植物挥发性有机化合物研究方法进展

李军1. 广东工程职业技术学院，广东 广州 510520；2. 广东省林业科学研究院，广东 广州 510520

植物挥发性有机化合物研究方法进展

李军1， 2
1. 广东工程职业技术学院，广东 广州 510520；2. 广东省林业科学研究院，广东 广州 510520

植物产生的挥发性有机化合物在调节植物与周围环境间的信息交流中起着重要作用，是生态系统中重要的化学信号物质。植物挥发性有机化合物在植物间的化学通讯、植物化感作用，植食性昆虫的寄主选择及天敌对植食性昆虫的定位等生态过程中发挥着重要的作用，是植物和昆虫长期协同进化、互相适应的结果。文章主要介绍植物挥发性有机化合物的收集方法——固相微萃取法和固体吸附法的原理、方法和应用注意事项等，比较了不同收集方法的优缺点。同时介绍了植物挥发性有机物化合物常用的气相色谱或气相色谱-质谱联用分析测定方法及植物挥发性有机化合物对昆虫和天敌行为的影响等，并在此基础上展望了今后植物挥发性有机化合物研究方法方向，为下一步开展植物挥发性有机化合物研究方法提供参考依据。

植物挥发性有机物；昆虫行为；收集；功能

引用格式：李军. 植物挥发性有机化合物研究方法进展［J］. 生态环境学报， 2016， 25（6）: 1076-1081.

LI Jun. Research Progress in the Volatile Organic Compounds of Plant ［J］. Ecology and Environmental Sciences， 2016， 25（6）: 1076-1081.

植物挥发性有机化合物（Volatile organic compounds，VOCs）是植物通过次生代谢途径产生的低沸点、易挥发的小分子化合物，植物可以通过释放挥发性有机化合物吸引害虫天敌（Ton et al.，2007；Dudareva et al.，2013；Maeda et al.，2015；Goh et al.，2016；Wang et al.，2016），以避免或减轻害虫的危害，同时植物挥发性有机化合物可在植物内部或植物间传递化学信息（Baldwin et al.，2006；Beckers et al.，2007；章金明等，2007；Delory et al.，2016；Hoe et al.，2016）。有关植物挥发性有机化合物的生物学功能研究已有几十年的历史，随着研究技术和分析方法的提高，植物挥发性有机化合物的研究取得长足发展并得以应用，揭示了植物挥发性有机化合物在植物-昆虫协同进化中的作用。本文就近年来植物挥发性有机化合物研究方法的主要进展进行综述。

1　植物挥发性有机化合物的收集方法

过去，植物挥发物的提取技术多借鉴于食品风味化学的研究手段（Bicchi et al.，2000）。传统的方法有溶剂提取、水蒸汽蒸馏提取、吸附提取等。随后经过浓缩富集，得到可达到仪器检测限的样品。现代植物挥发性有机化合物的提取方法有固相萃取、固相微萃取（Solid-phase microextraction， SPME）、超临界流体萃取等，一般可不经过浓缩，直接进样分析（Bicchi et al.，2000）。无论采用何种方法都是试图鉴定植物挥发性有机化合物的真实组成，具体选择何种收集及分析方法，取决于研究目的和研究对象。首先要确定挥发物的测定和收集是在实验室还是在田间进行。为了说明植物挥发性有机化合物的生态学或生理学意义，多采用在田间收集植物的挥发性化合物，其收集方法要求方便、快速和简单。与之相比，在实验室条件下，其收集装置较复杂，包括计算机控制的收集和采样系统，但在实验室条件下可减少污染，同时可精确控制温度、湿度、光照强度和光周期等环境因素，有利于研究单一因子对植物挥发性化合物的影响，如虫害对植物挥发物释放的影响（Bicchi et al.，2000）。

目前植物挥发性有机化合物的收集方法主要有两类：固相微萃取和固体吸附法。根据其使用动力与否，前者也叫做静态顶空法，后者叫做动态顶空法。两者的相同点是在取样过程中对样品进行了富集。

1.1静态顶空法——SPME法

SPME法可以快速、灵敏、高效地对植物挥发物进行收集。SPME装置包括手柄和萃取头两部分，其中萃取头上有萃取纤维，萃取纤维可吸附挥发或半挥发的有机化合物。根据纤维的不同，可以萃取不同极性的挥发物。萃取程度不仅与纤维的厚度有关，还与待测物本身的化学性质有关，即与它们的分配系数有关。萃取挥发物后，可以直接插入气相色谱-质谱联用仪（Gas Chromatography-Mass Spectrometer，GC-MS）的进样口热解吸进样。SPME可用于分析整株植物或者花、树皮（Flamini et al.，2002；Rohloff et al.，2005）以及挥发油等（Tomova et al.，2005）。Aharoni et al.（2003）等发展了一种自动SPME-GC高通量分析挥发物组成的方法，研究了拟南芥（Arabidopsis thaliana）野生型、突变体及转基因植株的花、叶子部位的挥发物。与其它萃取方法相比，SPME不需要有机溶剂的洗脱，具有简单、环保和快捷的优点。但SPME法不能吸附足够量的未知化合物进行结构鉴定。研究表明随着时间的增加，测定体系的温度、湿度等均可发生变化，尤其在光照条件下，会影响到植物挥发性有机化合物的释放速率。同时植物挥发性有机化合物的所有组分并不是在同一时间释放，所以SPME法难以用于观测植物挥发性有机化合物随时间的变化规律（Tomova et al.，2005）。

1.2动态顶空法——固体吸附法

动态顶空法是将空气作为载气，源源不断地通过样品容器的顶部空间，再通过装有吸附材料的吸附管，将样品产生的挥发有机化合物收集到吸附管上。该方法相当于扩大了样品容积，采样量比静态顶空法大。载气既可以循环进行（密闭式），也可以排空（开放式），取样时间取决于分析的检测限，甚至可收集到足够用于结构鉴定的样品。在开放式系统里，通过空气的不断流动，可以消除在静态顶空法存在的温度、湿度等环境条件变化的问题，但所用的空气必需经过干燥、过滤，防止带来系统污染（Dettmer et al.，2002；Kos et al.，2013）。

在动态顶空法中，吸附剂是收集挥发物的关键。吸附剂是以碳为主的材料或者是人工合成的有特殊吸附特性的有机聚合物。从最初的活性炭到如今广泛应用的Super-Q填料及各种混合填料，都在植物挥发性有机化合物的测定中得到应用（Kos et al.，2013）。吸附在填料上的挥发性有机化合物最后被定量的有机溶剂洗脱下来，再用气相色谱仪进行测定。同时也可将吸附管直接放入气相色谱进样口进行热解吸，这种方法相对而言需要更昂贵的仪器，但却能有效地降低溶剂效应（Kos et al.，2013）。固体吸附法存在的主要问题是几乎所有填料都无法完全吸附植物产生的挥发性有机化合物，特别是在研究虫害诱导对植物挥发性有机化合物的影响时，要注意填料的选择（Kumar et al.，2007；Schnitzler et al.，2004）。

1.2.1闭环吸附系统

闭环吸附系统是将植物组织或植物样品放入密闭的玻璃器皿内，器皿内的空气连续不断地通过吸附管并在系统内循环，植物所产生的挥发性有机化合物在密闭容器中通过空气的闭路循环而不断得到吸附（Chen et al.，2003）。该方法比较适合植物挥发性有机化合物含量低的分析。如拟南芥的小花释放的挥发性有机化合物明显比香气浓的花要少，所以要将多个离体的花放入干燥器中，才能收集到足够量的样品（Chen et al.，2003）。闭环系统的优点是可同时收集多个植株的挥发物，但是为防止系统湿度发生大的变化，要经常释放系统内的气体。Chen et al.（2003）和Tholl et al.（2005）采用这种方法检测到少量花中的萜烯类化合物。同时在研究利马豆（Phaseolus lunatus）虫害诱导的挥发物或离体的花产生的挥发性有机化合物时，也较多应用闭环吸附系统（Tholl et al.，2005；Dudareva et al.，2014）。

1.2.2“拉动”或“推-拉”系统

“拉动”或“推-拉”系统是通过动力将外部空气带入系统，将能被吸附剂吸附的植物挥发性有机化合物保留在收集管中。早期的“拉动”系统比较简单，只是将吸附管放在植物或植物器官旁，没有将植物进一步封闭（Burger et al.，1988）。在顶部开放的容器里，将植物或其某一部分放入容器中，空气未经过滤就直接进入系统。Halitschke et al. （2000）用此法研究了虫害诱导水培烟草的挥发物，该方法具有装置简单、经济且便于携带的优点，适合同时收集多个容器内的样品，也适用于野外田间测定（Kessler et al.，2001）。该方法也可用于在固定的时间间隔内自动实时监控植物挥发性有机化合物的变化。如测定紫茉莉（Mirabilis jalapa）48 h内挥发性有机化合物释放的节律性（Effmert et al.，2005）以及虫害诱导的玉米（Zea mays）挥发物的实时监测（Degenhardt et al.，2000）。同理地，Dudareva et al.（2013）用该方法分别测定了金鱼草（Antirrhinum majus）和仙女扇（Clarkia breweri）花的挥发性有机化合物。“拉动”或“推-拉”系统方法比较适合挥发物释放量大的植物，将植物或植物器官封闭在玻璃容器中，外部空气经过活性碳吸附和干燥剂干燥，再通过系统，可减少外来污染对检测结果的影响（Dicke et al.，1999；Kunert et al.，2005）。

2　植物挥发性有机物化合物的测定方法

植物挥发性有机物化合物一般采用气相色谱（Gas Chromatography，GC）或气相色谱-质谱联用（GC-MS）分析测定（Dewulf et al.，2002；Merfort，2002；Kos et al.，2013；Impraga et al.，2016；Wintermans et al.，2016）。

2.1GC法

应用GC分析法，样品既可以作为溶剂萃取液以分流或无分流的方式进样，也可以热解吸（250～300 ℃）的方式直接放入进样口。目前也有将GC与热脱附系统联用的实时测定系统。同时，还有将植物的组织或器官放入微型瓶中，再将它放入改装过的气相进样口中，直接加热测定植物的挥发性有机化合物（Jurgens，2004）。但在热脱附的过程要注意样品的分解。通常选择非极性的二甲基聚硅氧烷为固定相的色谱柱（如DB-1，DB-5，CPSil 5）。植物的挥发性有机物分离后可选择各种检测器。由于火焰离子化检测仪（Flame ionization detector，FID）的线性和稳定性比较好，是分析植物挥发性有机物常用的检测器（Xu et al.，2002；Xin et al.，2004）。

2.2GC-MS联用

质谱仪（Mass Spectrometer，MS）是植物挥发性有机物分析中常用的检测器。定量模式可选用全扫描（Full Scan）也可用单离子检测扫描（Single Ion Monitoring，SIM）模式，并针对每种化合物进行校正。对植物挥发性有机物的定性分析可使用一些常用色谱库（如Wiley和NIST MS）或者用保留指数数据库（如Kovats指数系统）。但单凭谱库的数据或保留值均不能获得十分满意的结果，至少要在极性不同的两根色谱柱上测定Kovats指数，并且待测物出现与标准品匹配的谱图才能获得可信的结果。用 CI源进行离子化比 EI源更容易获得分子离子峰。相比植物挥发性有机物的结构鉴定，研究者更想知道化合物的手性，因为挥发物的旋光性与它们的化学信号功能密切相关（Bicchi et al.，2000；Schurig，2001；König et al.，2004）。

2.3其它技术

由于植物挥发性有机化合物的组成和化学性质都很复杂，包含很多异构体，单靠GC或MS技术不足以解决植物挥发性有机化合物的鉴定问题。目前已经出现的新技术，如串连质谱（Tandem Mass Spectrometry）可以分析复杂的 GC峰，红外光谱（Infrared Spectroscopy，IR）可以补充质谱的不足（Ragunathan et al.，1999；Granero et al.，2004）。同时，如果植物挥发性有机化合物在一根色谱柱上不能很好地分离，可使用二维毛细管气相色谱分析。这种方法已在挥发物的测定中得到应用，Sjödin et al.（1996）用一根传统的色谱柱和一根手性柱串连使用，分析了欧洲云杉（Picea abies）叶片中的单萜类碳水化合物。同时将两根极性不同的柱串连使用，尤其适用于植物挥发油的化学成分分析（Adahchour et al.，2014）。此外，快速色谱技术（Fast Chromatographic Technique）（Matisová et al.，2003），GC与核磁共振波谱法（Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy，NMR）联用技术在植物挥发性有机化合物的鉴定中也得到了广泛地应用（König et al.，2004；Nojima et al.，2004）。

3　有关植物挥发性有机化合物对昆虫和天敌影响的研究方法

3.1行为反应

利用“通管”嗅觉仪，可以测定昆虫对植物挥发性有机化合物的趋性反应，包括昆虫的取向以及其对某种挥发性有机化合物的响应时间。嗅觉仪分为“I”型两通管（单刺激源）、“Y”型三通管（双刺激源）以及多通管（多刺激源）（杜家纬，1988）。嗅觉仪可一臂接虫笼，另几臂接挥发性有机化合物刺激源。测定时，气流由刺激源臂流向虫笼臂，观测昆虫接受挥发性有机化合物刺激后的反应。挥发性有机化合物刺激源可以是活体植物（许宁等，1999）、挥发性粗提物（胡国文等，1994）、挥发物单体或将植物-植食性昆虫放置在一起等（Veyrat et al.，2016）。植物挥发物的提取物或挥发物单体的载体一般为滤纸，为保证它们能长时间、稳定地挥发，可用医用毛细管作为载体。对于较大的昆虫可采用较大的玻璃缸体代替虫笼臂，从而解决装置空间限制的问题（杨新根等，2006；章金明等，2007）。丁红建等（1996）设计的四臂嗅觉仪结合红外录像设备，可用于研究夜行性昆虫的活动节律。周强等（2003）用自行设计的“Y”型嗅觉仪测定了褐飞虱对水稻挥发物的行为反应。为了确定对昆虫行为产生影响的具体植物挥发性有机化合物，在嗅觉仪的臂和气味源管道之间装有carbotrap-C或silica填料的吸附过滤管，混合气通过这些填料后可以用来鉴定它的化学结构和对昆虫行为的影响。同时这个装置可以换用不同的填料，从而确定影响昆虫行为的关键化合物（D'Alessandro et al.，2005）。

风洞是研究昆虫性信息素的常用手段，它可较大程度地模拟室外真实环境，系统地研究昆虫对植物挥发性有机化合物的行为反应，在植物-昆虫间关系研究中也得到广泛应用。徐涛等（2002）等采用自行设计的飞行箱测定不同诱导，如机械损伤、褐飞虱（Nilaparvata lugens）危害、斜纹夜蛾（Spodoptera litura）危害等，处理水稻（Oryza sativa）植株及健康植株释放的挥发物对褐飞虱行为反应的影响。颜增光等（2005）也利用风洞测试了棉铃虫（Helicoverpa armigera）和烟青虫（Heliothis assulta）取食烟草（Nicotiana tabacum）后诱导的挥发物对棉铃虫齿唇姬蜂（Campoletis chlorideae）的行为影响。

3.2触角嗅觉电位反应

昆虫触角的嗅觉感受细胞在接受有效刺激后，细胞膜通透性会发生改变，导致膜内外电势差的变化。利用电生理记录仪记录电势差变化，并将其放大进行比较，可确定植物挥发性有机化合物对昆虫嗅觉的刺激是否有效，并确定具有电生理活性的挥发性有机化合物的组分（杜永均等，1994；李为争等，2015；石庆型等，2015）。触角电位技术（Electroantennography，EAG）可记录触角某一（几）类嗅觉感器全细胞或全触角电位的变化，采用的电极一般为毛细管玻璃电极（吴峰等，1996）。单细胞记录技术（Single-Cell Recording，SCR）可记录感受细胞单细胞电位的变化，使用的电极是更细的玻璃微电极（杜永均等，1994）。用于 EAG测定的昆虫大多为鳞翅目等触角较大的昆虫。SCR可突破昆虫大小的限制，同时也能在 EAG研究的基础上进一步揭示昆虫嗅觉反应的本质。与普通嗅觉仪相比，通过测定嗅觉感受细胞电位来寻找活性成分的效率要高，且费用相对较低。石庆型等（2015）利用触角电位仪（EAG）、触角电位联用仪（GC-EAD）、气质联用仪（GC-MS）及“Y”型嗅觉仪研究了玉米和棉铃虫幼虫体表提取物的信息化合物。使用“Y”型嗅觉仪研究了玉米以及棉铃虫幼虫体表挥发物对中红侧沟茧蜂成虫（Microplitis mediator）行为反应的影响。研究表明，不同学习训练的棉铃虫雄成虫对苯乙醛和乙酸苯甲酯两种关键花香气味和绿叶气味顺-3-己烯-1-醇的 EAG反应值之间不存在显著性差异。花香气味伴随食物资源的联系性学习经历，显著增强了棉铃虫成虫对花香气味的选择偏好（李为争等，2015）。

4　展望

目前，植物挥发性有机化合物已成为植物间化学通讯、植物与昆虫的协同进化等研究的焦点，其中植物挥发性有机物的收集和测定方法以及虫害诱导的挥发性有机化合物的研究方法和技术在不断发展，并且与仪器分析技术和分子生物学技术的发展紧密相连，在挥发性性有机化合物的组分鉴定，挥发性化合物的合成途径、中间代谢产物及相关酶的功能，外源信号物质、虫害诱导的化学信号在植物体内的传递等方面都有新的方法技术不断涌现。同时植物挥发性化合物的研究更趋向于研究其生态学功能，并力求在野外田间条件下进行，以期为最终阐明植物挥发性化合物的生态学意义奠定基础。

ADAHCHOUR M， BRINKMAN U A T. 2014. Multidimensional and comprehensive two-dimensional gas chromatography［M］//Practical Gas Chromatography. Berlin Heidelberg: Springer， 461-466.

AHARONI A， GIRI A P， DEUERLEIN S， et al. 2003. Terpenoid metabolism in wild-type and transgenic Arabidopsis plants ［J］. Plant Cell， 15（12）: 2866-2884.

BALDWIN I T， HALITSCHKE R， PASCHOLD A， et al. 2006. Volatile signaling in plant-plant interactions: “talking trees” in the genomics era ［J］. Science， 311（5762）: 812-815.

BECKERS G J， CONRATH U. 2007. Priming for stress resistance: from the lab to the field ［J］. Current Opinion in Plant Biology， 10（4）: 425-431.

BICCHI C， CORDERO C， IORI C， et al. 2000. Headspace sorptive extraction （HSSE） in the headspace analysis of aromatic and medicinal plants ［J］. Journal of High Resolution Chromatography， 23（9）: 539-546.

BURGER B V， MUNRO Z M， VISSER J H. 1988. Determination of plant volatiles 1: Analysis of the insect-attracting allomone of the parasitic plant Hydnora africana， using grob-habich activated charcoal traps ［J］. Journal of High Resolution Chromatography， 11（6）: 496-499.

CHEN F， THOLL D， D'AURIA J C， et al. 2003. Biosynthesis and emission of terpenoid volatiles from Arabidopsis flowers ［J］. Plant Cell， 15（2）: 481-94.

D'ALESSANDRO M， TURLINGS T C. 2005. In situ modification of herbivore-induced plant odors: a novel approach to study the attractiveness of volatile organic compounds to parasitic wasps ［J］. Chemical Senses， 30（9）: 739-53.

DEGENHARDT J， GERSHENZON J. 2000. Demonstration and characterization of （E）-nerolidol synthase from maize: a herbivore-inducible terpene synthase participating in （3 E）-4，8-dimethyl-1， 3， 7-nonatriene biosynthesis ［J］. Planta， 210（5） :815-822. DELORY B M， DELAPLACE P， FAUCONNIER M L， et al. 2016. Root-emitted volatile organic compounds: can they mediate belowground plant-plant interactions？ ［J］. Plant and Soil， 402（1）: 1-26. DETTMER K， ENGEWALD W. 2002. Adsorbent materials commonly used in air analysis for adsorptive enrichment and thermal desorption of volatile organic compounds ［J］. Analytical & Bioanalytical Chemistry， 373（6）: 490-500.

DEWULF J， LANGENHOVE H V， WITTMANN G. 2002. Analysis of volatile organic compounds using gas chromatography ［J］. Trac-Trends in Analytical Chemistry， 21（9-10）: 637-646.

DICKE M， GOLS R， LUDEKING D， et al. 1999. Jasmonic acid and herbivory differentially induce carnivore-attracting plant volatiles in lima bean plants ［J］. Journal of Chemical Ecology， 25（8）: 1907-1922.

DUDAREVA N， KLEMPIEN A， MUHLEMANN J K， et al. 2013. Biosynthesis， function and metabolic engineering of plant volatile organic compounds ［J］. New Phytologist， 198（1）: 16-32.

DUDAREVA N， MARTIN D， KISH C M. 2014. （E）-β-ocimene and myrcene synthase genes of floral scent biosynthesis in snapdragon: function and expression of three terpene synthase genes of a newterpene synthase subfamily ［J］. Revista Colombiana de Ciencias Pecuarias， 27（2）: 76-94.

EFFMERT U， GROßE J， RÖSE U S， et al. 2005. Volatile composition，emission pattern， and localization of floral scent emission in Mirabilis jalapa （Nyctaginaceae） ［J］. American Journal of Botany， 92（1）: 2-12.

FLAMINI G， CIONI P L， MORELLI I. 2002. Differences in the fragrances of pollen and different floral parts of male and female flowers of Laurus nobilis ［J］. Journal of Agricultural and Food Chemistry， 50（50）: 4647-52.

GOH H H， KHAIRUDIN K， SUKIRAN N A， et al. 2016. Metabolite profiling reveals temperature effects on the VOCs and flavonoids of different plant populations ［J］. Plant Biology， 18 （Supplement S1）: 130-139.

GRANERO A M， GONZÁLEZ F J E， FRENICH A G， et al. 2004. Single step determination of fragrances in Cucurbita flowers by coupling headspace solid-phase microextraction low-pressure gas chromatography-tandem mass spectrometry ［J］. Journal of Chromatography A， 1045（1-2）: 173-179.

HALITSCHKE R， KESSLER A， KAHL J， et al. 2000. Ecophysiological comparison of direct and indirect defenses in Nicotianaattenuata ［J］. Oecologia， 124（3）: 408-417.

HOE Y C， GIBERNAU M， MAIA A C D， et al. 2016. Flowering mechanisms， pollination strategies and floral scent analyses of syntopically co-flowering Homalomena， spp. （Araceae） on Borneo ［J］. Plant Biology， 18（4）: 563-576.

IMPRAGA M， TAKABAYASHI J， HOLOPAINEN J K. 2016. Language of plants: Where is the word？ ［J］. Journal of Integrative Plant Biology，58（4）: 343-349.

JURGENS A. 2004. Chemical composition of anther volatiles in Ranunculaceae: genera-specific profiles in Anemone， Aquilegia，Caltha， Pulsatilla， Ranunculus， and Trollius species ［J］. American Journal of Botany， 91（12）: 1969-1980.

KESSLER A， BALDWIN I T. 2001. Defensive function of herbivore-induced plant volatile emissions in nature ［J］. Science，291（5511）: 2141-2144.

KÖNIG W A， HOCHMUTH D H. 2004. Enantioselective gas chromatography in flavor and fragrance analysis: strategies for the identification of known and unknown plant volatiles ［J］. Journal of Chromatographic Science，42（8）: 423-439.

KOS M， HOUSHYANI B， OVEREEM A J， et al. 2013. Genetic engineering of plant volatile terpenoids: effects on a herbivore， a predator and a parasitoid ［J］. Pest Management Science， 69（2）: 302-311.

KUMAR A， VÍDEN I. 2007. Volatile organic compounds: Sampling methods and their worldwide profile in ambient air［J］. Environmental monitoring and assessment， 131: 301-321.

KUNERT M， BIEDERMANN A， KOCH T， et al. 2002. Ultrafast sampling and analysis of plant volatiles by a hand-held miniaturised GC with pre-concentration unit: Kinetic and quantitative aspects of plant volatile production ［J］. Journal of Separation Science， 25（10-11）: 677-684.

MAEDA T， KISHIMOTO H， WRIGHT L C， et al. 2015. Mixture of synthetic herbivore-induced plant volatiles attracts more Stethorus punctum picipes （Casey） （Coleoptera: Coccinellidae） than a single volatile ［J］. Journal of Insect Behavior， 28（2）: 126-137.

MATISOVÁ E， DÖMÖTÖROVÁ M. 2003. Fast gas chromatography and its use in trace analysis ［J］. Journal of Chromatography A， 1000（1-2）: 199-221.

MERFORT I. 2002. Review of the analytical techniques for sesquiterpenes and sesquiterpene lactones ［J］. Journal of Chromatography A， 967（1）: 115-130.

NOJIMA S， KIEMLE D J， WEBSTER F X， et al. 2004. Submicro scale NMR sample preparation for volatile chemicals ［J］. Journal of Chemical Ecology， 30（11）: 2153-2161.

RAGUNATHAN N， KROCK K A， KLAWUN C， et al. 1999. Gas chromatography with spectroscopic detectors ［J］. Journal of Chromatography A， 856（1-2）: 349-397.

ROHLOFF J， BONES A M. 2005， Volatile profiling of Arabidopsis thaliana-putative olfactory compounds in plant communication ［J］. Phytochemistry， 66（16）: 1941-1955.

SCHNITZLER J P， STEINBRECHER R， ZIMMERI， et al. 2004. Hybridization of European oaks （Quercusilex · Q. robur） results in a mixed isoprenoid emitter type ［J］. Plan Cell and Environment， 27（5）: 585-593.

SCHURIG V. 2001. Separation of enantiomers by gas chromatography ［J］. Journal of Chromatography A， 906（1-2）: 275-299.

SJÖDIN K， PERSSON M， BORG-KARLSON A K， et al. 1996. Enantiomeric compositions of monoterpene hydrocarbons in different tissues of four individuals of Pinus sylvestris ［J］. Phytochemistry， 41（2）: 439-445.

THOLL D， CHEN F， PETRI J， et al. 2005. Two sesquiterpene synthases are responsible for the complex mixture of sesquiterpenes emitted from Arabidopsis flowers ［J］. Plant Journal， 42（5）: 757-771.

TOMOVA B S， WATERHOUSE J S， DOBERSKI J. 2005， The effect of fractionated tagetes， oil volatiles on aphid reproduction ［J］. Entomologia Experimentalis Et Applicata， 115（1）: 153-159.

TON J， D'ALESSANDRO M， JOURDIE V， et al. 2007. Priming by airborne signals boosts direct and indirect resistance in maize ［J］. Plant Journal for Cell & Molecular Biology， 49（1）: 16-26.

VEYRAT N， TURLINGS T C J， ERB M. 2016. Herbivore intoxication as a potential primary function of an inducible volatile plant signal ［J］. Journal of Ecology， 104（2）: 591-600.

WANG C， LI M， JIANG H， et al. 2016. Comparative analysis of VOCs in exhaled breath of Amyotrophic Lateral Sclerosis and Cervical spondylotic myelopathy patients ［J］. Scientific Reports， 6: 26120.

WINTERMANS P C A， BAKKER P A H M， PIETERSE C M J. 2016. Natural genetic variation in Arabidopsis for responsiveness to plant growth-promoting rhizobacteria ［J］. Plant Molecular Biology， 90: 1-12. XIN D， SHELLIE R A， MARRIOTT P J， et al. 2004. Application of headspace solid-phase microextraction （HS-SPME） and comprehensive two-dimensional gas chromatography （GC×GC） for the chemical profiling of volatile oils in complex herbal mixtures ［J］. Journal of Separation Science， 27（5-6）: 451-458.

XU T， ZHOU Q， XIA Q， et al. 2002. Effects of herbivore-induced rice volatiles on the host selection behavior of brown planthopper，Nilaparvata lugens ［J］. Chinese Science Bulletin， 47（16）: 1355-1360.

丁红建， 郭予元， 吴才宏. 1996. 用于昆虫嗅觉行为研究的四臂嗅觉仪的设计， 制作和应用［J］. 昆虫知识， 33（4）: 241-243.

杜家纬. 1988. 昆虫信息素及其应用［M］. 北京: 中国林业出版社: 109-113.

杜永均， 严福顺， 韩心丽， 等. 1994. 大豆蚜嗅觉在选择寄生植物中的作用［J］. 昆虫学报， 37（4）: 385-392.

胡国文， 梁天锡， 刘光杰， 等. 1994. 抗白背飞虱水稻品种挥发性次生物质的提取、组分鉴定与生测［J］. 中国水稻科学， 8（4）: 223-230.

李为争， 王琼， 李慧玲， 等. 2015. 棉铃虫成虫对两种关键花香气味的联系性学习［J］. 生态学报， 35（11）: 3534-3540.

石庆型， 罗庆怀， 赵龙， 等. 2015. 与中红侧沟茧蜂生境与寄主定位相关的玉米及棉铃虫幼虫体表挥发性成分的提取与鉴定［J］. 昆虫学报，58（3）: 244-255.

吴峰， 吴才宏. 1996. 昆虫嗅觉感受细胞电反应计算机数据分析［J］. 昆虫学报， 39（4）: 437-440.

徐涛， 周强， 夏嫱， 等. 2002. 虫害诱导的水稻挥发物对褐飞虱寄主选择行为的影响［J］. 科学通报， 47（11）: 849-853.

许宁， 陈宗懋， 游小清. 1999. 引诱茶尺蠖天敌寄生蜂的茶树挥发物的分离与鉴定［J］. 昆虫学报， 42（2）: 126-131.

颜增光， 阎云花， 王琛柱. 2005. 棉铃虫和烟青虫取食诱导的烟草挥发物吸引棉铃虫齿唇姬蜂［J］. 科学通报， 50（12）: 1220-1227.

杨新根， 谢映平， 薛皎亮， 等. 2006. 柿树被日本龟蜡蚧危害后挥发物的变化及其对红点唇瓢虫的引诱作用［J］. 应用与环境生物学报， 12（2）: 215-219.

章金明， 韩宝瑜. 2007. 具信号功能的植物挥发物研究进展［J］. 浙江农业学报， 19（2）: 135-140.

周强， 徐涛， 张古忍， 等. 2003. 虫害诱导的水稻挥发物对褐飞虱的驱避作用［J］. 昆虫学报， 46（6）: 739-744.

Research Progress in the Volatile Organic Compounds of Plant

LI Jun1， 2
1. Guangdong Engineering Polytechnic， Guangzhou 510520， China； 2. Guangdong Academy of Forestry， Guangzhou 510520， China

Volatile organic compounds （VOCs） released from plant play an important role in mediating plants to communicate and interact with the environment. VOCs are one of the important chemical signals in the ecosystem. VOCs acting as signal chemicals also played an important role in plant communication， plant allelopathy， host selection of phytophagous insects， host orientation of natural enemies and so on. VOCs are consequences of long-term plant-insect interactions and coevolution. In this paper， we introduced and analyzed the two techniques for the collection of VOCs， the solid-phase microextraction （SPME） method and the absorbent method. We compared the principles， procedures， key points and examples of the two collection methods and pointed out their advantages and disadvantages. At the same time， we introduced analysis method of gas chromatography （GC） and gas chromatography-mass spectrometry （GC-MS） for analysis the chemical compounds of VOCs. At last， research methods related to analysis and determination the influence of volatiles compounds on insect herbivore and its natural enemy has also been introduced. Based on this， the research directions were put forward to plant volatile organic compounds in the future and providing useful information for further studies in the field.

plant volatile organic compounds； insect behavior； collection； function

10.16258/j.cnki.1674-5906.2016.06.023

Q149

A

1674-5906（2016）06-1076-06

广东省重大科技专项计划项目（2013A011404003）

李军（1966年生），男，高级工程师，博士，主要从事生态学研究。E-mail: gdlj128@126.com

2016-06-12