人乳头瘤病毒与宫颈癌

陈守真+夏和霞+张炜

摘 要 宫颈癌是常见的妇科三大恶性肿瘤之一，严重威胁着女性的生命和健康。研究发现，人乳头瘤病毒（human papillomaviruses， HPV）感染与宫颈癌的发生、发展关系密切。HPV致癌是一个多步骤的、渐进的复杂过程，其中早期基因编码的E6、E7蛋白起着关键作用，早期基因编码的E2蛋白和晚期基因编码的L1蛋白也参与了致癌过程。阐明HPV致癌的机制有助于临床工作者加深对宫颈癌的认识、积极筛查和治疗HPV感染以减少宫颈癌的发生，有利于对已确诊为宫颈癌或癌前病变患者的治疗评估和风险分析。

关键词 宫颈癌 人乳头瘤病毒 早期蛋白 致癌机制

中图分类号：R730.231； R737.33 文献标识码：A 文章编号：1006-1533（2016）11-0003-05

Human papillomavirus and cervical cancer

CHEN Shouzhen， XIA Hexia， ZHANG Wei*

（Department of Gynecology， Obstetrics and Gynecology Hospital， Fudan University， Shanghai 200011， China）

ABSTRACT Cervical cancer is one of the most common gynecologic malignant tumors and can seriously threaten the health of women. There are many studies which confirmed that human papillomavirus （HPV） infection was an essential condition for the occurrence and development of cervical cancer. Carcinogenesis of HPV is a gradual complex process with multiple steps， in which protein E6 and E7 encoded by early genes are thought to play a key role， while protein E2 and L1 are also involved in the carcinogenesis. Elucidation of the mechanism of carcinogenic HPV is helpful for gynecologists to deepen the awareness of cervical cancer and to actively screen and treat HPV infection so as to reduce the occurrence of cervical cancer， which is of benefit to the diagnosis and treatment of patients with cervical cancer or precancerous lesions.

KEY WORDS cervical cancer； human papillomavirus； early protein； carcinogenesis

宫颈癌是常见的妇科三大恶性肿瘤之一，严重威胁着女性的生命和健康，其发病率在女性恶性肿瘤中位居第2位，仅次于乳腺癌，全世界每年约有50万新发病例，同时有25万死亡病例[1]。目前，国内宫颈癌的发病率和死亡率均较高，并且出现了病例年轻化的趋势。深刻认识宫颈癌、全面开展筛查工作、及早诊断、系统治疗宫颈癌成为妇产科医师的一项重要工作。大量的临床医学研究及流行病学调查均发现，人乳头瘤病毒（human papillomavirus， HPV）感染与宫颈癌的发生、发展关系密切：HPV感染可引起子宫颈上皮内肿瘤（cervical intraepithelial neoplasia， CIN）及宫颈癌的发生，其中高危型HPV的持续感染是促进宫颈癌发生的最主要因素[2]。因此，研究HPV感染与宫颈癌的关系对开展宫颈癌的预防和治疗工作有着重要意义。本文就HPV的生物学特征、致宫颈癌的分子生物学机制和检测现状作一综述。

1 HPV的生物学特征

1.1 HPV的病毒学特点

HPV是一类嗜黏膜和皮肤的上皮性病毒，在人和动物中分布广泛，具有高度特异性。HPV属于乳多空病毒科的乳头瘤病毒家族，镜下呈无包膜的20面体对称的球形结构，直径约45 ～ 55 mm。HPV为一类较小的DNA病毒，相对分子质量约为5×106，其中病毒蛋白约占80%。HPV基因组呈双链闭环的非均质DNA结构，长度为7 200 ～ 8 000 bp，包含8 ～ 9个开放式阅读框，它们分布在3个区域：非编码的上游调控区、早期蛋白编码区和晚期蛋白编码区。早期蛋白编码区主要编码E1、E2、E4、E5、E6和E7等蛋白，它们主要参与调节病毒的生命周期并调控细胞DNA的复制、RNA的转录和病毒蛋白的翻译，还可诱导细胞骨架重排及细胞转化等。E1蛋白具有腺苷三磷酸酶和解旋酶活性，可与E2蛋白相互作用来识别HPV基因组DNA复制的起始点。E2蛋白可特异性地结合到E6和E7基因启动子DNA的识别序列中，进而调节E6和E7蛋白的转录。E4蛋白可在上皮细胞骨架的重构和解体过程中与细胞的中间丝结合，参与HPV DNA的复制与释放过程。E5蛋白的作用尚不明确，可能参与了刺激E6和E7蛋白表达的信号传导途径。有研究表明，高危型HPV的E5蛋白可以通过调节细胞的miRNA而改变细胞的基因表达[3]；E6和E7蛋白是主要的致癌蛋白[4]。晚期蛋白编码区编码具有抗原性的主要衣壳蛋白L1和次要衣壳蛋白L2，其中L1蛋白的分子量较大并高度保守，为各型HPV的特异性蛋白抗原，占病毒表面的90%；L2蛋白的分子量较小，高度变异且不具有特异性。LI和L2蛋白参与了病毒表面的吸附、胞吞作用和病毒粒子的包装等过程。

目前已发现有200种以上的不同基因型HPV，其中得到鉴定并被完整测序的有170余种[5]。根据L1蛋白核酸序列的不同，HPV可分为α、β、γ等不同亚型。α型HPV包括30余种嗜黏膜型和少数嗜皮肤型HPV。嗜黏膜型HPV又可分为低危型和高危型HPV，低危型HPV主要引起生殖器疣，高危型HPV则与宫颈癌、肛周癌和口咽癌等恶性肿瘤的发生、发展有关，主要包括HPV16、HPV18、HPV31、HPV33、HPV35、HPV39、HPV45、HPV51、HPV52、HPV56、HPV58、HPV59、HPV66、HPV68和HPV73等[6]。β型HPV由一大组嗜皮肤型HPV构成，可在紫外线的协同作用下引起非黑素瘤型皮肤癌的发生、发展[5]；其他如γ、μ、ν等型HPV也多是可引起乳头瘤和疣的嗜皮肤型HPV。

1.2 HPV感染的流行病学特点

HPV对皮肤和黏膜上皮有强力的嗜组织性，是人类常见的性传播病原体，主要通过直接或间接接触被污染的物品以及不洁性行为等方式传播，其感染仅局限于人类上皮细胞表层的基底细胞中[7]，不发生迁移。大多数的HPV感染可被宿主清除，但有小部分的高危型HPV，由于宿主的基因突变或防疫机制出现缺陷等原因能持续或反复感染宿主而引起恶性肿瘤的发生、发展。多个性伴侣、不良卫生状况、继发于人免疫缺陷病毒感染或合并其他病毒感染是HPV感染的高危因素。全球每年约有50万女性感染HPV，且此感染率仍在不断上升。约80%有性行为的女性在其人生的某个阶段感染过HPV。大样本量调查发现，在13个不同国家和地区的15 ～ 74岁女性中，HPV感染率为6.6%[8]。国际癌症协会资料表明，低危型HPV感染主要引起皮肤疣状增生、生殖道和肛周皮肤湿疣样良性疾病；高危型HPV感染则与皮肤基底细胞癌、鼻咽癌、口腔癌和宫颈癌等恶性肿瘤密切相关，尤其是HPV16和HPV18，主要引起高级别CIN和宫颈癌发生。不同亚型HPV感染的分布具有一定的地域性差异，其中在亚洲国家，除HPV16和HPV18感染外，HPV52和HPV58感染也较在西方及非洲国家常见；而在南美洲，HPV33和HPV39感染更为常见[9]。

2 HPV致宫颈癌的分子机制

已知HPV感染引起的恶性肿瘤约占全部恶性肿瘤的5%。20世纪70年代，Zur在对宫颈癌风险因素探索、研究的基础上首次提出，HPV感染是宫颈癌的重要致癌因素。此后开展的一系列研究证实，约98.5%的浸润性宫颈癌与HPV感染有关。因此，HPV感染与宫颈癌的发生、发展关系密切[10]。约80%性生活活跃的女性一生中会至少感染1次HPV，但大多数的感染处于亚临床状态，病毒一般会在6 ～ 18个月内被免疫系统清除，只有约10%的持续性感染会经历长期的由低级别到高级别CIN、最终演变成宫颈癌的过程。不过，在这个长期过程中，CIN也可能消退。随着近几年对HPV感染研究的深入，人们已初步揭示了HPV致癌的分子机制，即HPV的持续感染、HPV早期蛋白的异常表达、HPV基因的不稳定性以及由此引起的宿主基因失衡是HPV致癌的关键因素[11]。一些流行病学研究还表明，吸烟、性生活混乱、使用口服避孕药、基因易感性和合并其他感染会增强HPV的致癌作用。目前，国内外学者对HPV致癌机制的研究主要集中在以下几个方面。

2.1 HPV DNA与宿主基因的整合

HPV感染宿主后，其以游离或整合状态存在于宿主细胞中。低危型HPV的DNA总是保持游离状态，而高危型HPV感染宿主后，其DNA通常会整合到宿主细胞的基因组中，导致宿主基因缺失或突变，进而干扰宿主细胞中癌基因和抑癌基因的表达。目前认为，上述整合过程中E2基因的丢失会导致E6和E7基因失去控制而表达过度。E6和E7蛋白可使p53蛋白和视网膜母细胞瘤蛋白（retinoblastoma protein， pRb）失活[12]，进而使这两种蛋白不能与其他细胞蛋白发生相互作用而引起宿主细胞的永生化和恶性变。有关实验证实，高危型HPV基因组与宿主基因整合是其致癌过程中的关键环节，但对此后会否促进宫颈癌发生以及在何种程度上促进宫颈癌发生目前尚无定论。

2.2 E6和E7蛋白的作用

E6和E7蛋白是HPV基因组表达的主要致癌蛋白，致癌机制与其蛋白结构密切相关。有关实验已经证实，这两种蛋白可与其他多种细胞蛋白发生相互作用，进而引起细胞的恶性增殖。

E6基因位于HPV基因组的第83 ～ 559 bp间，其编码的E6蛋白定位于细胞核中，约150 aa，分子量为16 ～ 18 kD。E6蛋白可与多种细胞蛋白结合，所以存在多种相关的关键结合位点[13]，如有2个存在共同C（色氨酸）-x（任意氨基酸）-x-C为基序的锌指结构、多个p53蛋白结合位点和由x-S/T（丝氨酸/苏氨酸）-x-V/L/I（缬氨酸/亮氨酸/异亮氨酸）构成的可与宿主细胞PDZ蛋白相互作用的结合域[14]。E6蛋白可从多个方面引起宫颈癌发生。E6蛋白与p53蛋白的相互作用是导致HPV感染的一个关键环节。p53蛋白是一种抑癌蛋白，是稳定基因组的关键因素，不仅参与DNA复制及其损伤修复，而且能促进细胞凋亡、阻止产生突变细胞，进而抑制细胞癌变。E6蛋白可导致p53蛋白失活，进而影响多种细胞活动，包括细胞的凋亡、周期控制和衰老等过程。也有研究提示，HPV感染与宫颈癌前病变及其恶性变过程中p53基因的表达之间并无显著相关性[15]。通常认为，E6蛋白可通过E6相关蛋白（E6-associate protein， E6-AP）使p53蛋白泛素化分解失活或将p53蛋白留在细胞胞浆内而阻止p53蛋白发挥正常功能[16]。p53蛋白失活会使细胞G1/S期及G2/M期的调控点失控，进而阻止细胞凋亡。在因感染高危型的HPV16而癌变的细胞中，p53蛋白的含量较正常细胞中的低，半衰期也更短。对HPV52和HPV58基因型的研究显示，在感染这两型HPV的宫颈组织中，宫颈癌的发生可能与细胞中p53蛋白的损失有关[17]。乙酰基转移酶是在DNA转录过程中有重要作用的赖氨酸乙酰基转移酶，其参与DNA损伤应答和细胞凋亡过程，在肿瘤细胞中的表达降低。最近的研究显示，E6蛋白可以提高E3蛋白连接酶EDD1/UBR5的表达和降低乙酰基转移酶的水平，进而引起宫颈癌的发生[18]。此外，E6蛋白可通过影响端粒酶的功能来改变端粒长度和破坏细胞染色体的稳定性。端粒酶由端粒RNA、人端粒酶反转录酶（human telomerase reverse transcriptase， hTERT）和端粒酶相关蛋白等亚单位组成。E6蛋白可直接与hTERT结合，进而稳定其结构或改变其在细胞中的定位[19]。E6蛋白可通过促进hTERT的表达而提高端粒酶的活性。E6蛋白之所以对hTERT有诱导作用，一方面是E6蛋白与c-Myc蛋白形成的复合物可作用于hTERT基因的启动子，进而调节hTERT基因的转录水平；另一方面是E6蛋白/E6-AP可使hTERT基因启动子的天然抑制物NFX1-91进入泛素依赖的降解途径，进而促进hTERT基因的转录[20]。hTERT除与端粒酶活性有关外，还可激活Wnt信号传导通路，但其机制目前还不清楚[21]。Wnt信号传导通路与多种细胞进程相关，激活该通路可能会提供一个有利于高危型HPV复制的细胞环境。此外，高危型HPV的E6蛋白与宿主细胞PDZ蛋白的结合及相互作用也可通过泛素-蛋白酶体系统将PDZ蛋白降解，进而导致细胞黏附、细胞间连接及其信息传递功能被破坏，使肿瘤恶性变并利于肿瘤细胞的浸润和转移[14]。E6蛋白还可影响一些已知的参与细胞生长调节的miRNA，进而显著影响细胞进程[22]。高危型HPV的E6蛋白可通过E6蛋白/E6-AP途径下调抑癌基因miR-23b、miR-218和miR-34a的表达，进而影响细胞的迁移和代谢，引起肿瘤的发生及恶性变[23]。

E7基因编码一种约100 aa的磷酸化核蛋白，后者上既有核定位信号、又有核输出信号，可定位于细胞核或细胞质[24]。E7基因的N端有2个保守结构域CR1和CR2，它们在E7蛋白的体外转化过程中起着重要作用。CR1介导抑癌蛋白pRb的降解，CR2中有LxCxE基序及2个可被蛋白激酶Ⅱ磷酸化的丝氨酸位点，它们可直接与pRb口袋结构特异性结合并使之失活。E7蛋白的C末端包含2个C-x-x-C基序，它们构成了锌指结构，可使E7蛋白形成二聚体，同时介导其与pRb、C-Jun和其他宿主细胞蛋白的相互作用[25]。基质金属蛋白酶在肿瘤的侵袭和转移过程中起着关键作用。E7蛋白可激活基质金属蛋白酶的内源性调节剂，提高基质金属蛋白酶的表达，促进肿瘤进展[26]。

HPV表达的E7蛋白可与pRb及其家族成员p107和p130结合，进而影响细胞周期调控。E7蛋白可促使pRb进入泛素依赖的途径降解。pRb失活可使转录因子E2F活化，进而激活细胞自G1期进入S期的DNA复制相关基因的转录。研究显示，在HPV阳性的恶性肿瘤细胞系中，当p130-DREAM复合物重新形成时，细胞生长抑制会重获恢复[27]。E7蛋白的锌指结构和LxCxE基序可与转录因子AP-1发生直接或间接的相互作用，进而激活细胞早期基因或影响细胞周期调控。E7蛋白N端的CR1可与pRb家族成员p600发生相互作用，进而促进细胞的转化和增殖并延长细胞的G2期[28]。抑癌基因miR-15a和miR16-1是miRNA基因簇成员，具有调控细胞的增殖、存活和侵袭的作用。有关研究显示，E7蛋白可显著上调miR16-1的水平，进而促进宫颈癌细胞的侵袭[23]。

2.3 其他相关的研究进展

信号传导及转录激活因子（signal transducers and activators of transcription， STAT）是一组可调节相关靶基因转录并参与细胞增殖、分化以及炎症和免疫反应的转录因子。STAT3可诱导和维持致癌的炎性微环境，在肿瘤恶性变过程中发挥着关键作用。STAT3在多种恶性肿瘤中的表达提高，其可参与肿瘤细胞的增殖和凋亡、侵袭和转移以及免疫逃逸等。STAT3基因的多态性与中国女性的高危型HPV易感、低分化宫颈癌及宫旁浸润等显著相关[29]。研究显示HPV16和HPV18感染与STAT3的过表达显著相关[30]，说明高危型HPV感染可能引起宫颈细胞内STAT3的异常激活，进而引起宫颈细胞恶性变。

HPV表达的L1蛋白是HPV复制早期的一种结构蛋白，可反映HPV的复制状态。当HPV基因组整合到宿主基因后，L1蛋白表达消失。L1蛋白也是机体细胞免疫反应的靶蛋白。当L1蛋白表达缺失时，HPV感染细胞将不能被机体免疫系统有效识别和清除，进而可能促进上皮细胞的恶性变。因此，L1蛋白的表达情况与宫颈病变之间可能存在一定的关系。

还有其他HPV致癌机制的研究。我们相信，对HPV与宫颈癌关系的研究终将使我们更清楚宫颈癌的发病和进展机制，进而帮助我们有效防治宫颈癌。

3 HPV感染的实验室检测方法

大多数的HPV感染无临床症状，难以通过相关症状和体征发现，只能通过实验室检测得知。鉴于HPV至今尚不能在体外培养，也无合适的实验动物作为载体，因此不能用简便的血清学检测来进行HPV感染的诊断及分型，检测主要依赖形态学和分子生物学方法。

3.1 形态学方法

常用的形态学方法有细胞学、病理学、免疫学和电镜等检查方法。细胞学检查法系应用巴氏涂片或液基细胞学方法制片、而后再根据细胞形态的转变情况来予以诊断的。HPV阳性细胞的特征性改变是出现挖空细胞。细胞学检查法诊断HPV感染的敏感性较差。病理学检查法主要观察宿主上皮的形态学改变，包括鳞状上皮疣状或乳头状增生、基底细胞增生和层次增加等。但因较多的HPV感染患者的病理学表现并不典型，故还需联合应用其他检测方法来进一步予以诊断。免疫学检查法包括应用免疫组织化学法检测抗体与L1蛋白或E6、E7蛋白的反应，应用放射免疫沉淀法检测组织和血清中的抗HPV抗体水平，应用血清免疫吸附试验法检测血清中E6、E7蛋白的特异性抗体等方法。但是，HPV蛋白的表达须待其DNA在宿主体内与宿主细胞内的DNA整合并复制以后才会出现，因此对检测阴性者也不能作出否定的诊断，即免疫学检查法的敏感性仍较低。应用电镜检查法可直接观察到HPV的病毒颗粒。扫描电镜的分辨力为1 nm，透射电镜的分辨力可达0.1 nm。不过，应用电镜检查法诊断HPV感染的成本太高，且敏感度也仅有30% ～ 50%。上述各传统检查方法的特异性和敏感性均不够理想，存在较高的假阴性率，加之无法对HPV感染进行分型，目前在临床上的实际应用已趋减少。

3.2 分子生物学方法

随着分子生物学技术的发展，有关HPV核酸的检测方法渐趋增多，而现临床上最常用的是聚合酶链式反应（polymerase chain reaction， PCR）法，其诊断HPV感染的敏感性较高。

PCR法结合反向点杂交技术检测等方法不仅可以对HPV感染进行确诊，还可以对HPV感染进行分型、测定病毒载量、进行基因序列分析和发现新基因型等。PCR法的缺点是样品间易交叉污染导致假阳性，而且各种PCR法由于引物、反应体系及产物检测方法等不同，敏感性和特异性也不相同，缺乏一致的诊断标准。为解决这一问题，技术人员发明了应用基因芯片技术检测HPV感染的方法，其原理是应用PCR技术放大基因信号，而后通过高特异性的导流杂交技术及高通量的基因芯片技术一次性地检测HPV感染及其分型。基因芯片技术已用于对细胞学和组织学等标本的HPV感染检测，但目前因成本昂贵，并未广泛用于临床。除此之外，原位杂交技术、核酸印迹原位杂交技术和斑点印迹检测方法等也可用于HPV感染检测，但因操作繁琐、费时耗力，实际应用均不多。

4 结语

宫颈癌是严重威胁女性生命和健康的常见恶性肿瘤类型，其发生与高危型HPV的持续感染密切相关。对HPV致癌的分子生物学机制的深入研究可帮助我们发明新的筛查方法，做到宫颈癌的早发现、早诊断、早治疗。阐明HPV的致癌机制还可帮助我们开发针对性的药物，以更有效地治疗宫颈癌。此外，HPV感染的检测方法很多，但因不同亚型HPV的致病能力不同，故需重视HPV感染分型的检测，这有利于在临床上分流管理高危型HPV感染患者、预测疾病进展并指导HPV疫苗的开发及使用。

参考文献

[1] Forman D， de Martel C， Laeey CJ， et al. Global burden of human papillomavirus and related diseases [J]. Vaccine， 2012， 30（Suppl 5）： F12-F23.

[2] Doorbar J， Egawa N， Griffin H， et al. Human papillomavirus molecular biology and disease association [J]. Rev Med Virol， 2015， 25（Suppl 1）： 2-23.

[3] Greco D， Kivi N， Qian K， et al. Human papillomavirus 16 E5 modulates the expression of host microRNAs [J/OL]. PLoS One， 2011， 6（7）： e21646 [2015-11-14]. http：//www.plosone. org/article/fetchObject.action？uri=info：doi/10.1371/journal.po ne.0021646&representation=PDF.

[4] Ghittoni R， Accardi R， Hasan U， et al. The biological properties of E6 and E7 oncoproteins from human papillomaviruses [J]. Virus Genes， 2010， 40（1）： 1-13.

[5] Accardi R， Gheit T. Cutaneous HPV and skin cancer [J]. Presse Med， 2014， 43（12P2）： e435-e443.

[6] Doorbar J. The papilomavirus life cycle [J]. J Clin Virol， 2005， 32（Suppl 1）： S7-S15.

[7] Clifford GM， Gallus S， Herrero R， et al. Worldwide distribution of human papillomavirus types in cytological normal women in the International Agency for Research on Cancer HPV prevalence surveys： a pooled analysia [J]. Lancet， 2005， 366（9490）： 991-998.

[8] Woodman CB， Collin S， Winter H， et al. Natural history of cervical human papillomavirus infection in young women： a longitudinal cohort study [J]. Lancet， 2001， 357（9271）： 1831-1836.

[9] Schiffman M， Wentzensen N， Wacholder S， et al. Human papillomavirus testing in the prevention of cervical cancer [J]. J Natl Cancer Inst， 2011， 103（5）： 368-383.

[10] Parkin DM， Bray F. Chapter 2： the burden of HPV-related cancers [J]. Vaccine， 2006， 24（Suppl 3）： S11-S25.

[11] Groves IJ， Coleman N. Pathogenesis of human papillomavirus-associated mucosal disease [J]. J Pathol， 2015， 235（4）： 527-538.

[12] Ekalaksananan T， Jungpol W， Prasitthimay C， et al. Polymorphisms and functional analysis of the intact human papillomavirus16 e2 gene [J/OL]. Asian Pac J Cancer Prev， 2014， 15（23）： 10255-10262 [2015-11-15]. http：// www.apocpcontrol.org/paper_file/issue_abs/Volume15_ No23/10255-10262%209.3-1%20Tipaya%20Ekalaksananan. pdf.

[13] Klingelhutz AJ， Roman A. Cellular transformation by human papillomaviruses： lessons learned by comparing high-and low-risk viruses [J]. Virology， 2012， 424（2）： 77-98.

[14] Ganti K， Broniarczyk J， Manoubi W， et al. The human papillomavirus E6 PDZ binding motif： from life cycle to malignancy [J/OL]. Viruses， 2015， 7（7）： 3530-3551 [2015-11-16]. http：//www.mdpi.com/1999-4915/7/7/2785/pdf.

[15] Shukla S， Dass J， Pujani M. p53 and bcl2 expression in malignant and premalignant lesions of uterine cervix and their correlation with human papillomavirus 16 and 18 [J]. South Asian J Cancer， 2014， 3（1）： 48-53.

[16] Mortensen F， Schneider D， Barbic T， et al. Role of ubiquitin and the HPV E6 oncoprotein in E6AP-mediated ubiquitination[J]. Proc Natl Acad Sci U S A， 2015， 112（32）： 9872-9877.

[17] Kim TE， Kim HW， Lee KE. Distribution of human papillomavirus 52 and 58 genotypes， and their expression of p16 and p53 in cervical neoplasia [J]. Korean J Pathol， 2014， 48（1）： 24-29.

[18] Subbaiah VK， Zhang Y， Rajagopalan D， et al. E3 ligase EDD1/UBR5 is utilized by the HPV E6 oncogene to destabilize tumor suppressor TIP60 [J]. Oncogene， 2015，（Epub ahead of print）. doi： 10.1038/onc.2015.268.

[19] Liu X， Dakic A， Zhang Y， et al. HPV E6 protein interacts physically and functionally with the cellular telomerase complex [J]. Proc Natl Acad Sci U S A， 2009， 106（44）： 18780-18785.

[20] Wang HY， Park S， Kim S， et al. Use of hTERT and HPV E6/E7 mRNA RT-qPCR TaqMan assays in combination for diagnosing high-grade cervical lesions and malignant tumors[J]. Am J Clin Pathol， 2015， 143（3）： 344-351.

[21] Lichtig H， Gilboa DA， Jaekman A， et al. HPV16 E6 augments Wnt signaling in an E6AP-dependent manner [J]. Virology， 2010， 396（1）： 47-58.

[22] Díaz-González Sdel M， Deas J， Benítez-Boijseauneau O， et al. Utility of microRNAs and siRNAs in cervical carcinogenesis[J/OL]. Biomed Res Int， 2015， 2015： 374924 [2015-11-17]. http：//downloads.hindawi.com/journals/bmri/2015/374924.pdf.

[23] Au Yeung CL， Tsang TY， Yau PL， et al. Human papillomavirus type 16 E6 induces cervical cancer cell migration through the p53/microRNA-23b/urokinase-type plasminogen activator pathway [J]. Oncogene， 2011， 30（21）： 2401-2410.

[24] Ajiro M， Zheng ZM. E6^E7， a novel splice isoform protein of human papillomavirus 16， stabilizes viral E6 and E7 oncoproteins via HSP90 and GRP78 [J/OL]. MBio， 2015， 6（1）： e02068-14 [2015-11-17]. http：//mbio.asm.org/ content/6/1/e02068-14.full.pdf+html.

[25] Ryzhakova OS， Soloveva NI. [Matrix metalloproteinases（MMP） — MMP-1， -2， -9 and its endogenous activity regulators in transformed by E7 oncogene HPV16 and HPV18 cervical carcinoma cell lines] [EB/OL]. [2015-11-17]. http：// www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/？term=Biomed+Khim%2C+2 013%2C+59（5）%3A+530.

[26] Knapp AA， McManus PM， Boekstall K， et al. Identification of the nuclear localization and export signals of high risk HPV16 E7 oncoprotein [J]. Virology， 2009， 383（1）： 60-68.

[27] Nor Rashid N， Yusof R， Watson RJ. Disruption of repressive pl30-DREAM complexes by human papillomavirus 16 E6/E7 oncoproteins is required for cell-cycle progression in cervical cancer cells [J]. J Gen Virol， 2011， 92（Pt 11）： 2620-2627.

[28] Banerjee NS， Wang HK， Broker TR， et al. Human papillomavirus （HPV） E7 induces prolonged G2 following S phase reentry in differentiated human keratinocytes [J/OL]. J Biol Chem， 2011， 286（17）： 15473-15482 [2015-11-19]. http：// www.jbc.org/content/286/17/15473.full.pdf+html.

[29] Wang K， Zhou B， Zhang J， et al. Association of signal transducer and activator of transcription 3 gene polymorphisms with cervical cancer in Chinese women [J]. DNA Cell Biol， 2011， 30（11）： 931-936.

[30] Shukla S， Shishodia G， Mahata S， et al. Aberrant expression and constitutive activation of STAT3 in cervical carcinogenesis： implications in high-risk human papillomavirus infection [J/OL]. Mol Cancer， 2010， 9： 282[2015-11-17]. http：//www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/ PMC2984472/pdf/1476-4598-9-282.pdf.