改善全麻药发育期神经毒性的研究进展

郭 莹(综述) 黄绍强(审校)

(复旦大学附属妇产科医院麻醉科 上海 200090)

改善全麻药发育期神经毒性的研究进展

郭 莹(综述) 黄绍强△(审校)

(复旦大学附属妇产科医院麻醉科 上海 200090)

全麻药在孕、产妇及婴幼儿的应用非常广泛。有关啮齿类、哺乳类及非人灵长类的基础研究表明,全麻药可对发育中大脑产生神经毒性,造成神经细胞凋亡和神经发育受损。因此,探究改善全麻药发育期神经毒性的措施及机制对于制定临床麻醉方案,指导产科及儿科麻醉具有重要意义。本文主要综述近年来改善全麻药发育期神经毒性的研究进展,涉及的措施包括应用麻醉辅助药、内分泌激素类药物、植物提取物及营养类物质等。

全麻药; 发育期大脑; 神经细胞凋亡; 认知功能障碍

近30年来的大量基础研究表明,常用的全麻药均可对发育中大脑产生神经毒性,造成神经细胞凋亡和神经发育(包括神经元产生、突触形成、胶质细胞发育) 受损,进而可能导致成年后的认知及行为学改变。全麻药对神经发育的影响有多种表现,包括抑制神经元干细胞的增殖及分化、降低树突长度和数量、降低树突棘密度、减少突触的数量、干扰轴突末端信号及髓鞘的形成等,并且对不同脑区影响并不相同[1],这可能与各脑区神经发生的高峰不同步有关[2-3]。

全麻药致发育大脑神经毒性的机制还不明确,可能涉及线粒体动力学及完整性异常[4-5]、氧化应激、神经炎症反应、突触可塑性改变、神经营养因子受体激活等。最近在乳猪进行的研究还发现,异氟醚可干扰参与神经元可塑性调节及记忆的多个转录基因表达[1]。尽管迄今为止临床流行病学研究,包括最近开展的小儿麻醉与神经评估(pediatric anesthesia neurodevelopment assessment,PANDA)和全身麻醉与椎管内麻醉(general anesthesia,GAS)两项国际间多中心临床研究都还没有得到一致的结果,美国FDA近期发出的“药物安全警告”指出:“孕晚期或3岁以下婴幼儿接受手术或医疗操作期间重复或长时间使用全麻药或镇静药,可能影响小儿脑发育”,引起了社会的广泛关注。如何预防和改善全麻药对发育大脑的神经毒性也成为近年来的研究热点。

麻醉或麻醉辅助药物

右美托咪定(dexmedetomidine,DEX) DEX是高选择性α-2肾上腺素能受体激动剂,具有剂量依赖性的镇静、催眠、无呼吸抑制、稳定血流动力学的作用。DEX不仅对小儿非创伤性操作时的镇静有独特的优势,而且对预防和治疗小儿苏醒期躁动很有效。Liao等[6]证明用0.75%异氟醚麻醉P7大鼠6 h,在海马CA1区和DG区导致明显的神经细胞凋亡,而DEX可逆转这种损害,可能是通过激活JNK(c-Jun氨基末端激酶)和P38MAPK(促分裂原活化蛋白激酶)通路。Li等[7]发现在异氟醚暴露前20 min腹腔注射DEX可以剂量依赖性地抑制异氟醚导致的P7大鼠海马区神经细胞凋亡,异氟醚暴露期间给予DEX也能起到同样效果,而在DEX给药前脑室内注射PI3K抑制剂LY294002,可以阻断DEX神经保护作用,由此推测DEX可能是通过PI3K/Akt(磷酸肌醇-3激酶/蛋白激酶B)通路起到抗凋亡作用、在成年大鼠模型中DEX同时具有抗氧化、抗神经炎症反应作用。在发育大脑的神经保护方面,是否涉及这些作用机制还不清楚。由于DEX在围术期的应用逐渐增多,今后很有可能被利用来改善全麻药发育期神经毒性。

氙气 氙气是一种无色、无味、无嗅的惰性气体,血/气分配系数低的特点使其很容易通过血脑屏障,可以非竞争性抑制N-甲基-D-天冬氨酸受体产生麻醉作用,另外氙气通过上调抗凋亡基因Bcl-xL和下调促凋亡基因Bax的表达介导内源性线粒体抗凋亡机制[8]。氙气还可以作用于TREK-1通道(一种双孔钾离子通道) ,TREK-1通道开放可以阻断钙离子内流,减少谷氨酸释放、转运,抑制兴奋毒性。Ma等[9]发现单独暴露于75%氙气6 h不会增加幼鼠大脑皮质caspase-3蛋白的表达,而联合30%或60%氙气可以显著改善异氟醚所诱发的神经细胞凋亡,海马切片的体外实验同样证实这一现象,氙气改善异氟醚神经毒性机制可能是上调了促生存蛋白和脑源性神经营养因子。然而Cattano等[10]认为,氙气具有两面性,单独暴露70%氙气或0.75%异氟醚4 h都会导致神经细胞凋亡增加,而两者联合,氙气不仅增加了麻醉深度还抑制了异氟醚所致的凋亡基因的活性。由于氙气价格昂贵、制备和管理技术上不成熟,限制了其在临床的应用。

瑞芬太尼 瑞芬太尼是目前较常用的阿片类药物,因为其起效和代谢都非常迅速,易于调控,因此在孕妇非产科手术、合并心脑血管疾病的产妇剖宫产手术、分娩期EXIT手术以及小儿手术麻醉中的应用有逐渐增多的趋势。此外,近几年该药也用于静脉分娩镇痛,尤其当产妇不适合进行椎管内阻滞镇痛时。Tourrel等[11]通过体外实验表明瑞芬太尼不会造成神经细胞坏死,反而有抗凋亡作用,降低caspase-3和Bax蛋白的表达水平,其主要通过抑制内源性凋亡途径产生抗凋亡作用。实验表明,瑞芬太尼保护了线粒体的完整性,并降低内源性凋亡途径中蛋白caspase-9的表达水平,而对外源性凋亡通路中蛋白caspase-8的表达没有影响。瑞芬太尼保护作用的靶点在大脑皮层浅层,这种保护作用可以被阿片受体和NMDA受体拮抗剂所拮抗。NMDA有抗凋亡和兴奋毒性双重作用,瑞芬太尼增强了NMDA的抗凋亡作用,却不增加它的兴奋毒性作用。瑞芬太尼的这种作用仍然需要在体实验来证实,并且,当瑞芬太尼与其他全麻药联合应用时,是否可以减轻全麻药对于发育中大脑的神经毒性仍有待于进一步研究。

内分泌激素类

促红细胞生成素(erythropoietin,EPO) EPO主要产生于胎儿肝脏和成人肾脏,另外,子宫和大脑也产生EPO。在神经系统中,EPO及其功能受体(EPOR)在神经细胞、胶质细胞和血管内皮细胞均有表达。人类的EPO及其功能受体随着生长发育表达部位及表达量不断变化。EPO有抗炎、抗氧化、抗惊厥、神经营养、促血管生成及促神经元再生的功能[12]。在大鼠脑皮质缺血模型中,EPO治疗可引起大量与神经突触可塑性相关的基因上调,且只有在表达EPOR的大鼠成神经细胞瘤细胞B104中发现Egr2/K20基因明显上调,无EPOR的B104细胞中无任何基因上调,提示EPO是通过与EPOR结合而发挥神经保护作用[13]。Ocmen等[14]将P7大鼠暴露于1.5%异氟醚6 h中发现前额皮质大量神经元凋亡,神经元凋亡可被EPO剂量依赖性逆转。在新生大鼠皮层神经元体外培养实验中,暴露于10 μmol/L氯胺酮24 h能显著降低神经元存活率,而联合EPO可以剂量依赖性地改善神经元活性,当用PI3K阻断剂LY294002预处理后,EPO的保护作用消失,推测EPO可能是通过PI3K通路起抗凋亡的神经保护作用[15]。目前临床上EPO已广泛用于早产儿贫血、肾性贫血的治疗,其安全性和有效性已得到证实,对新生儿的脑保护作用也逐渐被人们认识,并成为近年研究热点。

雌二醇 雌二醇作为一种内源性神经活性甾体对大脑早期发育发挥着十分重要的作用,同时对多种神经损伤可产生保护效应。雌激素可促进脑内神经细胞轴突和树突生长,建立并维持突触的结构和功能[16]。雌激素还能促进胚胎神经干细胞和非成年神经干细胞增生,诱导胚胎干细胞向神经元方向分化,但对成年神经干细胞无作用[17]。Rirozan等[18]在P4小鼠腹腔注射酒精6 g/kg之前30 min皮下给予17β-雌二醇300～900 μg/kg,增加了脑源性神经营养因子(brain-derived neurotrophic factor,BNDF) mRNA和蛋白水平的表达,改善了小脑蚓部浦肯野细胞变性及数量并减弱了肌肉运动障碍,可能是激活的雌激素受体与由神经营养因子激活的细胞内信号通路相互作用导致。雌激素和神经营养因子在中枢神经系统的很多区域发挥相互作用,雌激素调节神经营养因子及其受体的表达,同样神经营养因子调节雌激素及其受体的表达[19]。李建立等[20]的研究也证实17-β雌二醇可减轻氯胺酮诱导的新生大鼠皮层神经细胞凋亡,其机制可能与增加pAkt蛋白的表达同时降低pGSK-3β蛋白表达有关。雌激素替代治疗目前临床应用于治疗帕金森症、阿尔茨海默症等,但由于其可能会增加脑卒中的发生率临床应用受到限制。

褪黑素(melatonin,MT) MT是由松果体主要合成与分泌的一种重要吲哚类神经内分泌激素,具有一定的镇静催眠、抗焦虑和镇痛等作用。MT有高度脂溶性和水溶性,易穿过血脑屏障与神经元细胞膜和细胞核上的受体结合,抑制胞膜和核内DNA脂质过氧化物形成,减少线粒体内高浓度ROS(活性氧)积聚从而减缓氧化应激诱导的细胞凋亡[21]。内源性MT分泌会受到麻醉和手术的影响。Karkele等[22]研究表明,不论是椎管内麻醉还是全麻,简单整形外科手术后当晚患者的MT分泌都明显减少,并持续至术后第2天。动物实验显示,无手术和其他药物影响,单纯丙泊酚麻醉的大鼠苏醒后3 h外周血MT浓度下降,而苏醒20 h后MT分泌又显著升高[23]。Yon等[24]用鸡尾酒法(咪达唑仑、异氟醚、氧化亚氮)麻醉P7大鼠,同时联合4种剂量(1、5、10、20 mg/kg,s.c)的MT,结果发现麻醉导致的大脑皮层和前丘脑的神经元凋亡可被MT剂量依赖性地改善,其机制可能是通过上调了抗凋亡蛋白Bcl-xl、抑制了线粒体途径中Cyt-c 释放入细胞质及减少了下游Caspase-3活化,进而减少发育神经元凋亡。今尚未有MT严重毒性作用和不良反应的报道,其安全剂量范围广,可能具有较高的临床应用价值。

植物提取成分

姜黄素 姜黄素是从姜科姜黄属植物姜黄根茎中提取的一种多酚类物质,对中枢神经退行性疾病有改善作用。姜黄素作为一种强抗氧剂,通过调节体内氧化-还原平衡,减少氧化应激造成的损伤从而发挥其神经保护作用。在大脑中,趋化因子主要由星形胶质细胞及小胶质细胞分泌。RANTES(调节T细胞表达和分泌的趋化因子)和细胞因子在炎症过程中既有保护和修复的作用,也有增加慢性炎症及过度炎症反应的作用。Lin等[25]用0～2 天 SD大鼠取脑组织培养星形胶质细胞,姜黄素(0～10 μmol/L)预处理24 h后,原代培养的星形胶质细胞中RANTES mRNA和蛋白表达增加,用PI3K和MAPK抑制剂处理后,这种表达显著下调,推测姜黄素通过PI3K和MAPK信号传导途径提高神经元活性和突触功能,增强神经元可塑性,减少凋亡,产生神经保护作用。Ji等[26]研究发现,P6小鼠暴露于3%七氟醚(每天2 h持续3天),导致前额皮质与海马神经细胞凋亡、炎症及氧化应激反应,其后出现神经认知功能障碍,而麻醉前30 min腹腔注射姜黄素20 mg/kg可以逆转七氟醚所致的神经损害。姜黄素资源广泛,但水中溶解性差,不易透过血脑屏障在一定程度上限制其应用。目前为增加姜黄素溶解度及生物利用度开发各种水溶性制剂,以使其发挥最大药理效应。

芦丁 芦丁来源于芸香叶、烟叶、枣等植物中,因其有降低毛细血管通透性和脆性的作用,在临床上常用于防治高血压脑溢血、糖尿病视网膜出血和出血性紫癜等,此外,芦丁还有抗炎、抗病毒、抗氧自由基的作用。体外实验硝普钠诱导的神经细胞损伤模型中,芦丁在6.25～100 μg/mL之间有显著地对抗硝普钠并促进细胞存活的作用,这种作用呈浓度依赖性,ERK1/2蛋白激酶可能发挥抗氧自由基及抗凋亡的神经保护作用[27]。S100B作为反映脑损伤程度的特异蛋白,对钙稳定的维持和学习记忆发挥一定作用,其可以从损伤部位渗出进入脑脊液中,再经血脑屏障进入外周血液中[28],影响钙动态平衡。在Man等[29]研究中,P7小鼠暴露于2.9%七氟醚或/和异丙酚 (150 mg/kg b.wt)均产生明显的神经元凋亡,表现为caspase-3表达增加及血浆S100B水平升高,出生后2～21天小鼠持续口服芦丁20或50 mg/kg (b.wt),可以减少麻醉药所致神经元凋亡数量、降低S100B表达水平及改善记忆和认知功能。

营养类物质

OMEGA-3不饱和脂肪酸 OMEGA-3不饱和脂肪酸又叫n-3多不饱和脂肪酸(n-3PUFAs),具有抗炎、调节血脂、舒张血管等作用,并且有益于神经系统结构和功能发育,是人类不可或缺的营养元素。二十二碳六烯酸(DHA)是中枢神经系统中最为丰富的n-3PUFAs,约占脑灰质总脂肪酸含量的10%,n-3脂肪酸缺乏可以使脑内DHA含量显著下降。发育过程中DHA缺乏可导致学习和认知功能障碍,补充DHA可以增强幼鼠和老年鼠长时程记忆[30],表明DHA对中枢神经系统功能终身均有重要作用。DHA有促进神经突触生长、促进神经元再生、调节学习和记忆功能、改善行为及抗炎的作用。雌性SD大鼠从孕2天至出生后14天给予富含n-3PUFAs(鱼油,1 000 mg/胶囊含有120 mg DHA和180 mg EPA)饮食,对其新生的P7大鼠暴露于3%七氟醚6 h,与未服用者相比,孕期服用n-3PUFAs可减少新生大鼠皮层神经细胞凋亡、减轻海马DG区神经祖细胞增殖的抑制及改善了成年后行为学障碍[31]。DHA被联合国推荐为“儿童营养食品添加剂”。因此利用其来改善全麻药发育期神经毒性可能是一个安全的选择。

左旋肉碱 左旋肉碱是一种促使脂肪转化为能量的类氨基酸。服用左旋肉碱能够在减少身体脂肪、降低体重的同时,不减少水分和肌肉,2003年被国际肥胖健康组织认定为最安全无不良反应的减肥营养补充品。受精后48 h斑马鱼的胚胎在暴露2 mmol/L的氯胺酮2 h后出现心率降低,乙酰左旋肉碱可逆转氯胺酮的效应,可能是乙酰左旋肉碱激活了L-型Ca通道,导致细胞外钙离子内流。氯胺酮是NMDA受体拮抗剂,可抑制钙离子内流,从而影响线粒体ATP合成酶的活性,抑制ATP生成,而乙酰左旋肉碱可通过旁路影响ATP合成酶的活性,进而促进ATP的产生[32]。左旋肉碱的这一生物效应也正是临床麻醉所需,既不影响麻醉效应又可促进能量转化、保护重要器官的功能,具有广阔的应用前景。

维生素C 维生素C作为一种抗氧化剂,能减轻氧化应激和乙醇导致的神经毒性作用[33]。维生素D3也能保护发育中大脑免受氯胺酮的神经损害。P7的动物预先给予20 mg/kg的维生素D3能明显减轻氯胺酮造成感觉皮层区的细胞凋亡(高达50%以上)[34]。烟碱是炎性因子前体阻断剂,能抑制异氟醚导致的TNF-ɑ、IL-6和IL-1β增高,从而保护发育大脑。最近发现1 mg/kg的烟碱能降低Bax,抑制细胞色素C的释放和凋亡蛋白Caspase-3的激活,从而抑制氯胺酮对新生大鼠的神经毒性[35]。维生素类药物安全性高,作为神经保护药可能具有比较好的应用前景。

其他

锂(Li)盐 Li是治疗躁狂症的首选药物,还可用于治疗成人急性脑损伤及慢性神经退行性疾病(阿尔茨海默症、帕金森症、Tau蛋白病变、亨廷顿病等 )。NMDA受体阻滞剂通过抑制PI3K/AKT和刺激GSK-3β促进细胞凋亡,而Li为GSK-3β抑制剂,可减轻麻醉对发育大脑神经毒性,其神经保护作用的靶点包括ERK,PI3K/AKT和磷脂酶C[36]。最新研究发现,P6恒河猴暴露于异氟醚6 h后,下丘脑和大脑皮层广泛神经细胞凋亡,星形胶质细胞的凋亡主要位于纹状体和放射冠,星形胶质细胞对神经元的再生和维持起重要作用,而用Li预处理可以显著减少神经细胞和星形胶质细胞凋亡[37],不过Li是否能改善异氟醚所致的远期认知功能障碍需进一步研究。

环境多样化(enriched-environment,EE) EE最早源于Hebb的研究,他将大鼠暴露于多样化的环境中,发现大鼠的水迷宫试验成绩提高。多样化环境目前还没有明确的定义,其总原则是增加感官刺激、自愿物理运动、社会性刺激及交往的机会。七氟醚暴露P6-P8小鼠可致认知功能损伤伴随前额皮层和海马微清蛋白(parvalbumin,PV)表达降低,PV是中间神经元,可通过GABA释放控制锥体神经元的放电活动,调节长时程增强,进而影响学习和记忆,麻醉后P8-P90接受EE干预可逆转PV神经元表型缺失及神经认知损伤[38]。Shen等[39]将P6小鼠暴露于3%七氟醚每天2 h持续3天,麻醉暴露结束后于P8-P30接受EE干预,P30-P36进行水迷宫实验,结果显示EE能改善七氟醚所致的认知障碍,同时,用IBA1阳性细胞作为小胶质细胞激活的标志,结果未见到海马区小胶质细胞数量的改变,这提示EE改善七氟醚所致认知障碍的机制可能与神经炎症反应无关,而是其他原因比如促进神经发生和突触功能。不仅麻醉后早期暴露于多样化环境中能改善神经损害,Shih等[40]发现,延迟的多样化环境也可以逆转七氟醚所致新生大鼠的短期记忆障碍,在他们的研究中,P7大鼠暴露于1MAC七氟醚4 h,然后在P28才开始接触多样化环境,P63开始的行为学实验仍然得到令人鼓舞的结果。EE为改善全麻药发育期神经毒性提供了新思路,这在临床和实际生活中是简单易行并且往往或多或少都有实施的方法,这也许可以部分解释为什么麻醉药发育期神经毒性的动物实验都得到了阳性结果,但临床流行病学的研究结果却并不一致的原因。

结语 大量基础研究表明,常用全麻药都可能对发育中大脑产生神经毒性,尽管目前还没有临床流行病学资料证实,但这一问题已经成为产科和儿科麻醉医师关注的重点。预防性应用特定的药物或措施进行干预以减小麻醉药造成的神经毒性并改善长期认知功能对于发育中大脑显得尤为重要。上述各种对发育大脑神经保护措施都还处于动物实验阶段,尚未进入临床应用,包括干预时机、药物剂量、用法等等都还需要进一步深入研究来明确。只有那些本身不良反应小、神经保护作用效果确切、获得和使用方便的药物和方法才能真正用于临床。生物技术与物理因素及化学药物相互结合可能比单一神经保护措施效果好。与在幼年期接受短时间全麻药暴露的儿童相比,一些在新生儿重症监护病房接受长期治疗的新生儿,因接受麻醉药和镇静药治疗的时间更长,对神经发育的影响表现更突出,更值得关注。

[1] BROAD KD,HASSELL J,FLEISS B,etal.Isoflurane exposure induces cell death,microglial activation and modifies the expression of genes supporting neurodevelopment and cognitive function in the male newborn piglet brain[J].PLoSOne,2016,11(11):e166784.

[2] DENG M,HOFACER RD,JIANG C,etal.Brain regional vulnerability to anaesthesia-induced neuroapoptosis shifts with age at exposure and extends into adulthood for some regions[J].BrJAnaesth,2014,113(3):443-451.

[3] HOFACER RD,DENG M,WARD CG,etal.Cell age-specific vulnerability of neurons to anesthetic toxicity[J].AnnNeurol,2013,73(6):695-704.

[4] ZHAO T,LI C,WEI W,etal.Prenatal ketamine exposure causes abnormal development of prefrontal cortex in rat[J].SciRep,2016,6:26865.

[5] BAI X,YAN Y,CANFIELD S,etal.Ketamine enhances human neural stem cell proliferation and induces neuronal apoptosis via reactive oxygen species-mediated mitochondrial pathway[J].AnesthAnalg,2013,116(4):869-880.

[6] LIAO Z,CAO D,HAN X,etal.Both JNK and P38 MAPK pathways participate in the protection by dexmedetomidine against isoflurane-induced neuroapoptosis in the hippocampus of neonatal rats[J].BrainResBull,2014,107:69-78.

[7] LI Y,ZENG M,CHEN W,etal.Dexmedetomidine reduces isoflurane-induced neuroapoptosis partly by preserving PI3K/Akt pathway in the hippocampus of neonatal rats[J].PLoSOne,2014,9(4):e93639.

[8] PRECKEL B,WEBER NC,SANDERS RD,etal.Molecular mechanisms transducing the anesthetic,analgesic,and organ-protective actions of xenon[J].Anesthesiology,2006,105(1):187-197.

[9] MA D,WILLIAMSON P,JANUSZEWSKI A,etal.Xenon mitigates isoflurane-induced neuronal apoptosis in the developing rodent brain[J].Anesthesiology,2007,106(4):746-753.

[10] CATTANO D,WILLIAMSON P,FUKUI K,etal.Potential of xenon to induce or to protect against neuroapoptosis in the developing mouse brain[J].CanJAnaesth,2008,55(7):429-436.

[11] TOURREL F,de LENDEU PK,ABILY-DONVAL L,etal.The antiapoptotic effect of remifentanil on the immature mouse brain[J].AnesthAnalg,2014,118(5):1041-1051.

[12] PANKRATOVA S,KIRYUSHKO D,SONN K,etal.Neuroprotective properties of a novel,non-haematopoietic agonist of the erythropoietin receptor[J].Brain,2010,133(8):2281-2294.

[13] MENGOZZI M,CERVELLINI I,VILLA P,etal.Erythropoietin-induced changes in brain gene expression reveal induction of synaptic plasticity genes in experimental stroke[J].ProcNatIAcadSciUSA,2012,109(24):9617-9622.

[14] OCMEN E,DERBENT A,MICILLI SC,etal.Erythropoietin diminishes isoflurane-induced apoptosis in rat frontal cortex[J].PaediatrAnaesth,2016,26(4):444-451.

[15] SHANG Y,WU Y,YAO S,etal.Protective effect of erythropoietin against ketamine-induced apoptosis in cultured rat cortical neurons:Involvement of PI3K/Akt and GSK-3 beta pathway[J].Apoptosis,2007,12(12):2187-2195.

[16] KLINGE CM.Estrogen receptor interaction with co-activators and co-repressors [J].Steroids,2000,65(5):227-251.

[17] BRANNVALL K.Estrogen-Receptor-Dependent regulation of neural stem cell proliferation and differentiation[J].MolCellNeurosci,2002,21(3):512-520.

[18] FIROZAN B,GOUDARZI I,ELAHDADI SM,etal.Estradiol increases expression of the brain-derived neurotrophic factor after acute administration of ethanol in the neonatal rat cerebellum[J].EurJPharmacol,2014,732:1-11.

[19] CD T,RC M,WD B,etal.Estrogen receptors colocalize with low-affinity nerve growth factor receptors in cholinergic neurons of the basal forebrain.[J].ProcNatIAcadSciUSA,1992,89:4668-4672.

[20] 李建立,吴红海,史海水,等.17Β雌二醇对氯胺酮诱导发育期大鼠神经细胞凋亡的影响[J].临床麻醉学杂志,2015,31(8):806-808.

[21] YOO YM,YIM SV,KIM SS,etal.Melatonin suppresses NO-induced apoptosis via induction of Bcl-2 expression in PGT-beta immortalized pineal cells[J].JPinealRes,2002,33(3):146-150.

[22] KARKELA J,VAKKURI O,KAUKINEN S,etal.The influence of anaesthesia and surgery on the circadian rhythm of melatonin[J].ActaAnaesthesiolScand,2002,46(1):30-36.

[23] DISPERSYN G,PAIN L,TOUITOU Y.Propofol anesthesia significantly alters plasma blood levels of melatonin in rats[J].Anesthesiology,2010,112(2):333-337.

[24] YON J,CARTER LB,REITER RJ,etal.Melatonin reduces the severity of anesthesia-induced apoptotic neurodegeneration in the developing rat brain[J].NeurobiolDis,2006,21(3):522-530.

[25] LIN M,HUNG K,CHIU W,etal.Curcumin enhances neuronal survival in N-methyl-d-aspartic acid toxicity by inducing RANTES expression in astrocytes via PI-3K and MAPK signaling pathways[J].ProgNeuropsychopharmacolBioPsychiatry,2011,35(4):931-938.

[26] JI M,QIU L,YANG J,etal.Pre-administration of curcumin prevents neonatal sevoflurane exposure-induced neurobehavioral abnormalities in mice[J].NeuroToxicology,2015,46:155-164.

[27] 张浪,赖永长,汪海涛,等.芦丁对神经细胞氧化损伤的保护作用[J].中药材,2014,37(4):640-644.

[28] PETZOLD A,KEIR G,LIM D,etal.Cerebrospinal fluid (CSF) and serum S100B:Release and wash-out pattern[J].BrainResBull,2003,61(3):281-285.

[29] MAN YG,ZHOU RG,ZHAO B.Efficacy of rutin in inhibiting neuronal apoptosis and cognitive disturbances in sevoflurane or propofol exposed neonatal mice[J].IntJClinExpMed,2015,8(8):14397-14409.

[30] CAO D,KEVALA K,KIM J,etal.Docosahexaenoic acid promotes hippocampal neuronal development and synaptic function[J].JNeurochem,2009,111(2):510-521.

[31] LEI X,ZHANG W,LIU T,etal.Perinatal supplementation with omega-3 polyunsaturated fatty acids improves sevoflurane-induced neurodegeneration and memory impairment in neonatal rats[J].PLoSOne,2013,8(8):e70645.

[32] GUO X,DUMAS M,ROBINSON BL,etal.Acetyl L-carnitine targets adenosine triphosphate synthase in protecting zebrafish embryos from toxicities induced by verapamil and ketamine:An in vivo assessment[J].JApplToxicol,2017,37(2):192-200.

[33] NASEER MI,ULLAH N,ULLAH I,etal. Vitamin C protects against ethanol and PTZ-induced apoptotic neurodegeneration in prenatal rat hippocampal neurons[J].Synapse,2011,65(7):562-571.

[34] TURNER CP,GUTIERREZ S,LIU C,etal.Strategies to defeat ketamine-induced neonatal brain injury[J].Neuroscience,2012,210:384-392.

[35] ULLAH N,ULLAH I,LEE HY,etal.Protective function of nicotinamide against ketamine-induced apoptotic neurodegeneration in the infant rat brain[J].JMolNeurosci,2012,47(1):67-75.

[36] XIA Y,WANG C Z,LIU J,etal.Lithium protection of Phencyclidine-Induced neurotoxicity in developing brain:The role of phosphatidylinositol-3 Kinase/Akt and Mitogen-Activated protein kinase Kinase/Extracellular Signal-Regulated kinase signaling pathways[J].JPharmacolExpTher,2008,326(3):838-848.

[37] NOGUCHI KK,JOHNSON SA,KRISTICH LE,etal.Lithium protects against anaesthesia neurotoxicity in the infant primate brain[J].SciRep,2016,6(35):22427.

[38] 张慧,孙晓茹,唐会,等.丰富环境对新生小鼠暴露于七氟醚所致微清蛋白中间神经元表型缺失及认知功能损伤的影响[J].临床麻醉学杂志,2016,32(2):156-160.

[39] SHEN X,DONG Y,XU Z,etal.Selective anesthesia-induced neuroinflammation in developing mouse brain and cognitive impairment[J].Anesthesiology,2013,118(3):502-515.

[40] SHIH J,MAY LD,GONZALEZ HE,etal.Delayed environmental enrichment reverses sevoflurane-induced memory impairment in rats[J].Anesthesiology,2012,116(3):586-602.

Progress of ameliorating the neurotoxicity of anaesthetics on developing brain

GUO Ying, HUANG Shao-qiang△

(DepartmentofAnesthesiology,ObstetricsandGynecologyHospital,FudanUniversity,Shanghai200090,China)

General anesthetics are widely used in pregnant women,gravidas and infants.In the basic studies of rodents,mammals and non-human primate,general anesthetics can cause neurotoxicity,neuroapoptosis and damage neurodevelopment on the developing brain.Therefore,To explore protective measures and mechanism of anesthetic neurotoxicity is of great significance for formulating clinical anesthesia plan,guiding clinical obstetrics and pediatric anesthesia.This article reviewed the progress of ameliorating the neurotoxicity of general anaesthetics on developing brain including anesthetic assistants,hormone drugs,plant extracts,nutritional components and others.

general anesthetics; developing brain; neuroapoptosis; cognitive impairment

R614

B

10.3969/j.issn.1672-8467.2017.04.025

2016-09-19;编辑:王蔚)

上海市自然科学基金(15ZR1404600)

△Corresponding author E-mail:timrobbins@163.com

*This work was supported by the Natural Science Foundation of Shanghai,China (15ZR1404600).