缺血性脑卒中后小胶质细胞损伤作用的研究进展①
2017-01-15王栋侯博儒杨文桢康军林任海军
王栋,侯博儒,杨文桢,康军林,任海军
缺血性脑卒中后小胶质细胞损伤作用的研究进展①
王栋,侯博儒,杨文桢,康军林,任海军
小胶质细胞是脑内固有免疫细胞,激活后分泌的一系列有害物质在缺血性脑卒中后的炎性损伤过程中发挥重要作用,如超氧化物、一氧化氮、基质金属蛋白酶等,其激活机制涉及髓系细胞触发受体1、Toll样受体4、过氧化物酶体增殖物激活受体、嘌呤受体等。小胶质细胞受体的靶向干预可能成为缺血性脑卒中新的干预靶点。
缺血性脑卒中;小胶质细胞;损伤;受体;综述
[本文著录格式] 王栋,侯博儒,杨文桢,等.缺血性脑卒中后小胶质细胞损伤作用的研究进展[J].中国康复理论与实践, 2017,23(1):42-45.
CITED AS:Wang D,Hou BR,Yang WZ,et al.Role of microglia in damage after ischemic stroke(review)[J].Zhongguo Kangfu Lilun Yu Shijian,2017,23(1):42-45.
脑卒中是当今社会危及公众健康的重大疾病,具有高致死率、致残率及易复发的特点[1],主要分为缺血性和出血性两大类,前者占脑卒中总数的87%[2]。此前对脑缺血的研究主要集中于血管闭塞及氧化应激对血管的损伤、脑组织糖氧剥夺引起神经元的坏死和凋亡等[3-4]。活化的小胶质细胞可对入侵的病原体产生快速免疫应答,减少细胞损伤和坏死;但过度激活的小胶质细胞在增殖、迁移过程中释放的超氧化物、蛋白质、一氧化氮、细胞因子等会加剧脑损伤[5]。
1 概述
小胶质细胞是存在于大脑中参与调节免疫应答的关键细胞,占脑内胶质细胞总数的5%~20%[6]。Pio del Rio-Hortega于1932年首次对其进行描述,并归类为脑内一种独立存在的细胞类型。目前对小胶质细胞来源主要有三种不同观点:①由神经外胚层细胞分化而来;②来源于中胚层造血干细胞中的祖细胞[6-7];③来源于胚胎卵黄囊中的祖细胞[8-10]。
正常脑组织中小胶质细胞呈分枝状,胞体小,树突细长,以静息态方式分布在整个在中枢神经系统(central nervous system,CNS)内,以高效动态的形式对大脑微环境进行监测,调控大脑功能、神经环路的重塑,并通过吞噬作用清除细胞碎片和有害物质,维持CNS稳态[11]。当感染、炎症、缺血等外界因素刺激或病理状态下,静息态的小胶质细胞迅速被激活,由分枝状转变为阿米巴样的激活态,表现为细胞体积变大、胞体变圆、突起短缩,吞噬功能和迁移作用随之变得更强,因此激活态的小胶质细胞常被称为脑内存在的巨噬细胞[12]。
根据小胶质细胞发挥作用不同,可将其分为M1型和M2型。M1型即经典激活型,特点是在降低细胞吞噬作用的同时,产生大量细胞毒性物质,如分泌白介素1(interleukin-1, IL-1)、γ-干扰素(interferon-γ,IFN-γ)、IL-6、肿瘤坏死因子-α (tumor necrosis factor-alpha,TNF-α)等促炎因子,促进一氧化氮、活性氧合成,从而对神经元及其他胶质细胞产生毒性作用。M2型被称为替代激活型,特点是吞噬细胞碎片或坏死的神经元,同时释放IL-4、IL-10、IL-13、TNF-β等抗炎因子,减少炎症发生,促进正常及缺氧缺血情况下大脑皮层神经元的存活,从而起到神经保护作用[13]。
2 小胶质细胞的损伤机制
2.1 超氧化物
超氧化物是一种与其他分子相互反应,形成更高活性的活性氧的物质,由氧分子部分还原产生,包括过氧化亚硝酸盐、次氯酸、羰基、羟基。这些物质对神经元和神经胶质细胞可以产生直接毒性效应。
在小胶质细胞中,超氧化物主要由还原型辅酶Ⅱ(nicotinamide adenine dinucleotide phosphate,NADPH)氧化酶(NADPH oxidase,NOX)产生,超氧化物通过前馈方式使小胶质细胞活化,产生促炎作用。NOX的表达和激活与缺血性脑卒中紧密相关,NOX的失活、缺乏在缺血性脑卒中具有保护作用[14]。有研究表明,在细胞培养基础上建立的脑缺血模型中,小胶质细胞可经由NOX介导的超氧化物对星形胶质细胞、内皮细胞等血脑屏障成分造成损伤。缺血再灌注后早期给予NOX抑制剂,与野生型小鼠相比,NOX2上gp91亚型缺失的转基因小鼠梗死体积有所减小,神经功能改善[15]。NOX4是与缺血性脑卒中后损伤紧密相关的亚型。NOX4缺失小鼠梗死面积减少75%。NOX4源性过氧化氢可通过调节脑血管扩张,增加血流量,改善脑循环,从而产生有益作用,但此种效应对缺血区不具有选择性,脑血管广泛扩张后可能会产生“盗血效应”,造成不利影响[16]。NOX2和NOX4在缺血性脑卒中后都上调,NOX抑制剂可能是卒中后神经保护的一个治疗途径。
由于研究需采用不同的基因敲除模型和对应不同抑制剂,并验证NOX亚型,这些难点还有待解决。但随着时间推移,NOX抑制剂可能将成为缺血性脑卒中最有前景的靶点抑制剂。
2.2 一氧化氮及一氧化氮合酶
一氧化氮是一种气态信号分子,介导多种生理效应并在血液疾病炎症反应等病理过程中发挥重要作用[17]。合成一氧化氮的关键因素是一氧化氮合酶(nitric oxide synthase,NOS)。在CNS内,一氧化氮由L-精氨酸介导NOS后,由活化的小胶质细胞所产生,在脑损伤后可以产生一系列效应,包括神经元突触激活、宿主防御、调节血管张力,并可抑制血小板聚集和白细胞黏附[18]。
脑损伤中广受关注的NOS有三种:内皮型NOS(endothelial nitric oxide synthase,eNOS,NOS-3)、神经元型NOS(neuron nitric oxide synthase,nNOS,NOS-1)和诱导型NOS(inducible nitric oxide synthase,iNOS,NOS-2)。其中eNOS和nNOS主要存在于神经和内皮等细胞中,发挥神经递质作用,而iNOS与炎症反应最为相关,主要在小胶质细胞和巨噬细胞中表达,在星形胶质细胞中也有所表达。
一氧化氮在CNS发挥保护与损伤双重作用,推测可能与一氧化氮来源部位、作用部位、产生浓度及产生时间有关[19-20]。活化的小胶质细胞可以促进NOS产生一氧化氮,一氧化氮与超氧化物反应产生过氧亚硝酸盐,氧化效应更为强烈,从而对细胞DNA结构产生严重损伤。缺血性脑卒中后,一氧化氮可能会发挥神经保护作用对抗脑损伤:在缺血超早期,eNOS产生的一氧化氮可直接作用于血管平滑肌及内皮细胞,扩张血管,增加血流量,改善缺血区域血供,减轻缺血损伤;同时抑制血小板聚集和白细胞浸润,降低血管通透性,改善微循环。但更多时候,尤其是高水平一氧化氮则发挥细胞毒性作用[21-22]。脑卒中模型小鼠应用iNOS抑制剂后,梗死体积有所减小;与正常小鼠相比,iNOS缺失小鼠在行为以及神经功能等方面有着更好的预后。此外,低温治疗和雌孕激素联合应用减少iNOS产生,发挥神经保护作用,表明iNOS在缺血性脑卒中主要起损害作用。这对临床治疗缺血性脑卒中提供新的诊疗思路和治疗靶点。
2.3 基质金属蛋白酶
基质金属蛋白酶(matrix metalloproteinases,MMPs)由28个锌依赖性内肽酶构成,是脑损伤后炎性反应的重要组成部分。缺血性脑卒中后,MMP-2、MMP-3、MMP-9在脑组织中广泛表达,其中MMP-3、MMP-9主要由小胶质细胞分泌。生理情况下,MMPs以静息态方式存在于胞质内,病理情况下MMPs激活并向细胞外转移。激活后的MMPs可以降解细胞外基质,破坏血脑屏障,导致循环免疫细胞、血清蛋白渗透,出血增加,进一步加重脑损伤[23-24]。但炎性细胞募集和炎症级联放大反应也能使小胶质细胞产生神经保护和神经营养因子[25];MMP-2和MMP-9在学习、记忆、调控神经元网络活动及调控树突棘形成过程也发挥重要作用[26]。骨髓嵌合体实验表明,循环免疫细胞来源的MMP-9可以使脑卒中损伤加剧;相比小胶质细胞分泌的MMP-9,外周中性粒细胞分泌的MMP-9造成的损伤效应更为明显。Chen等[27]发现,MMP-3、MMP-9基因敲除小鼠缺血性脑卒中后,梗死体积较正常小鼠有所减小;在脑卒中急性期给予MMP抑制剂,同样发现梗死体积减小;然而在脑卒中后长期应用MMP-9抑制剂,反而对神经功能恢复造成不利影响。推测MMPs在卒中后血管神经的修复重塑过程可能起重要作用。
3 缺血性脑卒中后小胶质细胞活化的相关受体
3.1 髓系细胞触发受体(triggering receptor expressed on myeloid cells,TREM)1
TREM可以结合病毒、细菌,引发吞噬作用,其家族成员包括TREM1、TREM2,分别发挥促炎与抗炎效应,两种受体类型在小胶质细胞都存在。当与病毒、细菌等发生交联反应后,TREM募集并且激活接头蛋白、DNAX相关蛋白12 (DNAX-associated protein 12,DAP12),信号通路的激活取决于何种TREM受体被激活。有研究发现[28],TREM与中枢神经系统中的一种未知配体也可以结合。TREM1的配体表达于巨噬细胞、中性粒细胞、小胶质细胞。TREM1可以通过与多种介质,如Toll样受体(Toll-like receptors,TLR)相关配体、脂多糖、脂磷壁酸、促炎细胞因子、TNF等结合,从而上调促炎信号表达。在单核细胞和中性粒细胞中,TREM1激活能提高促炎因子和趋化因子分泌,介导细胞表面分子上调,从而参与细胞外渗、细胞激活、共刺激。虽然目前这些现象还没有被广泛研究,然而TREM1已经被认为是缺血性脑卒中后脑损伤应答过程中一个潜在重要的分子,有可能成为缺血性脑卒中的另一个潜在治疗靶点。
3.2 TLR4
TLR是一种能够识别防御微生物的跨膜蛋白,其组成包括亮氨酸重复区域和细胞内Toll-IL-1受体(Toll-interleukin 1 receptor,TIR)区域。TIR区域募集细胞内接头蛋白,如TLR相关的干扰素活化子(TIR domain-containing adaptor-inducing interferons,TRIFs)、含TIR功能区域的接头蛋白和TRIF相关接头蛋白分子、骨髓分化因子88(myeloid differentiation factor 88, MyD88)。募集后,这些接头蛋白激活下游信号通路,促使IL-6、IL-1和TNF-α等多种促炎细胞因子表达[29]。
缺血性脑卒中后,小胶质细胞的激活由TLR4介导。TLR4基因敲除脑卒中模型小鼠,神经功能恢复得到改善,炎性因子释放有所减少,核因子κB(nuclear factor κB,NF-κB)活性也有所降低,表明缺血性脑卒中后小胶质细胞介导的炎症反应涉及激活NF-κβ后使促炎因子表达上升[30]。缺血性脑卒中患者中,TLR2和TLR4关联后可增加炎症反应,且患者预后较差[31]。抑制TRL4可能会减轻缺血性脑卒中后的炎症损伤。
3.3 过氧化物酶体增殖物激活受体(peroxisome proliferator-activated receptors,PPARs)
PPARs属于核激素受体超家族,主要有α、 β/δ、γ三种亚型,每种亚型都存在组织分布及配体特异性,主要参与介导复制相关基因的表达、新陈代谢、发育、免疫反应[32]。在CNS内,PPAR亚型一般为PPARβ/δ,PPARα仅在星形胶质细胞中表达,小胶质细胞中主要亚型为PPARγ。
缺血性脑卒中后炎症诱导TNF-α、IL-1β、细胞间黏附分子-1(intercellular adhesion molecule-1,ICAM-1)、血管细胞黏附分子释放,这些介质驱使缺血区域巨噬细胞聚集以及小胶质细胞激活。炎性细胞浸润诱导iNOS表达,产生大量一氧化氮,随后形成亚硝酸盐产生损伤作用。缺血性脑卒中后,神经元中PPARγ表达显著增加,可能是PPARγ激动剂介导神经保护的主要靶点[33]。Zhao等[34]使用神经元特异性PPARγ基因敲除小鼠评估缺血性损伤后PPARγ的作用,发现PPARγ缺乏将加重脑损伤及氧化应激反应,使皮层神经元坏死增加,并降低缺血后超氧化物歧化酶1(superoxide dismutase-1,SOD1)、过氧化氢酶、谷胱甘肽转移酶及线粒体脱偶连蛋白1(uncoupling protein-1, UCP-1)的表达。活化的PPARγ能够对抗缺血性脑卒中后损伤,可能在缺血性卒中发挥神经保护的作用。
3.4 嘌呤受体
近年研究发现,小胶质细胞表达多种嘌呤受体亚型,包括嘌呤能门控离子通道型受体7(purinergic ligand-gated ion channel 7,P2X7)、嘌呤能受体G蛋白偶联受体2(purinergic receptor G protein-coupled 2,P2Y2)和嘌呤能受体G蛋白偶联受体12 (purinergic receptor G protein-coupled 12,P2Y12)。小胶质细胞发挥功能依赖于这些嘌呤受体的配体,这些受体的配体大多数是ATP。
P2X7是目前唯一被证实可以被外源性ATP激活,促进小胶质细胞凋亡的嘌呤受体[35-36]。P2X7信号通路激活后,促进小胶质细胞增殖、超氧化物产生。缺血性脑卒中后,由于组织损伤,释放产生大量ATP使小胶质细胞激活,并使P2X7受体表达上调;激活的小胶质细胞产生如活性氧、一氧化氮、蛋白酶及一些炎性物质对组织产生损害作用。有研究发现,CNS炎症模型中,P2X7拮抗剂可减轻损伤及损伤后炎症;也有报道指出,脑卒中模型中P2X7拮抗剂加剧了脑卒中的损伤效应[37-38]。产生这些难以解释的现象可能是由于拮抗剂影响体内其他基础浓度的嘌呤受体,以及除小胶质细胞之外表达P2X7和其他嘌呤受体的细胞。
4 展望
由于缺血性脑卒中后小胶质细胞作用的多效性,其临床意义值得深入研究。之前研究主要致力于如何消除其在卒中后炎症反应的有害作用,而保留其有益作用;但由于缺血性脑卒中后活化的小胶质细胞在炎症反应方面调控机制的复杂性,目前越来越多的研究致力于探索缺血性脑卒中后小胶质细胞如何进行活化。小胶质细胞活化相关受体随着缺血性脑卒中的炎症反应而发生激活,活化的受体部分介导抗炎效应,其他受体则介导促炎效应。推测造成受体作用的多效性可能和其激活过程中所介导的信号通路及相关配体有密切联系。小胶质细胞受体的靶向干预治疗可能成为缺血性脑卒中新的研究方向及热点,但由于受体活化具体机制的复杂性,及其阻断过程中诸多不明确因素,所以还需要更加深入细致的研究。
[1]Kishore A,Vail A,Majid A,et al.Detection of atrial fibrillation after ischemic stroke or transient ischemic attack:a systematic review and meta-analysis[J].Stroke,2014,45(2):520-526.
[2]Saada F,Antonios N.Existence of ipsilateral hemiparesis in ischemic and hemorrhagic stroke:two case reports and review of the literature[J].Eur Neurol,2014,71(1-2):25-31.
[3]Winship IR,Armitage GA,Ramakrishnan G,et al.Augmenting collateral blood flow during ischemic stroke via transient aortic occlusion[J].J Cereb Blood Flow Metab,2014,34(1):61-71.
[4]Marks MP,Lansberg MG,Mlynash M,et al.Effect of collateral blood flow on patients undergoing endovascular therapy for acute ischemic stroke[J].Stroke,2014,45(4):1035-1039.
[5]Zhao H,Cheng L,Liu Y,et al.Mechanisms of anti-inflammatory property of conserved dopamine neurotrophic factor:inhibition of JNK signaling in lipopolysaccharide-induced microglia[J].J Mol Neurosci,2014,52(2):186-192.
[6]Sieweke MH,Allen JE.Beyond stem cells:self-renewal of differentiated macrophages [J].Science,2013,342(6161): 1242974.
[7]Geissmann F.Development of monocytes,macrophages,and dendritic cells(vol 327,pg 656,2010)(Erratum)[J].Science, 2010,330(6009):1318.
[8]Ginhoux F,Greter M,Leboeuf M,et al.Fate mapping analysis reveals that adult microglia derive from primitive macrophages[J].Science,2010,330(6005):841-845.
[9]Kierdorf K,Erny D,Goldmann T,et al.Microglia emerge from erythromyeloid precursors via Pu.1-and Irf8-dependent pathways[J].Nat Neurosci,2013,16(3):273-280.
[10]Schulz C,Perdiguero EG,Chorro L,et al.A lineage of myeloid cells independent of Myb and hematopoietic stem cells[J].Science,2012,336(6077):86-90.
[11]Parkhurst CN,Yang G,Ninan I,et al.Microglia promote learning-dependent synapse formation through brain-derived neurotrophic factor[J].Cell,2013,155(7):1596-1609.
[12]Li T,Pang S,Yu Y,et al.Proliferation of parenchymal microglia is the main source of microgliosis after ischaemic stroke[J]. Brain,2013,136(Pt 12):3578-3588.
[13]Tang Y,Le W.Differential roles of M1 and M2 microglia in neurodegenerative diseases[J].Mol Neurobiol,2016,53(2): 1181-1194.
[14]Tang XN,Cairns B,Kim JY,et al.NADPH oxidase in stroke and cerebrovascular disease[J].Neurol Res,2012,34(4): 338-345.
[15]Tang XN,Zheng Z,Giffard RG,et al.Significance of marrow-derived nicotinamide adenine dinucleotide phosphate oxidase in experimental ischemic stroke[J].Ann Neurol,2011,70 (4):606-615.
[16]Radermacher KA,Wingler K,Langhauser F,et al.Neuroprotection after stroke by targeting NOX4 as a source of oxidative stress[J].Antioxid Redox Signal,2013,18(12):1418-1427.
[17]Ginsberg MD.Expanding the concept of neuroprotection for acute ischemic stroke:The pivotal roles of reperfusion and the collateral circulation[J].Prog Neurobiol,2016,145-146: 46-77.
[18]Guix FX,Uribesalgo I,Coma M,et al.The physiology and pathophysiology of nitric oxide in the brain[J].Prog Neurobiol,2005,76(2):126-152.
[19]Lakhan SE,Kirchgessner A,Hofer M.Inflammatory mechanisms in ischemic stroke:therapeutic approaches[J].J Transl Med,2009,7:97.
[20]Terpolilli NA,Moskowitz MA,Plesnila N.Nitric oxide:considerations for the treatment of ischemic stroke[J].J Cereb Blood Flow Metab,2012,32(7):1332-1346.
[21]Cho S,Park EM,Zhou P,et al.Obligatory role of inducible nitric oxide synthase in ischemic preconditioning[J].J Cereb Blood Flow Metab,2005,25(4):493-501.
[22]Lapi D,Colantuoni A.Remodeling of cerebral microcirculation after ischemia-reperfusion[J].J Vasc Res,2015,52(1): 22-31.
[23]Boscia F,Esposito CL,Casamassa A,et al.The isolectin IB4 binds RET receptor tyrosine kinase in microglia[J].J Neurochem,2013,126(4):428-436.
[24]Miao X,Liu X,Yue Q,et al.Deferoxamine suppresses microglia activation and protects against secondary neural injury after intracerebral hemorrhage in rats[J].Nan Fang Yi Ke Da Xue Xue Bao,2012,32(7):970-975.
[25]Jin R,Yang G,Li G.Molecular insights and therapeutic targets for blood-brain barrier disruption in ischemic stroke:critical role of matrix metalloproteinases and tissue-type plasminogen activator[J].Neurobiol Dis,2010,38(3):376-385.
[26]Chaturvedi M,Kaczmarek L.MMP-9 inhibition:a therapeutic strategy in ischemic stroke[J].Mol Neurobiol,2014,49(1): 563-573.
[27]Chen Z,Jalabi W,Shpargel KB,et al.Lipopolysaccharide-induced microglial activation and neuroprotection against experimental brain injury is independent of hematogenous TLR4[J]. J Neurosci,2012,32(34):11706-11715.
[28]Napoli I,Neumann H.Protective effects of microglia in multiple sclerosis[J].Exp Neurol,2010,225(1):24-28.
[29]Kong Y,Le Y.Toll-like receptors in inflammation of the central nervous system[J].Int Immunopharmacol,2011,11(10): 1407-1414.
[30]Lin S,Yin Q,Zhong Q,et al.Heme activates TLR4-mediated inflammatory injury via MyD88/TRIF signaling pathway in intracerebral hemorrhage[J].J Neuroinflammation,2012,9:46.
[31]Zhang D,Li H,Li T,et al.TLR4 inhibitor resatorvid provides neuroprotection in experimental traumatic brain injury:implication in the treatment of human brain injury[J].Neurochem Int, 2014,75:11-18.
[32]Mandrekar-Colucci S,Sauerbeck A,Popovich PG,et al. PPAR agonists as therapeutics for CNS trauma and neurological diseases[J].ASN Neuro,2013,5(5):e00129.
[33]Quintanilla RA,Utreras E,Cabezas-Opazo FA.Role of PPAR gamma in the differentiation and function of neurons[J].PPAR Res,2014,2014:768594.
[34]Zhao X,Strong R,Zhang J,et al.Neuronal PPAR gamma deficiency increases susceptibility to brain damage after cerebral ischemia[J].J Neurosci,2009,29(19):6186-6195.
[35]Rivera A,Vanzulli I,Butt AM.A central role for ATP signaling in glial interactions in the CNS[J].Curr Drug Targets, 2016,17(16):1829-1833.
[36]Bhattacharya A,Biber K.The microglial ATP-gated ion channel P2X7 as a CNS drug target[J].Glia,2016,64(10): 1772-1787.
[37]Rech JC,Bhattacharya A,Letavic MA,et al.The evolution of P2X7 antagonists with a focus on CNS indications[J].Bioorg Med Chem Lett,2016,26(16):3838-3845.
[38]Engel T.Purinergic signaling-induced neuroinflammation and status epilepticus[J].Expert Rev Neurother,2016,16(7): 735-737.
Role of Microglia in Damage after Ischemic Stroke(review)
WANG Dong,HOU Bo-ru,YANG Wen-zhen,KANG Jun-lin,REN Hai-jun
Department of Neurosurgery,Second HospitalAffiliated to Lanzhou University,Lanzhou,Gansu 730000,China
REN Hai-jun.E-mail:baiyunguan@hotmail.com
Microglial cells are the resident immune cells of brain.The activated microglia produces a range of deleterious substances, which plays an important role in the inflammation of post-stroke,such as superoxide,nitric oxide,matrix metalloproteinases,etc.The activation of microglia may involve triggering receptor expressed on myeloid cells-1,Toll-like receptors 4,peroxisome proliferator-activated receptors,purinergic receptors,etc.Intervention targeted to microglial receptor is becoming a new strategy for ischemic stroke.
ischemic stroke;microglia;injury;receptors;review
10.3969/j.issn.1006-9771.2017.01.010
R743.3
A
1006-9771(2017)01-0042-04
2016-09-09
2016-10-17)
1.甘肃省自然科学基金面上基金项目(No.1506RJZA222);2.兰州市科技局基金项目(No.2015-2-55)。
兰州大学第二医院神经外科,甘肃兰州市730000。作者简介:王栋(1989-),男,汉族,陕西西安市人,硕士研究生,主要研究方向:重型颅脑损伤及脑血管病。通讯作者:任海军(1962-),男,汉族,甘肃兰州市人,主任医师、教授,硕士研究生导师,主要研究方向:重型颅脑损伤。E-mail:baiyunguan@hotmail.com。