外泌体与病毒感染及HBV相关肝病的关系

贾小芳， 褚巧芳， 袁正宏，

(1 上海市公共卫生临床中心， 复旦大学， 上海 201508； 2 医学分子病毒学教育部/卫生部重点实验室，基础医学院病原生物学系， 上海医学院， 复旦大学， 上海 200032)

外泌体与病毒感染及HBV相关肝病的关系

贾小芳1， 褚巧芳2， 袁正宏1，2

(1 上海市公共卫生临床中心， 复旦大学， 上海 201508； 2 医学分子病毒学教育部/卫生部重点实验室，基础医学院病原生物学系， 上海医学院， 复旦大学， 上海 200032)

HBV感染后可导致肝脏组织炎症和肝细胞坏死，甚至发生肝纤维化等病理变化，驱动着“慢性肝炎-肝硬化-肝癌”的进展，但其机制尚不完全明了。被HBV感染的肝细胞与其他未感染细胞及宿主免疫系统之间发生相互作用的可能机制即通过肝脏微环境中由外泌体介导的细胞与细胞间的相互沟通。多项研究表明病毒感染可以调节外泌体的生成并影响其组成，病毒microRNA、蛋白质甚至整个病毒都可能被包裹进入外泌体，从而影响病毒的免疫识别或调节邻近细胞的功能。阐述了外泌体的产生和组成，及其在病毒感染过程中的作用，并进一步对外泌体与HBV感染等方面的研究进展进行了讨论。

外泌体； 肝炎病毒， 乙型； 肝疾病

肝脏是HBV复制的主要器官，但HBV并不具备细胞毒性，不直接引起肝细胞病变，肝脏损伤和病毒控制及抑制疾病的转归都决定于病毒复制和宿主免疫反应之间复杂的相互作用。肝脏特有的组织微环境由肝实质细胞、各类肝非实质细胞、肝血窦、窦周隙及各种细胞所表达产生的各类因子和产物等构成，被HBV感染的肝细胞与其他未感染细胞及宿主免疫系统之间发生相互作用的一个可能机制，即通过肝脏微环境中由外泌体介导的细胞与细胞间相互沟通。

外泌体是一种可由多种细胞分泌到胞外的直径为纳米级别(40～150 nm)的膜性囊泡。多种哺乳动物细胞可以分泌外泌体，其可被邻近的细胞吸收、降解或者进入体液，随体液在全身流通。外泌体内含有独特的蛋白质、脂质和核酸等物质，大量研究发现外泌体介导的脂类、蛋白质及编码和非编码RNA等的运输广泛参与了细胞内和细胞间的生理过程，如抗原递呈、先天免疫、肿瘤的发生发展等。近年来，越来越多的研究开始关注外泌体作为细胞间物质和信息的传递工具在病原体感染中的生理功能和意义。不断有证据表明宿主外泌体通路可被病毒利用，受病毒影响和改造的外泌体有助于病毒的扩散和免疫逃逸。本文将对外泌体的来源，外泌体的结构和分子组成，外泌体的生成、分泌和摄取途径，外泌体的功能及其在病毒感染特别是HBV感染及致病中的作用进行阐述。

1 胞外囊泡的分类及外泌体的来源

受体和配体相互作用，以及直接的细胞和细胞相互作用，长期以来被认为是细胞间相互沟通的主要方式。最近几十年来，一种新的介导细胞和细胞间信息和物质交换的具有包膜的细胞外囊泡越来越受到研究人员的关注。细胞会分泌大量囊泡到胞外空间，细胞的类型、起源以及它们目前所处的状态(如在分化状态下、被刺激或处在压力情况下)决定了其分泌囊泡的种类。胞外囊泡是可由多种细胞分泌的信号细胞器，它在原核和真核生物中都高度保守。根据它们的起源机制，这些膜状囊泡可以分为外泌体、微泡和凋亡小泡[1-2]。外泌体是直径最小的囊泡 (直径约40～150 nm)，在电子显微镜下观察呈杯状。在生理或病理状态下，多囊泡体与细胞质膜融合后，成为外泌体从细胞中释放出来[3-5]。脱落微泡是直径约为50～1000 nm的大囊泡，直接由细胞质膜产生，而凋亡大泡由处于凋亡状态的细胞所产生[4,6]。目前有很多研究关注外泌体在细胞间信号转导等方面发挥的重要作用，而针对脱落微泡和凋亡小泡的研究较少。自1987年Johnstone等[7]首次对外泌体进行了描述之后，其一直是研究人员关注的焦点。目前对于外泌体的定义为：外泌体是起源于胞浆内吞体来源的多囊泡体，并由细胞分泌至胞外的直径40～150 nm，包含脂质、核酸和蛋白质的囊泡结构，其大量存在于血液、尿液、唾液和母乳中。

2 外泌体的结构和分子组成

外泌体由脂质双层膜组成，与细胞质膜相似。内层膜和外层膜在磷脂组成上差别不大。外泌体膜富含鞘磷脂、磷脂酰丝氨酸、糖脂GM3和磷酸乙醇胺，同时富含一些以糖基磷脂酰肌醇为靶点的蛋白质，如乙酰胆碱脂酶、淋巴细胞功能相关抗原3、裂解促进因子和膜反应性溶解抑制物等[8-9]。

外泌体中的蛋白质分为两类，即所有不同细胞来源的外泌体都具有的蛋白质，和不同类型细胞分泌的外泌体所特有的蛋白质。第一类蛋白质只是外泌体生成和行使功能所必需的保守蛋白质，包括细胞骨架蛋白质、吸附蛋白、参与膜融合的蛋白质、细胞信号转导分子、代谢酶、伴侣蛋白、四皂苷家族和多泡体形成蛋白质[8,10]。外泌体腔中也包含很多种生物分子，如骨架相关的结构蛋白质，初级和次级内吞体中的部分蛋白质，如Rabs、TSG101和Alix。外泌体中还含有很多热刺激蛋白和伴侣蛋白，如HSP70和HSP90等。许多跨膜蛋白也被整合到外泌体的脂质双层膜中，如四旋蛋白、转铁蛋白受体和乙酰胆碱酯酶等。四旋蛋白是一个4次跨膜的蛋白质，它在外泌体的脂质双层膜中形成了一个特殊的平台，能与其他细胞表面受体、细胞内的信号蛋白和骨架蛋白质相互作用，而且它可以介导外泌体膜与受体细胞的质膜相融合。外泌体也包含来自内吞体的一些蛋白质，如LAMP1、LAMP2和ESCRTs等[11]。第二类蛋白质包括外泌体来源细胞所特有的蛋白质，负责行使其来源细胞所特有的功能[3]。如被感染的细胞分泌的外泌体中包含病原体抗原，能够诱导激活天然免疫细胞如树突状细胞和巨噬细胞。起源于免疫细胞的外泌体通常包含免疫调节相关的蛋白质，如TNFα、IL-1和IL-18等。来源于T淋巴细胞的外泌体中会表达T淋巴细胞受体以及T淋巴细胞共刺激和黏附受体。而起源于B淋巴细胞的外泌体则表达B淋巴细胞受体、Fc受体、MHCⅡ等。起源于成熟树突状细胞的外泌体则表达NFGE8、FasL和TRAIL等。近期的研究表明，来源于肿瘤细胞的外泌体通常表达免疫抑制配体，如NKG2D等，它的表达有利于肿瘤细胞逃避T淋巴细胞和自然杀伤细胞(NK细胞)的杀伤作用。外泌体中大部分蛋白质都是被泛素化修饰的，这表明外泌体中的蛋白质如果没有通过这种方式分泌到细胞外，均会进入溶酶体中被降解，因此外泌体的分泌出胞是细胞排出胞内不需要的蛋白质的一种方式。

除了蛋白质以外，外泌体还可以携带RNA[12]。只有特定的mRNA才会被分泌到外泌体中，所以细胞内和外泌体中的mRNA是截然不同的。而且，外泌体中的mRNA是有功能的，可以在受体细胞中被翻译成完整的蛋白质而发挥作用。外泌体同时也包含microRNA(miRNA)，其在转录后可调节基因的表达和功能。同样，只有特定的miRNA才会被包裹进入外泌体内，因此外泌体中的miRNA和细胞内的miRNA谱也是不相同的。外泌体中的miRNA具有特定的功能，在成功被受体细胞吸收之后，它们可以修饰目标mRNA发挥相应的功能。miRNA能被特异的包装进入外泌体，这种包装让miRNA在体内保持稳定，使其在体液循环中能够被检测到。由于外泌体中携带的miRNA的特殊性，在不同的病理状态下外泌体中包裹的miRNA及其水平变化，可以作为预测疾病进展的潜在分子标志物[12-13]。

3 外泌体的分泌途径及摄取

外泌体是纳米级别的囊泡结构，通过细胞内胞吞作用通路形成，最终释放到细胞外[3,5,14]。内吞体根据在细胞内吞作用的不同时间阶段可分为初级内吞体、次级内吞体和再循环内吞体，它们可以通过GTP结合Rabs等蛋白质标志物进行区分，这3种内吞体形态上也有所不同。一旦在内吞作用中的囊泡被释放，它们首先与初级内吞体融合，然后再成长为次级内吞体，次级内吞体以多囊泡体的形式呈现。转运必需内吞体分选复合物在外泌体的形成过程中起着非常重要的作用[15-16]。一些信号蛋白质如Rab、小GTP绑定蛋白及它们的信号蛋白GEFs和GAPs也参加到外泌体的形成及分泌过程。次级内吞体通过微管网络移动，驱动蛋白和动力蛋白提供移动的动力，Rab家族的蛋白质如Rab7，通过与下游效应蛋白质如Alix、TSG101决定次级内吞体运动的方向。外泌体即成熟于多囊泡体，通过多囊泡体与质膜融合，外泌体被排出胞外。此外，外泌体的产生可以受多种因素的影响，包括细胞外刺激，如微生物攻击和其他压力条件影响等。

分泌到胞外的外泌体可以被相同或不同类型的细胞吸收，外泌体表面或包裹在外泌体里面的物质就被传递到受体细胞中。关于外泌体被吸收的机制目前主要有3种假说：第一，外泌体可以通过吞噬作用和胞饮作用被吸收；第二，磷脂酰丝氨酸表达于外泌体的外层膜上，有助于外泌体与激活的T淋巴细胞和巨噬细胞表面的TIM1和TIM4结合，或者磷脂酰丝氨酸与乳凝集素相互作用形成复合体，进而结合到受体细胞的αvβ3或者αvβ5整合素上；第三，外泌体膜上特异表达的整合素与受体细胞上的同源配体相互作用，进而促进由外泌体膜上的四旋蛋白介导的外泌体膜与受体细胞膜的相互融合[17-20]。

4 外泌体的生物学功能

外泌体的功能非常多样化，且决定于它的供体和受体细胞的类型。供体细胞的生理状态不同，分泌出的外泌体所含组分也会有所不同，会影响外泌体在受体细胞中的功能。如前文所述，外泌体的分泌出胞是细胞排出胞内不需要的蛋白质的一种方式。另外，外泌体作为一种细胞间物质和信息传递的载体，是一种独特的细胞间沟通的工具，可从多个方面发挥作用[18-19]。首先，不同于细胞因子信号，外泌体不仅可以运输蛋白质，还能运输核酸类，如mRNA和miRNA。其次，外泌体能够转运包括受体在内的膜成分，如上皮生长因子受体等。此外，外泌体能够保护其包裹的组分不被胞外环境中的酶所降解，这使得包裹的成分可以实现远距离运输，如不同器官间的运输，外泌体的这一功能使肿瘤细胞分泌的外泌体可能在肿瘤转移过程中发挥关键作用[21-22]，也可以被多种病毒利用，从而有利于病毒的扩散[23]。

5 外泌体与病毒感染

外泌体作为细胞内物质排出和细胞间物质和信息交换的一种途径，在病毒感染过程中发挥着非常重要的作用，感染细胞分泌的外泌体负责传递致病的信息，且可能参与决定病毒感染的最终结局。很多研究证实，病毒来源的成分如miRNA、蛋白质甚至整个病毒都能被感染细胞分泌的外泌体携带，从而影响病毒的免疫识别或调节邻近的细胞功能[23]。由于外泌体的分泌及其组成受病毒感染的影响，因此，在病毒感染过程中，外泌体能够促进细胞间的交流和对宿主免疫反应的调节，可能帮助或限制感染过程，对宿主免疫系统的作用也会根据病毒种类和靶细胞的不同而不同[24]。感染病毒后细胞分泌的外泌体可能具有2种不同的作用：第一种可能是扩大病原体的感染性。一方面，如被EB病毒(EBV)[25]、巨细胞病毒[26]和HCV[27]感染的细胞分泌的外泌体，可以在血液中循环，进入受体细胞后，可在其中复制，将病毒的组分引入其中，进而来抵抗宿主免疫反应；另一方面，通过外泌体排出一些细胞内的蛋白质可能是细胞调节自身蛋白质更新速率的一种方式，而病毒感染可能利用这一过程，通过外泌体分泌的途径改变胞内蛋白质组分的变化，从而创造了一种更有助于病毒生活周期的微环境。另一种可能是被感染细胞分泌的外泌体被运输到胞外，可能被器官中的免疫细胞吸收，从而激活抗病毒免疫反应抵抗病原体。

近期在HIV、HCV、EBV等领域的研究[28-29]揭示了外泌体在病毒生命周期和致病过程中的作用。HIV-1通过树突状细胞免疫受体结合到树突状细胞上，刺激树突状细胞分泌外泌体，且该外泌体能诱导未被HIV-1感染的CD4+T淋巴细胞的凋亡[30]。另外，HIV感染细胞分泌的外泌体包含脱氨酶，可激活先天免疫反应并抑制HIV的复制[11]。HCV感染细胞分泌的外泌体中包裹病毒RNA，这些外泌体可以进一步感染新的细胞，提示外泌体在HCV感染扩散过程中具有非常重要的作用[31]。此外，HCV感染细胞所分泌的外泌体可通过TLR7/8致使巨噬细胞极化，分泌TGFβ，激活肝星状细胞，从而使肝细胞发生纤维化[32]。另一篇报道发现HCV感染的肝实质细胞分泌的外泌体包含有miR-19a，可直接激活肝星状细胞的STAT3-TGFβ引起肝纤维化[33]。Meckes等[34]分析了被γ疱疹病毒[包括卡波氏肉瘤相关疱疹病毒(Kaposi′s sarcoma-associated herpesvirus，KSHV)和EBV]感染后B淋巴细胞分泌的外泌体蛋白质组成的变化。通过定量蛋白质组学技术，鉴定了871个外泌体蛋白质，其中360个蛋白质是病毒感染组外泌体所特有的。EBV和KSHV外泌体很可能参与调节细胞生存和死亡、核糖体功能、蛋白质合成等生物学过程，外泌体蛋白质组成的改变提示这两种病毒可通过外泌体途径来调控肿瘤微环境，外泌体中的蛋白质可能为EBV和KSHV引起的恶性肿瘤提供特异的诊断标志物。而近期关于EBV感染细胞分泌外泌体的研究[35-36]表明，EBV感染的类淋巴母细胞和鼻咽癌细胞都能分泌包裹LMP1的外泌体，该外泌体能够抑制T淋巴细胞激活和增殖。EBV相关鼻咽癌细胞分泌外泌体中包裹了半乳凝素9，该蛋白质能够通过与受体CD4+T淋巴细胞表面受体TIM3发生相互作用从而诱导细胞凋亡[35,37]。EBV还被报道可能利用宿主外泌体途径把重要的免疫效应分子如IFI16、裂解的半胱氨酸蛋白酶1、IL-1b、IL-18和IL-33排出被感染的细胞，从而逃避天然免疫反应[38]。

6 外泌体与HBV感染及其在致病中的作用

肝脏是HBV复制的主要器官，拥有非常复杂的微环境，它包含了多种不同类型的细胞。推测在HBV感染肝细胞的过程中，外泌体包裹的蛋白质可能发挥着非常重要的作用。一方面，HBV感染肝实质细胞，可能会造成正常细胞生理状态的改变，外泌体作为肝内不同细胞群的协调沟通工具，其包裹的蛋白质可能参与维持肝脏的正常功能；另一方面，感染细胞分泌的外泌体负责传递致病的信息，外泌体中包裹的蛋白质可能参与病毒的传播、致病或宿主免疫反应调节等过程，病理状态下外泌体中携带的miRNA和蛋白质等成分的改变还可能作为预测疾病进展的标志物。

本团队前期的一项研究[39]表明，由外泌体介导的细胞和细胞间的抗病毒物质的传递是IFN诱导的抗病毒反应的一种潜在机制。IFNα可诱导肝非实质细胞产生抗病毒物质并通过外泌体传递给HBV感染的靶细胞肝实质细胞。该研究发现IFNα刺激肝非实质细胞所产生的外泌体中富含抗病毒活性分子，这些外泌体能够被肝实质细胞内吞，从而实现抗病毒分子在细胞间的传递。此外，该研究还揭示了外泌体与IFNα对小鼠肝炎病毒A59和腺病毒的抗病毒反应相关。这些结果提示，IFNα抗病毒活性的机理之一即通过外泌体介导的抗病毒分子诱生和细胞间传播。

由于外泌体作为肝脏微环境中不同细胞的物质和信号传递媒介在肝内HBV感染过程中可能起着至关重要的作用，因此本团队进一步分析了HBV复制状态下肝细胞分泌的外泌体蛋白质组成并进行了初步的功能学分析。通过非标记定量蛋白质组学技术对可诱导表达HBV复制的HepAD38细胞来源的外泌体蛋白质组成及受胞内HBV复制的影响进行了研究[40]，共鉴定出1412个外泌体蛋白质，包括外泌体标志蛋白质、肝功能相关蛋白质、免疫相关蛋白质和蛋白酶体复合物蛋白质等，显示外泌体中具有非常丰富和复杂的蛋白质组成，可能参与调控多种生物学过程。该研究通过对有或无HBV复制HepAD38细胞来源的外泌体蛋白质丰度进行定量分析，发现HepAD38外泌体中多种蛋白质的丰度受HBV复制的调控而发生改变，特别是多个蛋白酶体复合物亚基在HBV复制细胞来源的外泌体中丰度增加，功能学实验初步显示可能调节单核细胞分泌IL-6的水平。该研究结果提示，HBV感染肝细胞后可通过外泌体将蛋白质等信号传递给免疫细胞等肝非实质细胞，介导跨细胞间通讯和免疫调节，这可能是HBV在宿主肝脏内形成持续性感染的一种重要机制。

关于HBV复制和感染过程中宿主细胞来源外泌体的研究还有一些其他报道。HBV可能利用外泌体途径释放与传播病毒，调节机体的天然免疫反应[41-43]，或者外排抗病毒蛋白质[44]，并影响抗HBV分子在细胞间的传递[39]。慢性乙型肝炎患者血清中分离的外泌体中，可检测到HBV核酸与蛋白质，这些外泌体可以迅速被HLCZ01及原代NK细胞所摄取，促进病毒的传播，同时还会引起NK细胞介导的细胞毒性因子IFNγ、TNFα的产生和活化受体NKp44的表达均显著降低，致使NK细胞功能失调[41]。Zhao等[45]研究采用SILAC标记定量蛋白质组学技术，分析了瞬时转染HBV基因组的Huh-7细胞分泌的外泌体蛋白质组成的改变，发现了一批与HBV复制和HBx表达相关的外泌体蛋白质。近期的另两项研究[42,46]揭示了包括外泌体在内的细胞外囊泡中包裹了具有免疫调节功能的miRNA，可参与调节HBV感染过程中的天然免疫反应。以上研究提示宿主的外泌体途径可被HBV等病毒开发，以利用其复制、扩散和逃避免疫。

目前肝活组织检查仍是肝病诊断的金标准，但其具有一定的风险和创伤性，且不适用于一些患有特定基础疾病的患者。因此迫切地需要寻找新的特异、敏感且非损伤性的疾病诊断标志物。而肝细胞在损伤或者病理情况下分泌的外泌体的内容物会发生特异性改变，可能提示疾病的进展。据报道肝细胞癌患者血浆外泌体中miR-18a、miR-221、miR-222和miR-224水平明显高于慢性乙型肝炎或肝硬化患者(P值均<0.05)；而血浆外泌体miR-101、miR-106b、miR-122和miR-195水平则明显低于慢性乙型肝炎患者(P值均<0.05)，提示miRNA可能作为新的肝癌血清学标志物[47]。另一项研究[48]显示，外泌体与血浆miRNA联合模型可以辅助AFP用于肝细胞癌的早期诊断。以上研究提示感染状态下外泌体中包裹的miRNA等分子及其水平改变能够敏感且特异地反映疾病变化，可能作为预测病毒感染及相关疾病进展的潜在分子标志物。

7 外泌体的应用前景

综上所述，外泌体作为一种重要的细胞与细胞间物质和信息传递的工具，在多种病毒感染的过程中都发挥着非常重要的作用。由于外泌体在病毒感染过程中可能起促进或限制感染的作用，因此可应用于开发预防和治疗性疫苗。此外，由于外泌体来源于所有细胞类型，在病理状态下外泌体中包裹的miRNA或蛋白质及其水平会发生变化，因此体液如血浆、尿液和唾液中的外泌体可作为无创标志物的储藏库，在病毒性疾病的早期诊断、疗效监测和疾病的预后方面有很好的应用前景。由于目前对于HBV感染过程中外泌体功能的了解仍然处于起步阶段，进一步探索这种病毒和宿主的相互作用方式，将有利于揭示外泌体的形成和蛋白质分选的机制及其在病毒感染过程中的作用，并有助于研究外泌体如何通过调节宿主细胞从而决定病毒感染结局的新机制，从而帮助设计通过影响外泌体的分泌或改变其成分来控制病毒致病和持续性感染的策略。

[1] GANGODA L, BOUKOURIS S, LIEM M, et al. Extracellular vesicles including exosomes are mediators of signal transduction: are they protective or pathogenic?[J]. Proteomics, 2015, 15(2-3): 260-271.

[2] HIRSOVA P, IBRAHIM SH, VERMA VK, et al. Extracellular vesicles in liver pathobiology: small particles with big impact[J]. Hepatology, 2016, 64(6): 2219-2233.

[6] SIMS PJ, FAIONI EM, WIEDMER T, et al. Complement proteins C5b-9 cause release of membrane vesicles from the platelet surface that are enriched in the membrane receptor for coagulation factor Va and express prothrombinase activity[J]. J Biol Chem, 1988, 263(34): 18205-18212.

[7] JOHNSTONE RM, ADAM M, HAMMOND JR, et al. Vesicle formation during reticulocyte maturation. Association of plasma membrane activities with released vesicles (exosomes)[J]. J Biol Chem, 1987, 262(19): 9412-9420.

[8] SCHOREY JS, BHATNAGAR S. Exosome function: from tumor immunology to pathogen biology[J]. Traffic, 2008, 9(6): 871-881.

[9] ECHARRI A, MURIEL O, DEL POZO MA. Intracellular trafficking of raft/caveolae domains: insights from integrin signaling[J]. Semin Cell Dev Biol, 2007, 18(5): 627-637.

[10] MIGNOT G, ROUX S, THERY C, et al. Prospects for exosomes in immunotherapy of cancer[J]. J Cell Mol Med, 2006, 10(2): 376-388.

[11] HOSSEINI HM, FOOLADI AA, NOURANI MR, et al. The role of exosomes in infectious diseases[J]. Inflamm Allergy Drug Targets, 2013, 12(1): 29-37.

[12] VALADI H, EKSTRÖM K, BOSSIOS A, et al. Exosome-mediated transfer of mRNAs and microRNAs is a novel mechanism of genetic exchange between cells[J]. Nat Cell Biol, 2007, 9(6): 654-659.

[13] HUNTER MP, ISMAIL N, ZHANG X, et al. Detection of microRNA expression in human peripheral blood microvesicles[J]. PLoS One, 2008, 3(11): e3694.

[14] MASYUK AI, MASYUK TV, LARUSSO NF. Exosomes in the pathogenesis, diagnostics and therapeutics of liver diseases[J]. J Hepatol, 2013, 59(3): 621-625.

[15] BABST M, KATZMANN DJ, ESTEPA-SABAL EJ, et al. Escrt-III: an endosome-associated heterooligomeric protein complex required for mvb sorting[J]. Dev Cell, 2002, 3(2): 271-282.

[16] BABST M, KATZMANN DJ, SNYDER WB, et al. Endosome-associated complex, ESCRT-II, recruits transport machinery for protein sorting at the multivesicular body[J]. Dev Cell, 2002, 3(2): 283-289.

[17] BANG C, THUM T. Exosomes: new players in cell-cell communication[J]. Int J Biochem Cell Biol, 2012, 44(11): 2060-2064.

[18] SUN D, ZHUANG X, ZHANG S, et al. Exosomes are endogenous nanoparticles that can deliver biological information between cells[J]. Adv Drug Deliv Rev, 2013, 65(3): 342-347.

[19] VLASSOV AV, MAGDALENO S, SETTERQUIST R, et al. Exosomes: current knowledge of their composition, biological functions, and diagnostic and therapeutic potentials[J]. Biochim Biophys Acta, 2012, 1820(7): 940-948.

[20] MASYUK AI, HUANG BQ, WARD CJ, et al. Biliary exosomes influence cholangiocyte regulatory mechanisms and proliferation through interaction with primary cilia[J]. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2010, 299(4): g990-g999.

[21] KATSUDA T, KOSAKA N, OCHIYA T. The roles of extracellular vesicles in cancer biology: toward the development of novel cancer biomarkers[J]. Proteomics, 2014, 14(4-5): 412-425.

[22] COSTA-SILVA B, AIELLO NM, OCEAN AJ, et al. Pancreatic cancer exosomes initiate pre-metastatic niche formation in the liver[J]. Nat Cell Biol, 2015, 17(6): 816-826.

[23] RAAB-TRAUB N, DITTMER DP. Dittmer, Viral effects on the content and function of extracellular vesicles[J]. Nat Rev Microbiol, 2017. [Epub ahead of print]

[24] MECKES DG Jr, RAAB-TRAUB N. Microvesicles and viral infection[J]. J Virol, 2011, 85(24): 12844-12854.

[25] WURDINGER T, GATSON NN, BALAJ L, et al. Extracellular vesicles and their convergence with viral pathways[J]. Adv Virol, 2012, 2012: 767694.

[26] PLAZOLLES N, HUMBERT JM, VACHOT L, et al. Pivotal advance: the promotion of soluble DC-SIGN release by inflammatory signals and its enhancement of cytomegalovirus-mediated cis-infection of myeloid dendritic cells[J]. J Leukoc Biol, 2011, 89(3): 329-342.

[27] MASCIOPINTO F, GIOVANI C, CAMPAGNOLI S, et al. Association of hepatitis C virus envelope proteins with exosomes[J]. Eur J Immunol, 2004, 34(10): 2834-2842.

[28] CHAHAR HS, BAO X, CASOLA A. Exosomes and their role in the life cycle and pathogenesis of RNA viruses[J]. Viruses, 2015, 7(6): 3204-3225.

[29] LI J, LIU K, LIU Y, et al. Exosomes mediate the cell-to-cell transmission of IFN-α-induced antiviral activity[J]. Nat Immunol, 2013, 14(8): 793-803.

[30] MFUNYI CM, VAILLANCOURT M, VITRY J, et al. Exosome release following activation of the dendritic cell immunoreceptor: a potential role in HIV-1 pathogenesis[J]. Virology, 2015, 484: 103-112.

[31] RAMAKRISHNAIAH V, THUMANN C, FOFANA I, et al. Exosome-mediated transmission of hepatitis C virus between human hepatoma Huh7.5 cells[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2013, 110(32): 13109-13113.

[32] SAHA B, KODYS K, ADEJUMO A, et al. Circulating and exosome-packaged hepatitis C single-stranded RNA induce monocyte differentiation via TLR7/8 to polarized macrophages and fibrocytes[J]. J Immunol, 2017, 198(5): 1974-1984.

[33] DEVHARE PB, SASAKI R, SHRIVASTAVA S, et al. Exosome-mediated intercellular communication between hepatitis C virus-infected hepatocytes and hepatic stellate cells[J]. J Virol, 2017, 91(6). pii: e02225-16.

[34] MECKES DG Jr, GUNAWARDENA HP, DEKROON RM, et al. Modulation of B-cell exosome proteins by gamma herpesvirus infection[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2013, 110(31): e2925-e2933.

[35] KERYER-BIBENS C, PIOCHE-DURIEU C, VILLEMANT C, et al. Exosomes released by EBV-infected nasopharyngeal carcinoma cells convey the viral latent membrane protein 1 and the immunomodulatory protein galectin 9[J]. BMC Cancer, 2006, 6: 283.

[36] DUKERS DF, MEIJ P, VERVOORT MB, et al. Direct immunosuppressive effects of EBV-encoded latent membrane protein 1 [J]. J Immunol, 2000, 165(2): 663-670.

[37] KLIBI J, NIKI T, RIEDEL A, et al. Blood diffusion and Th1-suppressive effects of galectin-9-containing exosomes released by Epstein-Barr virus-infected nasopharyngeal carcinoma cells[J]. Blood, 2009, 113(9): 1957-1966.

[38] ANSARI MA, SINGH VV, DUTTA S, et al. Constitutive interferon-inducible protein 16-inflammasome activation during Epstein-Barr virus latency I, II, and III in B and epithelial cells[J]. J Virol, 2013, 87(15): 8606-8623.

[39] LI J, LIU K, LIU Y, et al. Exosomes mediate the cell-to-cell transmission of IFN-α-induced antiviral activity[J]. Nat Immunol, 2013, 14(8): 793-803.

[40] JIA X, CHEN J, MEGGER DA, et al. Label-free proteomic analysis of exosomes derived from inducible hepatitis B virus-replicating HepAD38 cell line[J]. Mol Cell Proteomics, 2017, 16(4 Suppl 1): s144-s160.

[41] YANG Y, HAN Q, HOU Z, et al. Exosomes mediate hepatitis B virus (HBV) transmission and NK-cell dysfunction[J]. Cell Mol Immunol, 2017, 14(5): 465-475.

[42] KOUWAKI T, FUKUSHIMA Y, DAITO T, et al. Extracellular vesicles including exosomes regulate innate immune responses to hepatitis B virus infection[J]. Front Immunol, 2016, 7: 335.

[43] YANG X, LI H, SUN H, et al. Hepatitis B virus-encoded microRNA controls viral replication[J]. J Virol, 2017, 91(10). pii: e01919-16.

[44] CHEN R, ZHAO X, WANG Y, et al. Hepatitis B virus X protein is capable of down-regulating protein level of host antiviral protein APOBEC3G[J]. Sci Rep, 2017, 7: 40783.

[45] ZHAO X, WU Y, DUAN J, et al. Quantitative proteomic analysis of exosome protein content changes induced by hepatitis B virus in Huh-7 cells using SILAC labeling and LC-MS/MS[J]. J Proteome Res, 2014, 13(12): 5391-5402.

[46] KOUWAKI T, OKAMOTO M, TSUKAMOTO H, et al. Extracellular vesicles deliver host and virus RNA and regulate innate immune response[J]. Int J Mol Sci, 2017, 18(3). pii: e666.

[47] SOHN W, KIM J, KANG SH, et al. Serum exosomal microRNAs as novel biomarkers for hepatocellular carcinoma[J]. Exp Mol Med, 2015, 47: e184.

[48] LIU WH, REN LN, WANG X, et al. Combination of exosomes and circulating microRNAs may serve as a promising tumor marker complementary to alpha-fetoprotein for early-stage hepatocellular carcinoma diagnosis in rats[J]. J Cancer Res Clin Oncol, 2015, 141(10): 1767-1778.

引证本文：JIA XF, CHU QF, YUAN ZH. Association of exosomes with viral infection and hepatitis B virus-related liver diseases[J]. J Clin Hepatol, 2017, 33(8): 1465-1470. (in Chinese) 贾小芳， 褚巧芳， 袁正宏. 外泌体与病毒感染及HBV相关肝病的关系[J]. 临床肝胆病杂志, 2017, 33(8): 1465-1470.

(本文编辑：葛 俊)

Association of exosomes with viral infection and hepatitis B virus-related liver diseases

JIAXiaofang,CHUQiaofang,YUANZhenghong.

(ShanghaiPublicHealthClinicalCenter,FudanUniversity,Shanghai201508,China)

Hepatitis B virus (HBV) infection causes pathological changes of the liver, including liver inflammation, hepatocyte necrosis, and even liver fibrosis, and promotes the progression from chronic hepatitis to liver cirrhosis and liver cancer, but related mechanisms remain unclear. The mechanism for the interaction between hepatocytes infected by HBV and uninfected hepatocytes/host immune system might be exosomes-mediated cell-cell communication in liver microenvironment. Many studies have demonstrated that viral infection can regulate the production of exosomes and affect their composition, and viral microRNAs, proteins, and even the entire virion can be incorporated into the exosomes, which can affect the immune recognition of viruses or regulate the function of adjacent cells. This article elaborates on the production and composition of exosomes and their roles in viral infection, as well as the research advances in the association between exosomes and HBV infection.

exosomes; hepatitis B virus; liver diseases

10.3969/j.issn.1001-5256.2017.08.010

2017-07-04；

2017-07-18。

贾小芳(1982-)，女，助理研究员，博士，主要从事传染病蛋白质组学研究。

袁正宏，电子信箱：zhyuan@shmu.edu.cn。

R512.62

A

1001-5256(2017)08-1465-06