TAK1抑制剂对糖尿病大鼠MAPK与NF-κB信号通路的影响及其对肾脏保护机制

欧阳春，张里克，卢远航，李先林

(湖北省中山医院，武汉 430030)

TAK1抑制剂对糖尿病大鼠MAPK与NF-κB信号通路的影响及其对肾脏保护机制

欧阳春，张里克*，卢远航，李先林

(湖北省中山医院，武汉 430030)

目的 探讨TAK1抑制剂对糖尿病大鼠MAPK及NF-κB信号通路的影响及其对肾脏的保护机制。方法 将48只大鼠按照随机数字表法分为DN组、TAK1组和对照组，每组16只。对照组大鼠正常喂养，不做任何处理；DN组、TAK1组通过向大鼠腹腔注射1% 50 mg/kg STZ建立DN大鼠模型。每组分别于4周、8周时处死8只大鼠，观察各组大鼠肾脏组织病理变化，检测血清TNF-α、MCP-1、IL-1β表达，肾脏组织p38MAPK、NF-κBp63蛋白表达及p38MAPK、NF-κBp63 mRNA表达。结果 4周、8周时，DN组、TAK1组大鼠体质量、血糖、UAER均显著高于对照组(P< 0.05)，DN组大鼠体质量、UAER显著高于TAK1组(P< 0.05)。DN组、TAK1组血清TNF-α、MCP-1、IL-1β水平显著高于对照组(P< 0.05)，DN组大鼠上述指标高于TAK1组(P< 0.05)；DN组、TAK1组p38MAPK、NF-κBp63蛋白及mRNA表达水平显著高于对照组(P< 0.05)，其中DN组上述指标高于TAK1组(P< 0.05)。结论 TAK1通过激活MAPK及NF-κB信号通路来诱导炎症反应，并参与糖尿病肾脏损伤；TAK1抑制剂能够下调炎症因子的表达和释放而发挥抗炎作用。

糖尿病肾病；转化生长因子β激活激酶-1；炎症反应；信号通路

糖尿病肾病[1](diabetic nephropathy,DN)是糖尿病常见的微血管并发症，DN的发病机制复杂，包括肾血流动力学异常、糖代谢紊乱、遗传因素、炎性反应等。国外研究证实[2]，糖尿病高血糖环境下，单核细胞趋化因子-1(monocyte chemotactic protein-1,MCP-1)、肿瘤坏死因子-α(tumor necrosis factor-α,TNF-α)等炎性因子释放增加，导致肾脏炎症反应加重，最终发生肾脏病变。Ellina等[3]对糖尿病大鼠进行持续观察，结果发现随着糖尿病病情的加重，肾脏周围大量浸润巨噬细胞，提示巨噬细胞浸润于DN的发病密切相关。MAPK和NF-κB信号通路是参与激活巨噬细胞的细胞内转导通路，而转化生长因子β激活激酶-1(transforming growth factor β activated kinase-1,TAKl)是MAPK和NF-κB信号通路共同的上游调节因子[4,5]。Corporeau等[6]将输尿管梗阻小鼠TAKl基因敲除后，小鼠肾脏组织JNK、NF-κB信号通路受到抑制，炎症因子也显著降低，肾脏组织损害显著减轻，提示TAKl能够调节肾脏炎症反应。本研究旨在探讨TAKl对DN大鼠MAPK和NF-κB信号通路的调节作用及其机制，为DN的防治提供新的治疗思路。

1 材料和方法

1.1 实验动物

48只SPF级SD大鼠6～8周龄，体重180～240 g，均为雄性，购自武汉大学医学院实验动物中心[SCXK(鄂)2014-0005][ SYXK(鄂)2014-0022]；所有大鼠均于动物房检疫合格，标准化饲养房饲养，室温20～22℃，相对湿度50%，每天交替进行12 h光照、12 h黑暗处理，喂养1周后进行实验。48只大鼠按照随机数字表法分为DN组、TAK1组和对照组，各16只。3组大鼠周龄、体质量比较差异无统计学意义(P> 0.05)，具有可比性。本实验大鼠处置方法经过动物伦理学批准。

1.2 主要仪器与试剂

TAK1抑制剂5Z-7-oxozeaenol购自美国MCE公司(纯度>99.99%)；免疫组化试剂盒购自上海拜力生物科技有限公司；糖原染色液(PAS)购自上海研域生物科技有限公司；TNF-α、MCP-1、白细胞介素-1β(interleukin-1β,IL-1β)试剂盒购自上海基免生物技术有限公司；小鼠抗人p38MAPK多克隆抗体、兔抗小鼠NF-κBp63多克隆抗体、辣根过氧化物酶标记的羊抗兔IgG二抗、β-肌动蛋白(β-actin)抗体、链脲佐菌素(Streptozotocin,STZ)均购自美国购自Sigma公司；PVDF膜、磷酸缓冲盐溶液(PBS)、RPMI 1640培养基购自美国Santa Cruz公司；BCA蛋白浓度测定试剂盒购自武汉博士德生物工程有限公司。

7600-020全自动生化分析仪购自日本日立公司；9700型PCR仪购自美国ABI公司；TS100-F倒置显微镜购自尼康公司；Odyssey成像系统及图像分析软件购自美国LI-COR公司。

1.3 实验方法

1.3.1 动物模型制备

对照组大鼠正常喂养，不做任何处理；DN组、TAK1组建立DN大鼠模型[7]：向大鼠腹腔注射1% STZ，注射剂量50 mg/kg，注射72 h后连续3 d尾静脉采血测定血糖，每日采血1次；造模成功标准：连续3次血糖≥16.6 mmol/L、24 h尿蛋白排泄率(urinary albumin excretion rates,UAER)>30 mg、尿量≥150%原尿量。DN大鼠模型建立后，对照组大鼠、DN组大鼠正常喂养，TAK1组腹腔注射5Z-7-oxozeaenol 2 mg/kg，每隔1 d注射1次；检测5Z-7-oxozeaenol注射4周、8周大鼠体质量、血糖、UAER。上述两个时段每组分别处死8只大鼠，处死后从心脏取血，置于肝素抗凝管中，-20℃保存待检；另取大鼠双肾组织，将肾包膜完全剥离，矢状纵行将肾脏剖开，其中一部分用丙酮固定，做冰冻切片，置于-80℃冰箱保存；另外一部分用5%多聚甲醛固定，液氮保存。

1.3.2 肾脏组织病理学检查

取石蜡切片，脱蜡至水，蒸馏水冲洗后，70%乙醇洗脱；再将切片置于高碘酸乙醇溶液浸泡10 min，70%乙醇洗脱，置入还原液中1 min，再用70%乙醇洗脱，置于品红溶液中60 min，自来水下冲洗10 min，苏木素复染3 min，1%盐酸酒精分化，再次自来水冲洗，甩干后透明、封固；显微镜下观察染色情况。

1.3.3 血清TNF-α、MCP-1、IL-1β检测

分别取各时段全血1 mL，5000 r/min离心10 min(离心半径8 cm)，吸取上清液，置于无菌EP管中，-20℃冰箱保存。采用酶联免疫吸附试验检测血清TNF-α、MCP-1、IL-1β表达水平，所有检测操作均严格按照试剂盒说明书要求。

1.3.4 肾脏组织p38MAPK、NF-κBp63蛋白检测(Westernblot)

将肾脏组织取出，剪碎后充分研磨，加入RIPA裂解液，冰水浴上静置30 min，充分裂解后于冷冻离心机上以4℃、12000 r/min离心10 min，提取总蛋白；BCA法检测总蛋白浓度。取50 μg总蛋白，100℃水浴上变性5 min，采用10%十二烷基硫酸钠聚丙烯酰氨凝胶电泳(SDS-PAGE)电泳分离蛋白，湿转法将电泳带电转移至PVDF膜上，37℃条件下加入5%脱脂奶粉封闭1.5～2 h，再分别加入1∶1000稀释的p38MAPK多克隆抗体、1∶500稀释的NF-κBp63多克隆抗体、1:5000稀释的β-actin抗体，4℃孵育过夜。PBS冲洗3次，待洗膜后再加入1∶2000稀释的辣根过氧化物酶标记的羊抗兔IgG二抗，37℃振摇孵育1 h，PBS冲洗3次；采用ECL化学发光试剂显影、曝光，凝胶成像系统对条带进行分析，半定量分析灰度条带，目的条带与β-actin条带积分吸光度值之比为目的蛋白相对表对量。

1.3.5 肾脏组织p38MAPK、NF-κBp63 mRNA(Quantitative Real-time PCR)

采用Trizol试剂盒提取肾脏组织总RNA，提取方法按照试剂盒说明书；标准步骤将总RNA逆转录成cDNA，再将cDNA进行实时荧光定量PCR实验，引物委托南京金斯瑞生物科技有限公司设计合成，p38MAPK：Forward: 5′-GGGTCAAAGATCACGTGCA CAG-3′，Reverse: 5′-TTGTCAAAGCAGACGGAGGTC-3′扩增片段长度226 bp；NF-κBp63：Forward: 5′-TTGACCGGTAAATGTCAACGTAAT-3′，Reverse: 5′-TGAGACTGGCACTGAGAGTGGTTG-3′，扩增片段长度304 bp；GAPDH：Forward: 5′-GGTGAACGTGC GTCTCAAGC-3′，Reverse: 5′-GTCGGTGGTGGAAGA TCGTC-3′，扩增片段长度117 bp；PCR反应体系：ddH2O13 μL、缓冲液2.5 μL、dNTP1 μL、上下游引物各0.5 μL，cDNA3 μL、Taq酶0.5 μL，总反应体系21 μL；反应条件：95℃预变性2 min，95℃变性15 s，60℃退火30 s，72℃延伸1 min，40个循环后72℃ 5 min；以GAPDH为内参照进行校正，测量目的基因CT值，2-△△CT法分析目的基因相对表达量。

1.4 统计学方法

采用SPSS19.0统计学软件进行数据处理，计量资料采用均数±标准差(±s)表示，多组间比较采用ANOVA单因素方差分析，组间两两比较采用最小显著性差异(LSD)检验，以P< 0.05表示差异有统计学意义。

2 结果

2.1 各组大鼠一般情况比较

4周、8周时，对照组大鼠毛发有光泽，行动自如，进食、饮食正常；DN组大鼠出现明显多尿、多饮、多食、偏瘦，毛发杂乱且无光泽，大鼠行动偏少；TAK1组亦有DN组大鼠表现，但症状较DN组明显减轻。4周、8周时，DN组、TAK1组大鼠体质量、血糖、UAER均显著高于对照组(P< 0.05)，DN组大鼠体质量、UAER显著高于TAK1组(P< 0.05)，见表1。

2.2 各组大鼠肾脏组织病理学变化

对照组大鼠肾脏组织上皮细胞连接紧密、形态规则、排列整齐、边缘完整，细胞间隙未见水肿和炎性浸润；DN组肾脏组织可见大面积上皮细胞坏死，部分上皮细胞发生脱落，基底膜部分裸露，管腔内存在大量脱落细胞及碎片；TAK1组肾脏组织上皮细胞坏死面积缩小，管腔内脱落细胞数量减少；上皮细胞坏面积较DN组显著缩小，见图1。

2.3 各组大鼠血清TNF-α、MCP-1、IL-1β含量比较

4周、8周时，DN组、TAK1组血清TNF-α、MCP-1、IL-1β显著高于对照组(P< 0.05)，DN组大鼠血清TNF-α、MCP-1、IL-1β显著高于TAK1组(P< 0.05)，见表2。

2.4 各组大鼠肾脏组织p38MAPK、NF-κBp63蛋白表达

免疫印迹结果显示，4周、8周时，DN组、TAK1组p38MAPK、NF-κBp63蛋白表达水平显著高于对照组(P< 0.05)，其中DN组p38MAPK、NF-κBp63蛋白表达显著高于TAK1组(P< 0.05)，见图2-3。

2.5 各组大鼠肾脏组织p38MAPK、NF-κBp63 mRNA表达

实时荧光定量PCR结果显示，4周、8周时，DN组、TAK1组p38MAPK、NF-κBp63 mRNA表达水平显著高于对照组(P< 0.05)，其中DN组p38MAPK、NF-κBp63 mRNA表达显著高于TAK1组(P< 0.05)，见图4。

表1 各组大鼠一般情况(n=8)

注：与对照组比较，aP< 0.05；与DN组比较，bP< 0.05。

Note.aP< 0.05νs. the control group.bP< 0.05νs. the DN group.

注：(1)对照组4周;(2)对照组8周;(3)DN组4周;(4)DN组8周;(5)TAKl组4周;(6)TAKl组8周。图1 各组大鼠肾脏组织病理学变化(PAS染色，×100)Note. (1)Control group in 4 weeks.(2) Control group in 8 weeks. (3)DN group in 4 weeks. (4)DN group in 8 weeks.(5) TAK1 group in 4 weeks. (6)TAK1 group in 8 weeks.Fig.1 Pathological changes of the rat kidney tissue in each group

组别Groups肿瘤坏死因子⁃αTNF⁃α单核细胞趋化因子⁃1MCP⁃1白细胞介素⁃1βIL⁃1β4周4weeks8周8weeks4周4weeks8周8weeks4周4weeks8周8weeks对照组Contolgroup131±1．7129±1．41695±12．71714±13．4517±6．1495±5．7DN组DNGroup1042±11．5a854±7．6a6364±43．1a6459±44．5a7143±41．3a7294±31．6aTAK1组TAK1Group874±8．4ab855±4．7ab4371±23．6ab4476±24．5ab9746±81．7ab8165±64．8ab

注：与对照组比较，aP< 0.05；与DN组比较，bP< 0.05。

Note.aP< 0.05νs. the control group.bP< 0.05νs. the DN group.

图2 三组大鼠肾脏组织p38MAPK、NF-κBp63蛋白表达水平 Fig.2 Protein expression of p38MAPK, NF-κBp63 of the rats kidney tissue in three groups

注：与对照组比较，#P < 0.05；与TAKI组比较，*P < 0.05。图3 三组大鼠肾脏组织p38MAPK、NF-κBp63蛋白表达水平Note. #P < 0.05 νs. the control group. *P< 0.05 νs. the DTAKI group.Fig.3 Protein expression of p38MAPK, NF-κBp63 of the rats kidney tissue in three groups

注： 与对照组比较，#P<0.05，与TAKI组比较，*P<0.05。图4 三组大鼠肾脏组织p38MAPK、NF-κBp63 mRNA表达水平Note. #P<0.05 νs. the control group. *P<0.05 νs. the DTAKI group.Fig.4 Expression of p38MAPK, NF-κBp63 mRNA of the rats kidney tissue in three groups

3 讨论

局部炎症反应对DN的发病起关键作用。国外研究证实[8,9]糖尿病的高血糖环境会导致肾脏组织处于微炎症反应中，炎症反应释放的炎症因子会加速肾小球硬化，并导致肾小管萎缩、间质纤维化，加速DN的病情进展。本研究显示4周时DN大鼠即开始出现体重增加、贪食等症状，同时伴有微量白蛋白尿。给予TAK1抑制剂后，DN大鼠体质量、UAER均明显降低，而TAK1组、DN组大鼠血糖比较差异无统计学意义。说明TAK1抑制剂对DN肾脏具有保护作用，而这种保护作用并不依赖于血糖的降低。李媛媛等[10]证实TAK1是调节多条炎症反应信号通路的关键因子，TAK1可以下调丝裂原活化蛋白激酶的活性，诱导下游靶基因释放TNF-α、MCP-1等炎症因子，并促进炎症因子在肾小球外基质聚集，最终诱导肾脏发生病变。Medici等[11]报道称TAK1是MAPK和NF-κB信号通路上游共同的调节因子，其主要参与调节相应下游信号分子的表达来介导炎症反应。

p38MAPK是MAPK家族成员之一，亦是细胞信号转导的交汇点[12]。当p38MAPK与TAB结合后，发生自身磷酸化反应而被激活。陈子等[13]报道称与正常人群比较，慢性肾炎肾组织p38MAPK磷酸化水平显著升高，并介导一系列肾脏局部炎症反应。王晓天等[14]对DN大鼠肾脏组织进行观察，结果显示在肾脏损伤的开始阶段p38MAPK即出现明显磷酸化，且随着时间的延长，磷酸化水平不断增加。本研究显示，4周、8周时DN组大鼠p38MAPK蛋白和mRNA表达显著增强，提示p38MAPK参与了糖尿病肾脏损伤。给予TAK1抑制剂后，p38MAPK蛋白和mRNA显著降低，提示TAK1可能通过促进p38MAPK表达介导的肾脏损伤。

Huvet等[15]报道称TAK1能够激活IκB激酶，降解IκB蛋白，使NF-κB从IKK复合物中解离并转移至细胞内，与DNA相应位点结合后诱导NF-κB级联反应。Ka等[16]对DN患者NF-κB表达进行检测，结果显示与正常人群比较，DN患者外周血NF-κB蛋白和mRNA表达水平显著增加，且病情越重、UAER越高，外周血NF-κB表达越高。Bhattacharya等[17]通过STZ诱导糖尿病小鼠模型，结果显示STZ诱导2周后肾脏组织NF-κBp63表达即开始显著增加，至3周时TNF-α、MCP-1、IL-1β等细胞因子也开始逐渐增加，4周时小鼠肾脏组织开始出现肾小球硬化、胶原合成增加等；给予NF-κB抑制剂PDTC后，相关指标均明显明显降低，说明NF-κB是诱导DN肾脏炎症反应的主要机制，而TAK1参与了NF-κB的激活。本研究显示，4周、8周时DN组大鼠NF-κBp63蛋白和mRNA表达显著增强，经TAK1抑制剂后，NF-κBp63蛋白和mRNA显著降低，说明TAK1抑制剂亦可以减弱NF-κBp63介导的炎症反应而发挥肾脏的保护作用。

Tone等[18]研究显示，血糖升高会刺激肾脏系膜细胞释放MCP-1，并促进单核细胞在炎症反应部位聚集，导致肾脏损伤加重。IL-1β是体内炎症反应的关键因子，在慢性炎症的起始阶段，IL-1β释放逐渐增加，并调节下游炎症因子的级联反应[19]，导致体内炎症因子大量释放。Elsherbiny等[20]报道称IL-1β能够刺激肾小球上皮细胞、系膜细胞和内皮细胞释放TNF-α，进而介导肾脏的炎性反应和组织损伤。本研究显示DN组血清TNF-α、MCP-1、IL-1β显著高于TAK1组，TAKl组大鼠血清TNF-α、MCP-1、IL-1β显著低于于TAK1组，说明TAK1抑制剂可能通过下调炎症因子的表达和释放而发挥抗炎作用。

综上所述，TAK1通过激活MAPK及NF-κB信号通路来诱导炎症反应，并参与糖尿病肾脏损伤；TAK1抑制剂能够下调炎症因子的表达和释放而发挥抗炎作用。

[1] Somania R, Singhai AK, Shivgunde P,etal.Asparagus racemosus Willd (Liliaceae) ameliorates early diabetic nephropathy in STZ induced diabetic rats[J].Indian J Exp Biol，2012，50(7):469-475.

[2] Verhave JC, Bouchard J, Goupil R,etal.Clinical value of inflammatory urinary biomarkers in overt diabetic nephropathy: A prospective study[J].Diabetes Res Clin Pract，2013，101(3):333-340.

[3] Ellina O, Chatzigeorgiou A, Kouyanou S,etal.Extracellular matrix-associated (GAGs, CTGF), angiogenic (VEGF) and inflammatory factors (MCP-1, CD40, IFN-γ) in type 1 diabetes mellitus nephropathy[J].Clin Chem Lab Med，2012，50(1):167-174. [4] Singh V, Barbosa FL, Torricelli AA,etal.Transforming growth factor β and platelet-derived growth factor modulation of myofibroblast development from corneal fibroblasts invitro[J].Exp Eye Res，2014，120:152-160.

[5] Michalska M, Kozakiewicz M, Bodek KH.Polymer angiogenic factor carrier. Part I. Chitosan-alginate membrane as carrier PDGF-AB and TGF-beta[J].Polim Med，2008，38(4):19-28.

[6] Corporeau C, Groisillier A, Jeudy A,etal.A Functional Study of Transforming Growth Factor-Beta from the Gonad of Pacific Oyster Crassostrea gigas[J].Mar Biotechnol (NY)，2011，13(5):971-980. [7] Omran OM.Effects of thymoquinone on STZ-induced diabetic nephropathy: An immunohistochemical study[J].Ultrastruct Pathol，2014，38(1):26-33. [8] Celec P, Hodosy J, Gardlík R,etal.The effects of anti-inflammatory and anti-angiogenic DNA vaccination on diabetic nephropathy in rats[J].Hum Gene Ther，2012，23(2):158-166. [9] Alipour MR, Khamaneh AM, Yousefzadeh N,etal.Upregulation of microRNA-146a was not accompanied by downregulation of pro-inflammatory markers in diabetic kidney[J].Mol Biol Rep，2013，40(11):6477-6483.

[10] 李媛媛,徐兴欣,邵云侠,等.转化生长因子β激活激酶1抑制剂对糖尿病小鼠肾脏的保护作用及机制[J].中华肾脏病杂志,2015,31(11):848-854.

[11] Medici D, Potenta S, Kalluri R.Transforming growth factor-beta 2 promotes Snail-mediated endothelial-mesenchymal transition through convergence of Smad-dependent and Smad-independent signalling[J].Biochem J， 2011，437(3):515-520.

[12] Tran P, Ho SM, Kim BG,etal.TGF-β-activated kinase 1 (TAK1) and apoptosis signal-regulating kinase 1 (ASK1) interact with the promyogenic receptor Cdo to promote myogenic differentiation via activation of p38MAPK pathway[J].J Biol Chem，2012，287(15):11602-11615.

[13] 陈子摇,黄胜华,连希艳.p38MAPK与肾脏疾病关系的研究进展[J].海南医学,2015,26(22):3344-3346.

[14] 王晓天,李向阳,秦苏萍,等.p38MAPK介导的Fas/FasL凋亡信号通路在大鼠抗GBM肾炎中的作用[J].中国免疫学杂志,2012,28(11):979-985.

[15] Huvet A, Fleury E, Corporeau C,etal.In Vivo RNA Interference of a Gonad-Specific Transforming Growth Factor-beta in the Pacific Oyster Crassostrea gigas[J].Mar Biotechnol (NY)， 2012，14(4):402-410.

[16] Ka SM, Yeh YC, Huang XR,etal.Kidney-targeting Smad7 gene transfer inhibits renal TGF-β/MAD homologue (SMAD) and nuclear factor κb (NF-κB) signalling pathways, and improves diabetic nephropathy in mice[J].Diabetologia，2012，55(2):509-519.

[17] Bhattacharya S, Manna P, Gachhui R,etal.D-Saccharic acid 1,4-lactone protects diabetic rat kidney by ameliorating hyperglycemia-mediated oxidative stress and renal inflammatory cytokines via NF-κB and PKC signaling[J].Toxicol Appl Pharmacol，2013，267(1):16-29.

[18] Tone A, Shikata K, Nakagawa K,etal.Renoprotective effects of clarithromycin via reduction of urinary MCP-1 levels in type 2 diabetic patients[J].Clin Exp Nephrol，2011，15(1):79-85.

[19] Dabhi B, Mistry KN.Oxidative stress and its association with TNF-alpha-308 G/C and IL-1 alpha-889 C/T gene polymorphisms in patients with diabetes and diabetic nephropathy[J].Gene，2015，562(2):197-202.

[20] Elsherbiny NM, Abd El Galil KH, Gabr MM,etal.Reno-protective effect of NECA in diabetic nephropathy: Implication of IL-18 and ICAM-1[J].Eur Cytokine Netw，2012，23(3):78-86.

Regulatory effect of TAK1 inhibitors on MAPK and NF-κB signaling pathway in diabetic rats and its renal protection mechanism

OU Yang-chun，ZHANG Li-ke*，LU Yuan-hang，LI Xian-lin

(Zhongshan Hospital of Hubei Province，Wuhan 430030，China)

Objective To explore the regulatory effect of TAK1 inhibitors on MAPK and NF-κB signaling pathway in diabetic rats and its renal protection mechanism. Methods A total of 48 rats accorded to the random number table method were divided into DN group, TAK1 group and control group,each group with 16 rats,control group with normal fed,DN group and TAK1 group by the intraperitoneal injection of 1% 50 mg/kg STZ DN model rat.8 rats were killed in each group at 4 weeks and 8 weeks respectively,the pathological changes of renal tissue were observed,serum TNF-α,MCP-1,IL-1β levels were detected by enzyme linked immunosorbent assay,p38MAPK,NF-κBp63 protein expression were detected by Western blotting,p38MAPK、NF-κBp63 mRNA levels in renal tissue were detected by real time fluorescence quantitative PCR. Results At 4 weeks and 8 weeks, the body weight, blood glucose and UAER of DN group and TAKl group were significantly higher than those in control group (P< 0.05). The body weight and UAER of DN group were significantly higher than those of TAK1 group (P< 0.05).The serum TNF-α,MCP-1,IL-1β levels in DN group and TAK1 group were significantly higher than those in control group(P< 0.05),and DN group serum TNF-α,MCP-1,IL-1β levels were significantly higher than those in TAK1 group (P< 0.05).The expression levels of p38MAPK,NF-κBp63 protein and mRNA in DN group, TAK1 group were significantly higher than those in control group (P< 0.05), and p38MAPK,NF-κBp63 protein and mRNA in DN group was significantly higher than that in TAK1 group (P< 0.05).Conclusions TAK1 induces inflammation by activating MAPK and NF-κB signaling pathways,and participates in diabetic renal injury.TAK1 inhibitors with anti-inflammatory effect by down regulate the expression of inflammatory factors.

Diabetic nephropathy; Transforming growth factor β activated kinase-1; Inflammatory reaction; Signal pathway

欧阳春(1970-)，男，副主任技师，研究方向：临床输血研究。E-mail：68471104@qq.com

张里克(1969-)，男，副主任技师，研究方向：临床输血研究。E-mail：3257550384@qq.com

研究报告

R-332

A

1671-7856(2017) 01-0067-06

10.3969.j.issn.1671-7856.2017.01.014

2016-06-21