifugation(n=3)注:a,b为不同EFP浓度(0.48%～1.43%)乳状液离心前后粒径分布情况,油体积分数均为0.3;c,d为不同油体积分数(0.1～0.6)的乳状液离心前后粒径分布情况,乳状液EFP浓度均为1.43%。

从图3可知,较低EFP浓度和较高油体积分数的乳状液脂肪球粒径分布峰出现了明显的偏移,这与图1、图2结果出现的出水出油及平均粒径变化规律基本一致。由图3a可知,随着EFP浓度的增加,乳状液粒径分布主峰位置逐渐左移,主峰位置由EFP浓度为0.48%时的59 μm左移到EFP浓度为1.43%时的24 μm,最高峰处粒径出现频率也由10.75%降低到7.75%,峰形从“高瘦”变成了“矮胖”,由单峰变为双峰,这与用酪蛋白稳定的O/W型乳状液研究结果相似[25],原因可能是随着EFP浓度的增加,使吸附在脂肪球表面的有效成分增加从而降低了脂肪球之间碰撞融合频率。由图3b可知,离心后,浓度为0.48%、0.72%和0.95%乳状液粒径分布主峰位置发生了剧烈的右移,最高峰处粒径频率显著下降(p<0.05),浓度为1.19%和1.43%的乳状液峰形、主峰位置及主峰处粒径对应的峰高均未发生明显偏移,与图2a结果一致,说明高EFP浓度能有效阻止由离心诱导的脂肪球之间融合,一定浓度的EFP稳定的乳状液具有较好抵御外力破坏的能力。

从图3c可知,在乳状液EFP浓度一定时,乳状液脂肪球粒度分布主峰位置随着油体积分数的增加而逐渐右移,主峰位置由油体积分数0.1时的11 μm右移到油体积分数0.6时的86.4 μm,油体积分数在0.2～0.4时,主峰位置粒径基本重合,而油体积分数为0.5和0.6时的主峰位置出现明显右移。由图3d可知,离心后油体积分数为0.1～0.4对应的粒径分布主峰位置、峰高均未出现显著的偏移(p>0.05),而0.5～0.6对应的粒径分布出现了显著的主峰右移、峰高降低(p<0.05),与图2b结果一致,EFP浓度一定时,油体积分数为0.1～0.4的乳状液有较强抵御离心诱导的脂肪球间碰撞融合的能力,0.5～0.6的乳状液在离心诱导下发生了剧烈地脂肪球间融合而出现了出油现象(图1d),主峰位置粒径均超过100 μm,峰形“矮胖”,离心后乳状液有可能发生了转相变为W/O型乳状液。

2.4 乳状液微观结构观测

由图4a～图4b可知,EFP浓度为0.95%和1.43%的乳状液在光学显微镜下均呈现大小不一的脂肪球,EFP浓度1.43%的乳状液脂肪球粒径整体小于EFP浓度0.95%的乳状液脂肪球粒径,且脂肪球间均存在不同程度的聚集。图4c～图4d结果进一步证实圆形液滴为脂肪球,荧光红光下显示红色,脂肪球之间彼此相互连接在一起,形成了一定的空间结构。图4e～图4f显示脂肪球在荧光蓝光下为黑色,脂肪球外圈(球膜层)有亮白色光圈,整体呈现为“内暗外亮”,且EFP浓度越高外圈荧光信号越强,同时连续相中也存在一定程度的亮白色荧光信号,这与衍生化的纤维素、几丁质等稳定的乳状液脂肪滴表面染色结果基本一致[17,26]。这说明吸附在脂肪球表面的物质主要为不溶性的纤维多糖类物质,与表1去皮茄子果肉中含高比例的不溶性纤维结果一致。从图4a、图4c、图4e与图4b、图4d、图4f显示,不溶性的物质吸附在脂肪球表面,这层吸附膜可有效的阻止脂肪球之间的碰撞融合;同时脂肪球间通过架桥作用相互聚集在一起形成网络结构,有研究者把这种由聚集的脂肪球网络结构叫乳状液类凝胶结构,这种结构的乳状液被认为具有一定的刚性和弹性[27-28],可以有效阻止或延缓一定强度环境外力对乳状液稳定性的破坏。这个现象很好地解释上述结果(图3),即高EFP浓度、低油体积分数的乳状液在离心条件后平均粒径大小、粒径分布峰形等均维持相对稳定而无显著性变化,从而推测出对于高EFP浓度低油体积分数的乳状液,离心条件只是压缩了原乳状液脂肪球间空间,连续相中部分水被挤出了乳化层,而脂肪球之间由于球膜层的保护及脂肪球聚集形成的网络结构的支撑,一定程度上有效的阻止了脂肪球之间的碰撞融合,离心后无明显的油从上层析出。

3 结论

EFP、水与大豆油可形成稳定的白色乳状液。EFP稳定的O/W乳状液受EFP浓度、油体积分数及离心外力的影响;乳状液的分层程度、平均粒径随EFP浓度的增加而降低,分层程度随油体积分数的增加而降低。与离心前相比,离心对低EFP浓度和高油体积分数的乳状液破坏显著,均出现了出水或出油现象;而对油体积分数为0.3、EFP浓度为1.43%的乳状液脂肪球平均粒径、粒径分布均无显著影响。荧光染色结果表明脂肪球表面包裹着一层由不溶性纤维多糖构成的球膜,它可有效阻止脂肪球间碰撞融合。EFP最低使用水平为0.03 g/g油,稳定乳状液的能力较强。茄子作为一种被广泛种植的蔬菜,其中的不溶性纤维极有可能成为食品工业乳化稳定剂家族中更绿色安全的一员。

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Effect of eggplant flesh pulp on the stability of emulsions

LI Shun,WEI Lu-qi,ZHU Yu-xia,ZHANG Ya-wei,MUNEER Ahmed jamali,REN Xiao-pu,LIU Shi-xin,BAO Ying-jie,PENG Zeng-qi*

(College of Food Science and Technology,Synergetic Innovation Center of Food Safety and Nutrition,Nanjing Agricultural University,Nanjing 210095,China)

To study the ability and effective components of eggplant flesh pulp(EFP)for stabilizing O/W emulsions,different oil volume fraction and different concentration of EFP stable emulsion were prepared. The evaluation methods for EFP stable emulsions such as tube test,usage level of EFP(g/g),droplet sizes and distribution,and fluorescence microscopy were used under centrifuge model tests(4000×g,5 min),respectively. The results showed that EFP could stabilize the emulsion with oil under condition of centrifugal. The change of oil droplet sizes and distribution at higher EFP concentration(≥0.95%)and lower oil volume fraction(≤0.3)stabilizing emulsions were no significant before and after the centrifugal(p>0.05). The usage level of EFP stable emulsions was 0.03 g/g oil. Optical fluorescence results showed that the oil droplet surface was adsorbed with a layer of insoluble fiber polysaccharides. The conclusion was that the EFP could effectively stabilize the emulsion and the main effective components were the insoluble fiber polysaccharides.

eggplant flesh pulp(EFP);emulsion stability;droplet sizes and distribution;fluorescence staining

2016-11-30

李顺(1989-)，男，硕士研究生，研究方向：食品乳化技术与乳化稳定剂，E-mail：lishun1109@126.com。

*通讯作者:彭增起(1956-)，男，博士，教授，研究方向：畜产品加工与质量控制，E-mail：zqpeng@njau.edu.cn。

公益性行业(农业)科研专项(201303144)。

TS201.1

A

1002-0306(2017)10-0085-06

10.13386/j.issn1002-0306.2017.10.009