小胶质细胞参与神经病理性痛的发生和发展*

王　英，黄　诚

(1.赣南医学院 a.2015级硕士研究生;b.基础医学院;c.疼痛医学研究所，江西　赣州　341000)



小胶质细胞参与神经病理性痛的发生和发展*

王英1a，黄诚1b，1c

(1.赣南医学院 a.2015级硕士研究生;b.基础医学院;c.疼痛医学研究所，江西赣州341000)

神经病理性痛是一种慢性疼痛综合征，其病理机制比较复杂，小胶质细胞与神经病理性痛有着密切的关系。本文从小胶质细胞参与神经病理性痛发生发展的相关信号通路和关键信息分子的角度来探讨神经病理性痛的发病机制。

小胶质细胞；神经病理性痛；趋化因子；Toll样受体；嘌呤类受体；脑源性神经营养因子；α肿瘤坏死因子；丝裂原活化蛋白激酶

神经病理性痛是一种由于外周或中枢神经系统病变、功能障碍所致的一种慢性疼痛综合征，以疼痛过敏、触诱发痛和自发性疼痛为临床特征。其病理机制比较复杂，临床治疗效果不理想，严重影响人们的生活质量。神经病理性痛不仅仅是一个系统的疾病而是神经系统功能紊乱而导致的一个结果，也不仅仅是神经元的变化，而是多种胶质细胞变化的结果。近年来，神经胶质细胞在神经病理性痛的作用已受到越来越多的关注，其中，小胶质细胞与神经病理性痛有着密切的关系，尤其是神经损伤所对应的背根神经节(Dorsal root ganglion，DRG)中的小胶质细胞在神经病理性痛的发病机制中发挥着重要的作用。本文主要围绕小胶质细胞参与神经病理性痛发生发展的相关信号通路和关键信息分子综述如下。

1　小胶质细胞

小胶质细胞广泛分布于中枢神经系统中，占中枢神经系统所有细胞的10%～20%，其生物学特性类似于中枢外周的巨噬细胞，相当于中枢系统的免疫细胞，通过胞体的轴突和自身的活化处理，来调控所在中枢系统的内环境，在神经系统的生理和病理过程中发挥着重要的作用。小胶质细胞在生理状态下，为胞体较小、分支较多的静止状态，在神经损伤的刺激下，其形态、功能和基因表达等各方面发生显著的改变，形态上由静息的分枝状态转变为胞体较大、突起回缩变粗的阿米巴样的“活化状态”[1]。活化的小胶质细胞在基因表达上可以上调多种活性“标记”蛋白的表达，包括嘌呤类受体(CCR2，CCL21，CX3CR1)、补体受体(C3，CD14，CD4)、组织相容性复合物(MHCⅠ，MHCⅡ)和Toll样受体(Toll-like receptors,TLR)等。在神经病理性痛中活化的小胶质细胞功能上可合成和释放大量的细胞因子，如白细胞介素-1(Interleukin-1，IL-1)、IL-6和肿瘤坏死因子(Tumor necrosis factor，TNF-α)以及脑源性神经营养因子(Brain-derived neurotrophic factor，BDNF)等，并可通过自分泌或旁分泌的方式进一步增强自身的活化，向损伤部位作趋化运动，同时还可以作用于周围其他未活化的胶质细胞形成级联反应，提高神经元的敏感性，诱发神经炎症性反应和神经免疫性反应，导致中枢神经元生物电活动紊乱，从而促使神经病理性疼痛的发生发展[2]。

2　小胶质细胞参与神经病理性痛发生发展的相关信息分子

当神经损伤时，脊髓小胶质细胞的表型与功能发生了改变，小胶质细胞与胶质细胞之间、小胶质细胞与神经元之间的双向信息交流分子发生了改变。其中，趋化因子、细胞因子、嘌呤类受体、转录因子和BDNF等在小胶质细胞参与神经病理性痛发生发展的机制中发挥着关键性作用。

2.1趋化因子有研究表明趋化因子可以激活小胶质细胞上的特异性受体使其活化[3]。趋化因子是细胞因子家族成员之一，根据其结构特征可分为：C亚家族、CC亚家族、CXC亚家族和CX3C亚家族等四个家族。CCL2是CC亚家族的成员，其特异性受体为CCR2；CCL21是趋化因子CCR7的配体；CX3CL1是CX3C亚家族中仅有的一个成员，其特异性受体是CX3CR1。目前发现CCL21、CCL2 和CX3CL1在痛觉信号转导过程中发挥十分重要的作用。神经系统损伤后，上调的CCL2被轴浆运输到脊髓背角的轴突末梢，以钙依赖机制分泌出胞释放到背角，结合小胶质细胞上的CCR2受体，使小胶质细胞活化，形成独特的CCL2 /CCR2 信号通路[3-5]。有学者研究表明CCL2/CCR2使小胶质细胞对胞外的ATP高反应，可改变P2X4R溶酶体的分布并诱导溶酶体的产生，增强P2X4R在小胶质细胞的表达，从而对神经病理性痛的发生发展起调控作用[6]。具有CCL2活性的神经元同时表达辣椒素受体1 (The transient receptor potential vanilloid 1 receptor，TRPV1)和Nav1.8[7]，CCL2可通过激活NF-κB调节Nav1.8的表达并诱导神经病理性痛[8]。CCL2还可使活化后的小胶质细胞释放组织蛋白酶S并参与组织蛋白酶 S-fractalkine-CX3CR1信号通路的形成，且与ATP信号通路共同放大并维持小胶质细胞的活化[9]。有研究表明CX3CL1和CX3CR1只表达在小胶质细胞上，可溶性 CX3CL1可激活小胶质细胞上的CX3CR1受体，使p38MAPK磷酸化，促进致痛物质的产生并正反馈促使神经病理性痛形成[9-10]。P2X7受体也可刺激CCL3和CXCL2的释放和合成，其中CCL3在PNI术后的脊髓背角表达增加，鞘内注射CCL3的拮抗剂可使神经病理性痛缓解[11]。在神经损伤后，CCL21也可被诱导从DRG根部神经元运送到脊髓背角轴突末梢，以增加P2X4R在小胶质细胞表达，从而导致神经病理性痛。CCL21缺乏或使用CCL21拮抗剂可减弱小胶质细胞P2X4R的上调，从而缓解大鼠的神经病理性痛[12]。以上结果提示趋化因子可活化小胶质细胞，进而参与神经病理性痛的发生发展。

2.2细胞因子活化后的小胶质细胞可释放大量促炎细胞因子包括： IL-1β、IL-6、IL-23、IL-33和TNF-α等。在生理条件下，肿瘤坏死因子的水平非常低，但在外周神经损伤后，小胶质细胞上的ATP-P2X7信号可诱导产生TNF-α并使其迅速上调。活化后的小胶质细胞可释放TNF-α，增加脊髓背角的突触前膜和突触后膜的兴奋性神经递质的释放。在突触前膜，TNF-α通过激活TRPV1和胞内的Ca2+增加谷氨酸的释放；在突触后膜，TNF-α通过激活PI3K和ERK信号通路增加兴奋性神经元谷氨酸的释放及其受体AMPA和NMDA的表达，从而诱发神经病理性痛[13]。单纯疱疹病毒(Herpes simplex virus，HSV)通过转基因周围神经损伤动物模型显示背根神经元可溶性 p55TNF受体表达上调，导致p38MAPK磷酸化增强，从而诱发神经病理性痛，所以TNF-α和p38MAPK 存在一种因果关系[14]。近年来有研究表明IL-33/IL-33R信号通路在小鼠神经病理性痛起着重要作用。慢性缩窄性(Chronic constriction injury，CCI)坐骨神经损伤模型可使IL-33和IL-33R在脊髓内的神经元小胶质细胞表面表达，鞘内注射IL-33可使正常小鼠产生疼痛并增强CCI所致的神经病理性痛；IL-33介导痛觉过敏依赖于TNF-α和IL-1β相互作用[15]。神经损伤或炎性疾病也可使IL-18在小胶质细胞上表达显著增加，鞘内注射右旋美托咪时可抑制小胶质细胞活化和IL-18上调，从而减轻神经病理性痛[16]。也有研究证明IL-18可调控小胶质细胞和星形胶质细胞的相互作用而诱导的神经病理性痛，IL-18和CX3CL1的信号传导可使IL-23上调，而在神经病理性痛中IL-23又可诱导小胶质细胞分泌IL-17和增加IL-6的表达[17]。以上研究结果提示活化后的小胶质细胞可通过释放多种细胞因子来促进神经病理性痛的发生、发展。

2.3嘌呤类受体ATP在外周神经损伤后大量释放，促使小胶质细胞活化。ATP通过作用于嘌呤受体，导致小胶质细胞膜流动和突起发生变化并参与痛觉信息传递和调控。嘌呤受体分为离子通道型P2X 受体和G-蛋白耦联的P2Y 受体两大类。目前P2X共7 型，P2Y 受体有13种亚型，(包括P2Y 1，2，4-6，8-15)[18]。有研究表明P2X4受体只表达在小胶质细胞上，鞘内注射P2X4可刺激小胶质细胞活化，使正常大鼠产生疼痛；用药物阻断小胶质细胞上P2X4受体可减轻周围神经损伤(Peripheral nerve injury，PNI)大鼠的触觉异常性疼痛；以上结果提示小胶质细胞的P2X4受体参与神经病理性痛的发生发展。P2X4R上调的分子机制是激活纤连蛋白与整合素α5β1结合使Lyn激活，从而刺激PI3K/Akt 和MEK/ERK信号级联反应，进而使小胶质细胞P2X4R在转录和转录后的水平上调[19]；活化的小胶质细胞P2X4R也可促使大量的Ca2+内流，激活胞内的p38MAPK作用于兴奋性或抑制性的突触，提高脊髓背角神经元的兴奋性，从而增强痛觉信号的传导，并诱导小胶质细胞产生一些促炎细胞因子和炎症趋化因子，进而产生神经病理性痛[20]。在神经损伤等病理条件下，神经末梢不断的释放ATP，使胞外高浓度的ATP激活P2X7受体，并参与病理过程，提示P2X7受体是通过介导ATP来诱导小胶质细胞的活化。有实验证明P2X7受体的激活可促进小胶质细胞 IL-1β、IL-6和TNF-α 等炎性介质释放，所以小胶质细胞P2X7受体是通过产生炎症因子和趋化因子来参与和促进神经病理性痛的发生[21]。P2X7与P2X4相互作用加强小胶质细胞的活化从而导致神经病理性痛。在神经系统中，P2Y12只在小胶质细胞表达，通过调节ATP-K+通道来激活脊髓小胶质细胞[22]。在神经病理性痛各种动物模型的脊髓上可观察到P2Y12受体mRNA水平升高和P2Y12 受体表达上调[23]。小胶质细胞P2Y12受体的上调，可影响其粘附和吞噬以及轴突的功能，轴突和小胶质细胞之间的相互作用可诱导异常疼痛的发生[24]。因此，嘌呤受体活化的小胶质细胞是CNS内炎性因子最重要的来源，可以释放多种炎性细胞因子和脑源性神经营养因子等参与局部神经元兴奋性的调节，促使神经病理性痛的发生发展[25-26]。此外，有研究提示小胶质细胞上的其他ATP受体(如P2Y13、P2Y6和P2Y14等)，在神经损伤后也可使脊髓小胶质细胞活化，进而促使神经病理性痛形成[27]。

2.4IRF8转录因子神经损伤时，脊髓小胶质细胞的表型和功能发生了改变，如基因的转录被激活。小胶质细胞活化的状态调节是由细胞外信号表面受体与转录因子来控制的[28]。已有研究表明转录因子干扰素调节因子8(Transcription factors interferon regulatory factor 8，IRF8)是激活各种与小胶质细胞的激活过程相关基因表达的关键转录因子。IRF8是IRF家族(IRF1-9)的成员，并表达在免疫细胞如淋巴细胞和树突细胞。PNI术后，在脊髓背角小胶质细胞上IRF8表达明显上调，其特异性上调最早发生术后第1天，第3天时达高峰，并至少可持续几个星期[29]，但在神经元或星形胶质细胞上未发现。IRF8缺陷的小鼠对PNI术后所引起触觉性疼痛的表现是减弱的，鞘内注射IRF8的干扰siRNA，可使异常性触觉疼痛恢复，表明IRF8对脊髓小胶质细胞可持续激活并促进和维持神经病理性痛。在体内外研究表明，培养小神经胶质细胞使IRF8过表达，可促进与小胶质细胞相关基因的转录反应状态，包括参与小胶质细胞的toll样受体2(TLR2)、趋化因子受体(CX3CR1，P2Y12R)和炎性成分(IL-1β，组织蛋白酶S和BDNF)；但IRF8-缺陷的小鼠在PNI造模后，脊髓小胶质细胞上缺乏DNA结合域不能使小胶质细胞相关基因表达[30]。然而，神经损伤诱发的小胶质细胞增殖的过程不受IRF8不足的影响。小胶质细胞IRF8的过表达可使正常小鼠产生疼痛。总之，IRF8可激活相关基因的程序将小胶质细胞转化为活化状态来促使神经病理性痛产生，这些结果为小胶质细胞活化提供了新机制。有报道称γ-干扰素(Gamma interferon，IFN-γ)可增加体外IRF8表达并增强小胶质细胞的活化，但IFN-γ受体的缺乏不能阻止PNI损伤后诱导IRF8的表达[31]。也有研究证明在PNI损伤后，小胶质细胞IRF5对P2X4R转录起调控作用，而IRF5基因在小胶质细胞表达又受IRF8的调节。因此，IRF5-IRF8转录轴可促使脊髓小胶质细胞P2X4R的表达，从而调控神经病理性痛的发生和发展[32]。

2.5脑源性神经营养因子 (BDNF)BDNF是神经营养因子家族的主要成分之一。BDNF具有调节 K+-Cl-共转运体2(Potassium chloride ion cotransporter 2，KCC2)的功能和表达，进一步改变神经元突触间隙兴奋性的生物学效应。神经损伤可使小胶质细胞活化后的 BDNF 释放增多，BDNF与酪氨酸激酶受体B(Tyrosine kinase receptor B，TrkB)结合，可抑制K+-Cl-共转运体KCC2的表达，使胞内Cl-浓度升高而出现超极化，γ-氨基丁酸作用于GABA受体，使Cl-外流，导致神经元过度兴奋并最终引发和维持神经病理性痛[33]。有研究表明P2X4可通过激活P38MAPK来刺激小胶质细胞释放BDNF，作用于脊髓背角的TrkB受体，导致神经元过度兴奋[34]；但BDNF与TrkB结合抑制KCC2的表达并不是直接依赖于BDNF，而是胞内TrkB与KCC2的信号通路相互作用的结果，如在未成熟的神经元BDNF与TrkB结合，不是导致KCC2下调，而是刺激KCC2的合成[35]。也有实验研究表明小胶质细胞源性BDNF和随后的小胶质细胞的活化存在一种自分泌正反馈循环回路机制，共同调控神经病理性痛的发生、发展[36]。

3　小胶质细胞参与神经病理性痛发生发展的相关信号通路

小胶质细胞除能够释放大量神经活性物质(如PGE2、BDNF、NO、ATP)和促炎细胞因子(如 IL-1β、IL-6、IL-18和TNF-α等)引发持续性的神经病理性痛。小胶质细胞还可以通过痛觉相关的信号通路来调节神经病理性痛，如TLR4 信号通路、p38MAPK和Ca2+信号的传递。

3.1TLR4 信号通路Toll样受体4(TLR4)是Toll 样受体家族成员之一，是脂多糖(Lipopolysaccharide，LPS) 靶细胞膜上的跨膜受体和固有免疫系统主要的病原模式识别受体，Toll样受体4的表达在小胶质细胞和小胶质细胞活化中起着重要的作用。在神经系统中，Toll 样受体仅表达于小胶质细胞表面。神经损伤后，在 DRG 和脊髓的小胶质细胞表面TLR4的mRNA和蛋白的表达上调，TLR4启动的胞内信号转导可激活NF-κB，诱导小胶质细胞释放促炎性细胞因子(IL-1、TNF)和趋化因子，其中促炎性细胞因子参与中枢的敏化，促进和维持神经病理性痛的发生和发展[37]。二甲胺四环素是小胶质细胞活化的抑制剂，可有效地降低神经损伤诱发的神经病理性痛，并减少TGAM和TLR4 mRNA在小胶质细胞表面的表达，TLR4 基因敲除的小鼠或使用TLR4受体拮抗剂二甲胺四环素反复治疗可抑制宽动态范围神经元(Wide dynamic range neurons，WDR)上小胶质细胞的激活和Toll样受体表达，从而减轻小鼠的神经病理性痛[38]。另有研究发现在神经系统中IL-1β主要由活化的小胶质细胞产生，应激活化的蛋白激酶和TLR4/APT可以诱导小脑皮质和脊髓的小胶质细胞活化并释放IL-1β，在急性和慢性炎性痛的神经系统中，IL-1β可刺激产生其它细胞因子，如IL-6和IL-8，以及趋化因子和粘附分子，从而吸引外周单核细胞穿过血脑屏障诱发神经病理性痛[39]。以上结果提示TLR4在神经病理性痛的发生发展中起着重要的作用。

3.2丝裂原活化蛋白激酶 (Mitogen activated protein kinase，MAPK)MAPK 家族广泛存在于中枢神经系统中，在细胞信号转导和基因表达方面有着重要的作用。MAPK 家族的主要成员包括：细胞外信号调节激酶(Extracellular signal-regulated kinase，ERK)、c-Jun氨基端激酶(c-Jun N-terminal kinase，JNK)和p38MAPK。其中，p38MAPK 在炎性痛和神经病理性痛中起着关键性作用。通常 p38MAPK以非磷酸化形式存在，磷酸化形式(p-P38MAPK)是其活化形式。脊髓背角中免疫荧光标记的p38MAPK和脊髓小胶质细胞标记的小胶质细胞标志物CD11b染色区域一致，而不存在于神经元和星形胶质细胞中，表明p38MAPK在小胶质细胞表达。从而说明p38MAPK可能是活化的小胶质细胞介导神经病理性痛的特征酶。鞘内注射p38MAPK抑制剂SB203580可抑制小胶质细胞的活化从而缓解神经病理性痛。在神经病理性痛中，小胶质细胞p38MAPK通过磷酸化被激活；活化的p38MAPK可激活转录因子包括ELK-1，ATF-2和MAX，使小胶质细胞产生多种细胞因子来调节一氧化氮与细胞蛋白质的合成，参与信号转导并促进神经病理性痛产生[31]。另研究表明CCI术后，中脑导水管周围灰质腹外侧(Ventrolateral periaqueductal gray，VL-PAG)的小胶质细胞p38MAPK被激活，进而使下行易化PAG增强神经病理性痛[24]。近期也有研究发现，小鼠性别不同，其小胶质细胞的活化也不同，特别是p38信号通路，鞘内注射p38抑制剂SB203580仅降低雄性小鼠CCI和SNI模型所引起的神经病理性痛[40-41]；在雄性小鼠中，小胶质细胞p38MAPK激活可使促炎细胞因子lL-lβ、IL-6、TNF-α和BNDF释放，其中TNF-α可增强脊髓的突触传递[42-43]。以上结果提示，小胶质细胞 p38MAPK 的活化在神经损伤诱导的神经病理性痛中发挥着关键性作用。

3.3Ca2+信号的传递细胞内的Ca2+信号通路对小胶质细胞的功能有着广泛而复杂的影响，在基因敲除N型Ca2+通道的小鼠脊神经结扎 (Spinal nerve ligation，SNL)损伤后，被敲除的N型电压依赖性钙离子通道(Voltage-dependent Ca2+channel，VDCC)基因表达在小胶质细胞上，其在神经病理性痛中不仅活化神经元，对非兴奋性的小胶质细胞也有活化作用。研究表明，基因敲除N型Ca2+通道，小鼠的触觉异常痛和热痛觉过敏均降低[44]。目前认为触发小胶质细胞内钙离子浓度升高的机制主要有三：一是小胶质细胞表面P2X嘌呤受体介导的非选择性阳离子通道的开放，引起Ca2+、Na+的内流和K+的外流，导致细胞膜的去极化；二是由小胶质细胞表面受体与相应配体结合后激活G蛋白，活化IP3/DG-PKC途径，使细胞内钙库动员和钙离子浓度的升高；三是细胞内钙库耗竭后激活钙通道开放，使细胞内钙离子浓度升高并与细胞内钙调蛋白结合引起钙调蛋白依赖的蛋白激酶磷酸化，激活各种效应蛋白并参与细胞因子的合成与释放。而细胞内Ca2+的升高也可以大电导的方式激活k+通道，大电导钙激活钾离子通道简称 BK(Ca2+-binding site of Ca2+-activated k+)。神经损伤后，脊髓小胶质细胞激活Ca2+和BK的信号通路；鞘内注射BK的激动剂NS1619可活化小胶质细胞使正常的小鼠产生痛觉。鞘内注射BK的抑制剂S-ketamine可抑制小胶质细胞活化以及P2X4的受体和BDNF在小胶质细胞的表达，从而减轻小鼠的神经病理性痛[45]，BK介导K+的外流，诱导IL-1β分泌。小胶质细胞分泌的BDNF反过来进一步增强BK通道活性，形成一个正反馈促进神经病理性痛的发生[46]。

4　小　结

综上所述，小胶质细胞与神经病理性痛有着密切的关系，小胶质细胞的表面受体、胞内信号通路以及释放的活性物质等可调控神经元过度兴奋，促进神经病理性痛的发生和发展。本文主要综述了小胶质细胞参与神经病理性痛的相关信号通路和关键信息分子对神经病理性痛发生发展的调控作用。这些神经活性物质仅为小胶质细胞参与神经病理性痛复杂机制的一部分，对小胶质细胞而言，这些神经活性物质相互之间存在一定的联系，但其因果关系还不清楚。而且各类相关信号通路和关键信息分子在神经病理性痛的重要性如何？均需进一步的研究。目前临床上的镇痛药物对神经病理性痛的疗效欠佳。因此，进一步明确小胶质细胞参与神经病理性痛发病机制，可为神经病理性痛的临床防治提供新靶点。

[1]Walters ET.Neuroin ammatory contributions to pain after SCI:Roles for central glial mechanisms and nociceptor-mediated host defense[J].Exp Neurol, 2014,258:48-61.

[2]Tsuda M,Inoue K,Salter MW.Neuropathic pain and spinal microglia: a big problem from molecules in "small" glia[J]. Trends Neurosci,2005,28(2):101-107.

[3]Dansereau MA,Gosselin RD,Pohl M,et al.Spinal CCL2 pronociceptive action is no longer effective in CCR2 receptor antagonist treated rats[J].J Neurochem,2008,106(2):757-769.

[4]Jung H,Toth PT,White FA,et al.Monocyte chemoattractant protein-1 functions as a neuromodulator in dorsal root ganglia neurons[J].J Neurochem,2008,104(1): 254-263.

[5]Sun JH,Yang B,Donnelly DF,et al．MCP-1 enhances excitability of nociceptive neurons in chronically compressed dorsal root ganglia[J].J Neurophysiol,2006, 96(5):2189-2199.

[6]Toyomitsu E,Tsuda M,Yamashita T,et al.CCL2 promotes P2X4 receptor trafficking to the cell surface of microglia[J].Purinergic Signal,2012,8(2):301-310.

[7]Belkouch M,Dansereau MA,Beaudet N,et al.The chemokine CCL2 increases Nav1.8 sodium channel activity in primary sensory neurons through a Gbetagamma-dependent mechanism[J].J Neurosci,2011,31(50):18381-18390.

[8]Zhao R,Pei GX,Cong R,et al.PKC-NF-κB are involved in CCL2-induced Nav1.8 expression and channel function in dorsal root ganglion neurons[J].Biosci. Rep,2014,34(3):11.

[9]Zhuang ZY,Kawasaki Y,Tan PH,et al.Role of the CX3CR1/p38 MAPK pathway in spinal microglia for the development of neuropathic pain following nerve injury-induced cleavage of fractalkine[J].Brain Behav Immun,2007,21(5):642-651.

[10]Liu Z,Guan Y,Sun X,et al.HSV-1 activates NF-kappaB in mouse astrocytes and increases TNF-alpha and IL-6 expression via Toll-like receptor 3[J].Neurol Res,2013,35(7):755-762.

[11]Kataoka A,Tozaki-Saitoh H,Koga Y,et al.Activation of P2X7 receptors induces CCL3 production in microglia cells through transcription factor NFAT[J].J Neurochem,2009,108(1):115-125.

[12]Biber K,Tsuda M,Tozaki SH,et al.Neuronal CCL21 up-regulates microglia P2X4 expression and initiates neuropathic pain development[J].EMBO J,2011,30(9):1864-1873.

[13]Sarah Taves,Temugin Berta,Gang Chen,et al.Microglia and spinal cord synaptic plasticity in persistent pain[J].Neural Plast,2013,2013:753656.

[14]Verkhratsky A,Burnstock G,Franke H,et al.P2X receptors and their roles in astroglia in the central and peripheral nervous system[J].Neuroscientist,2012,18(5):422-438.

[15]Zarpelon AC,Rodrigues FC,Lopes AH.Spinal cord oligodendrocyte-derived alarmin IL-33 mediates neuropathic pain[J]. FASEB J,2016,30(1):54-65.

[16]Zhang WS,Ji D,Zhou YL,et al.Involvement of spinal microglia and interleukin-18 in the anti-nociceptive effect of dexmedetomidine in rats subjected to CCI[J]. Neurosci Lett,2014,560:21-25.

[17]Bian C,Wang ZC,Yang JL,et al.Up-regulation of interleukin-23 induces persistent allodynia via CX3CL1 and interleukin-18 signaling in the rat spinal cord after tetanic sciatic stimulation[J].Brain Behav Immun,2014,37:220-230.

[18]Abbracchio MP,Burnstock G,Boeynaems JM,et al. International Union of Pharmacology LVIII: update on the P2Y G protein-coupled nucleotidereceptors:from molecular mechanisms and pathophysiology to therapy[J].Pharmacol Rev,2006,58(3):281-341.

[19]Tsuda M,Tozaki-Saitoh H,Masuda T,et al.Lyn tyrosine kinase is required for P2X(4) receptor upregulation and neuropathic pain after peripheral nerve injury[J]. Glia,2008,56(1):50-58.

[20]Tsuda M,Masuda T,Tozaki SH,et al.P2X4 receptors and neuropathic pain[J].Front Cell Neurosci,2013,7:191.

[21]Bravo D,Maturana CJ,Pelissier T,et al.Interactions of pannexin 1 with NMDA and P2X7 receptors in central nervous system pathologies: possible role on chronic pain[J].Pharmacological Research,2015,101:86-93.

[22]Tozaki SH,Tsuda M,Miyata H,et al.P2Y12 receptors in spinal microglia are required for neuropathic pain after peripheral nerve injury[J].J Neurosci,2008,28(19):4949-4956.

[23]Gu N,Eyo UB,Murugan M,et al.Microglia P2Y12 receptors regulate microglia activation andsurveillance during neuropathic pain[J].Brain Behav Immuny,2015, S0889-1591(15):30053-30062.

[24]Hua DN,Yao M,Huang B,et al.Glial activation in the periaqueductal gray promotes descending facilitation[J].J Neurosci Res,2016,94(1):50-61.

[25]Ferrini F,De Koninck Y.Microglia control neuronal network excitability via BDNF signalling[J].Neural Plast,2013,2013:429815.

[26]Clark AK,Old EA,Malcangio M.Neuropathic pain and cytokines: current perspectives[J].J Pain Res,2013,6:803-814.

[27]Kobayashi K,Yamanaka H,Yanamoto F,et al.Multiple P2Y subtypes in spinal microglia are involved in neuropathic pain after peripheral nerve injury[J].Glia,2012,60(10):1529-1539.

[28]Kierdorf K,Prinz M.Factors regulating microglia activation[J].Front Cell Neurosci,2013,7:44.

[29]Masuda T,Tsuda M,Yoshinaga R,et al.IRF8 is a critical transcription factor for transforming microglia into a reactive phenotype[J].Cell Rep,2012,1(4):334-340.

[30]Masuda T,Tsuda M,Tozaki-Saitoh H,et al.Microglial regulation of neuropathic pain[J].J Pharmacol Sci,2013,121(2):89-94.

[31]Wang YX,Xu XY,Su WL,et al.Activation and clinical significance of p38 MAPK signaling pathway in patients with severe trauma[J].J Surg Res,2010,161(1):119-125.

[32]Masuda T, Iwamoto S,Yoshinaga R,et al.Transcription factor IRF5 drives P2X4R+-reactive microglia gating neuropathic pain[J].Nat Commun,2014,5:3771.

[33]Beggs S,Boudreau D,Boivin D,et al.BDNF from microglia causes the shift in neuronal anion gradient underlying neuropathic pain[J].Nature,2005,438(7070): 1017-1021.

[34]Tsuda M,Tozaki-Saitoh H,Inoueet K,et al.Purinergic system, microglia and neuropathic pain[J].Curr Opin Pharmacol,2012,12(1):74-79.

[35]Ludwig P,Uvarov S,Soni J,et al.Early growth response 4 mediates BDNF induction of potassium chloride cotransporter 2 transcription[J].J Neurosci,2011,31(2):644-649.

[36]Zhang X,Zeng L.Positive feedback loop of autocrine BDNF from microglia causes prolonged microglia activation[J].Cell Physiol Biochem,2014,34(3):715-723.

[37]Kawasaki Y,Zhang I,Cheng JK,et al.Cytokine mechanisms of central sensitization:distinct and overlapping role of interleukin1 beta, interleukin 6 and tumor necrosis factor-alpha in regulating synaptic and neuronal activity in the superficial spinal cord[J].Neurosci,2008,28:5189-5194.

[38]Nazemi S,Manaheji H,Noorbakhsh SM, et al. Inhibition of microglia activity alters spinal wide dynamic range neuron discharge and reduces microglia Toll-like receptor 4 expression in neuropathic rats[J]. Clin Exp Pharmacol Physiol,2015,42(7):772-779.

[39]Facci L,Barbierato M,Marinelli C,et al.Toll-like receptors 2, -3 and-4 prime microglia but not astrocytes across central nervous system regions for ATP-dependent interleukin-1β release[J].Sci Rep,2014,4:6824.

[40]Sorge RE,Mapplebeck JC,Rosen S,et al. Different immune cells mediate mechanical pain hypersensitivity in male and female mice[J]. Nat Neurosci,2015, 18(15):1081-1083.

[41]Taves S,Berta T,Liu DL,et al. Spinal inhibition of p38 MAP kinase reduces inflammatory and neuropathic pain in male but not female mice: Sex-dependent.microglial signaling in the spinal cord[J]. Brain Behav Immun,2015,1591(15):30032-30035.

[42]Berta T,Park CK,Xu Z,et al.Extracellular caspase-6 drives murine inflammatory pain via microglia TNFalpha secretion[J]. J Clin. Invest,2014,124(3):1173-1186.

[43]Trang T,Beggs S,Salter MW,et al.ATP receptors gate microglia signaling in neuropathic pain[J].Neurol,2012,234(2):354-361.

[44]Saegusa H,Tanabe T.N-type voltage-dependent Ca2+channel in non-excitable microglia cells in mice is involved in the pathophysiology of neuropathic pain[J].Biochem Biophys Res Commun,2014,450(1):142-147.

[45]Hayashi Y,Kawaji K,Sun L,et al.Microglial Ca2+-activated K+channels are possible molecular targets for the analgesic effects of S-ketamine on neuropathic pain[J].J Neurosci,2011,31(48):17370-173082.

[46]Hayashi Y, Hiroshi N. BK channel in microglia as a potent therapeutic molecular target for neuropathic pain[J].Journal of Oral Biosciences,2015,57:131-134.

国家自然科学基金项目(No：31160213)

黄诚，男，教授，博士，硕士生导师。研究方向：电针镇痛及慢性痛研究。E-mail:huangc6a2013@163.com

R741.02

A

1001-5779(2016)04-0507-06

10.3969/j.issn.1001-5779.2016.04.002

2016-01-30)(责任编辑：敖慧斌)