草苁蓉提取物对HepG2细胞氧化应激损伤的保护作用

尹学哲，王玉娇，尹基峰，金梅花，金 明，全吉淑，*

（1.延边大学附属医院，吉林 延吉 133000；2.延边大学医学院，吉林 延吉 133002）

草苁蓉提取物对HepG2细胞氧化应激损伤的保护作用

尹学哲1，王玉娇2，尹基峰1，金梅花2，金 明2，全吉淑2，*

（1.延边大学附属医院，吉林 延吉 133000；2.延边大学医学院，吉林 延吉 133002）

目的：研究草苁蓉乙醇提取物（Boschniakia rossica ethanol extract，BREE）对H2O2诱导的HepG2细胞氧化应激损伤的保护作用。方法：用H2O2诱导HepG2细胞氧化应激损伤，采用噻唑蓝（methylthiazolyldiphenyltetrazolium bromide，MTT）比色法检测BREE对HepG2细胞氧化损伤的保护作用；比色法测定培养液中乳酸脱氢酶（lactate dehydrogenase，LDH）、谷丙转氨酶（alanine aminotransferase，ALT）、谷草转氨酶（aspartate aminotransferase，AST）的释放率，以及细胞中超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）、还原型谷胱甘肽（reduced glutathione，GSH）及丙二醛（malondialdelyde，MDA）水平；蛋白印迹法测定细胞外信号调节蛋白激酶（extracellular signal-regulated kinase，ERK）、c-Jun氨基末端激酶（c-Jun N-terminal kinase，JNK）、p38丝裂原活化蛋白激酶（p38 mitogen-activated protein kinase，p38 MAPK）总蛋白及其磷酸化形式的表达水平以及核转录因子-κB（nuclear factor-κB，NF-κB）的核内转移。结果：BREE单独处理时，在所测质量浓度范围内对HepG2细胞增殖无显著影响。与模型组相比，BREE能显著提高氧化损伤细胞的存活率；降低氧化损伤细胞培养液中LDH、ALT和AST的释放；降低细胞MDA水平，增高细胞SOD活性和GSH含量。氧化损伤发生的不同时期，ERK、JNK、p38 MAPK和NF-κB蛋白均有激活，而BREE在氧化损伤发生1 h时减少ERK激活和NF-κB核转移，氧化损伤发生12 h时减少JNK蛋白激活。结论：BREE对H2O2所致HepG2细胞氧化应激损伤具有保护作用，此作用可能与其抑制ERK、JNK的活化和NF-κB的核内转移有关。

草苁蓉；H2O2；氧化损伤；HepG2细胞

细胞内氧化与抗氧化之间的平衡对细胞生存至关重要，氧化应激水平的提高能够损伤细胞甚至导致细胞死亡［1］。因此，自由基与多种疾病的关系已越来越引起人们的重视，自由基生物医学的发展使得探寻高效低毒的天然抗氧化剂成为生物化学和医药学科领域的研究热点［2］。草苁蓉（Boschniakia rossica Fedtsch. et Flerov）又名不老草，为列当科草苁蓉属多年生寄生性草本植物，是国家二类保护植物。草苁蓉性味甘、酸、湿，全草入药。具有补肾壮阳、滋补强身、润肠止血、延年益寿的功效；用于治疗肾虚阳痿、腰膝冷痛、膀胱炎、功能性子宫出血、肾炎以及肾脏和膀胱出血等疾病［3］。研究发现，草苁蓉具有抗脂质过氧化、增强免疫、抗炎及抗肿瘤等作用［3-5］，这与草苁蓉醛、草苁蓉酸、草苁蓉碱、草苁蓉内酯、草苁蓉纳拉苷和多糖等多种活性成分有关［3-6］。本实验利用H2O2诱导人HepG2细胞氧化应激损伤模型，检测草苁蓉提取物（Boschniakia rossica ethanol extract，BREE）对HepG2细胞的保护作用，以期为草苁蓉的开发利用提供科学依据。

1　材料与方法

1.1材料、试剂与仪器

草苁蓉采自吉林省长白山，经延边大学药学院刘勇镇教授鉴定为草苁蓉（Boschniakia rossica Fedtsch. et Flerov）。

人肝癌细胞HepG2 南京凯基生物有限公司；DMEM培养基、小牛血清 美国Gibco公司；噻唑蓝（methylthiazolyldiphenyl-tetrazolium bromide，MTT） 美国Sigma公司；小鼠细胞外信号调节蛋白激酶（extracellular signal-regulated kinase，ERK）多克隆抗体、兔p-ERK多克隆抗体、兔c-Jun N末端激酶（c-Jun N-terminal kinase，JNK）多克隆抗体、兔p-JNK多克隆抗体、兔p38丝裂原活化蛋白激酶（p38 mitogen-activated protein kinase，p38 MAPK）多克隆抗体、兔p-p38 MAPK多克隆抗体、兔核转录因子-κB（nuclear factor-κB，NF-κB）多克隆抗体 美国Abcam公司；乳酸脱氢酶（lactate dehydrogenase，LDH）、谷丙转氨酶（alanine aminotransferase，ALT）、谷草转氨酶（aspartate aminotransferase，AST）、超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）、还原型谷胱甘肽（reduced glutathione，GSH）、丙二醛（malondialdelyde，MDA）及蛋白质试剂盒 南京建成科技有限公司。

3-30K型离心机 美国Sigma公司；D 1320型超净工作台 北京东联哈尔仪器制造有限公司；DYY-12型电泳仪、DYCP-31D型电泳槽、DYCZ-24DN型电泳仪北京六一仪器厂；Trans-Blot转印槽 美国Bio-Rad公司；UVP凝胶成像分析仪 美国UVP公司；RT-2100型酶标仪深圳雷杜公司；S22PC型分光光度计 上海精密科学仪器有限公司。

1.2方法

草苁蓉用90%乙醇提取后，依次经等体积石油醚、氯仿、乙酰乙酯和正丁醇萃取，减压蒸馏即得BREE，得率约为13%［5］。主要成分有草苁蓉多糖（质量分数13%）、草苁蓉环烯醚萜（质量分数47%）和草苁蓉苯丙烯醇苷（质量分数32%）。

1.2.2细胞培养［7］

HepG2细胞用含体积分数10%胎牛血清的DMEM培养液，于37 ℃、5% CO2、饱和湿度条件下静置培养，细胞铺满瓶底80%以上，取对数生长期增殖活跃的细胞进行分组。

1.2.3MTT法检测BREE对HepG2细胞增殖的影响［8］

取对数生长期的HepG2细胞以5×104个/mL的细胞浓度接种于96 孔培养板中，每孔加入100 μL。24 h后，加入BREE溶液100 μL，使其终质量浓度分别为400、200、100、50、25、12.5 mg/L。继续培养24 h。吸净培养液，加入5 g/L MTT溶液20 μL，37 ℃孵育4 h，再加入200 μL二甲基亚砜（dimethyl sulfoxide，DMSO）。振荡10 min使甲臜结晶充分溶解后，在570 nm波长处检测光密度（OD）值。实验重复3 次。另设空白孔，排除药物干扰。

1.2.4MTT法检测BREE对氧化损伤HepG2细胞存活率的影响

取对数生长期的HepG2细胞接种于96 孔细胞培养板中，24 h后用于实验。实验分为5 组：对照组、模型组及BREE高、中、低剂量组（质量浓度分别为50、25、12.5 mg/L）。对照组换入正常培养液；模型组加入H2O2使其浓度为300 μmol/L；给药组中加入BREE使其质量浓度达到相应值，2 h后再加入300 μmol/L H2O2建立细胞氧化损伤模型。损伤12 h后，每孔加入5 g/L MTT，4 h后终止培养，吸净培养液，再加200 μL DMSO，振荡10 min后，在570 nm波长处检测OD值，重复3 次。另设空白孔（只加BREE）以排除药物干扰。

1.2.5氧化损伤细胞培养液中LDH、ALT、AST的释放［9］

顶层设计，统筹谋划，必须准确领会其内容要点。水利改革发展顶层设计，明确了以建立防洪抗旱减灾体系、水资源合理配置和高效利用体系、水资源保护和河湖健康保障体系、有利于水利科学发展的制度体系等四大体系为目标，以水利规划、法律法规、政策措施为支撑的总体框架。这个框架科学确定水利改革发展系统的长远目标、建设任务、投资规模，有计划、有步骤、分阶段、分层次推进，让水利改革发展这张宏伟蓝图付诸实践时更加科学、规范，更具有可操作性。

对数生长期的HepG2细胞按以上方法分组，用H2O2损伤细胞1、4、12 h。收集上清液，按试剂盒说明书步骤测定上清液中LDH、ALT、AST活性。

1.2.6氧化损伤细胞内SOD、GSH、MDA水平以及ERK、JNK、p38 MAPK和NF-κB蛋白活化的测定

细胞处理在6 孔板内进行，用H2O2损伤细胞1、4、12 h后，用2.5 g/L胰蛋白酶消化，收集1×107个细胞用冷磷酸盐缓冲溶液（phosphate buffer solution，PBS）清洗，破碎细胞，离心取上清液，按试剂盒说明书步骤测定细胞内SOD、GSH、MDA水平［9］。提取蛋白质，上10%聚丙烯酰胺凝胶电泳（polyacrylamide gel electrophoresis，PAGE）后转膜，再用二抗体偶联物进行免疫检测，发光底物显迹法显迹，于UVP凝胶成像分析仪中采集图像并进行分析［10-11］。

1.3统计学处理

2　结果与分析

2.1BREE对HepG2细胞增殖的影响

图1　BREE对HepG2细胞增殖的影响Fig.1 Effect of BREE on the proliferation of HepG2 cells

MTT实验是检测活细胞数量的常用方法。由图1可知，HepG2细胞在不同质量浓度BREE作用下，细胞增殖稍有变化。质量浓度高时，BREE具有一定的细胞毒作用，但质量浓度在12.5～50 mg/L范围时，其细胞活力与对照组（BREE质量浓度为0 mg/L）相比没有显著性差异。说明质量浓度小于50 mg/L时，BREE对HepG2细胞增殖没有影响，不显示细胞毒作用。

2.2BREE对氧化损伤HepG2细胞存活率的影响

图2　BREE对氧化损伤HepG2细胞存活率的影响Fig.2 Effect of BREE on cell viability of HepG2 with H2O2-induced damage

H2O2能够促进自由基的生成，引发生物膜的脂质过氧化反应，从而导致细胞的损伤、坏死和凋亡。如图2所示，与对照组比较，模型组的细胞存活率明显降低（P＜0.05），经不同剂量BREE保护后细胞存活率由54%分别增加到71%、77%和81%（P＜0.05）。

2.3BREE对氧化损伤HepG2细胞ALT、AST、LDH释放的影响

图3　BREE对氧化损伤HepG2细胞ALT（a）、AST（b）、LDH（cc）释放的影响Fig.3 Effect of BREE on hepatic ALT （a）， AST （b） and LDH （c） release in HepG2 cells with H2O2-induced oxidative damage

细胞在氧化损伤过程中会将细胞内的ALT、AST、LDH等胞内酶释放到培养基中，所以培养上清中ALT、AST、LDH活性大小可反映细胞的死亡或损伤程度。对照组、模型组和给药组培养液中ALT、AST、LDH活性检测结果如图3所示。对照组培养液中ALT、AST、LDH活性较低，而模型组培养液ALT、AST、LDH活性与对照组比较显著升高（P＜0.05）；BREE组培养液ALT、AST、LDH活性与模型组比较降低（P＜0.05），表明BREE可有效降低H2O2对HepG2细胞造成的氧化应激损伤。

2.4BREE对氧化损伤HepG2细胞中SOD、GSH、MDA水平的影响

图4　BREE对氧化损伤HepG2细胞SOD（a）、GSH（b）、MDA（cc）水平的影响Fig.4 Effect of BREE on SOD （a）， GSH （b） and MDA （c） in HepG2 cells with H2O2-induced oxidative damage

为对抗氧化应激引起的各种损伤，有氧生物在进化过程中发展了多种抗氧化防御机制，包括各种抗氧化酶，如SOD等，可与GSH等内源性抗氧化剂一起能有效清除体内脂质过氧化物，使机体免受自由基的损害［12］。而MDA是细胞膜脂质过氧化反应的终产物，细胞中MDA含量多少可反映细胞脂质过氧化损伤程度［2，13］。如图4所示，与对照组比较，模型组细胞MDA水平均显著升高（P＜0.05），GSH水平均显著降低（P＜0.05）；与模型组比较，给药组中的MDA水平均明显降低（P＜0.05），给药组中的GSH水平均明显升高（P＜0.05）。氧化损伤4、12 h时，模型组中的SOD活性与对照组比较显著降低（P＜0.05）；给药组中的SOD活性与模型组比较显著升高（P＜0.05）。但氧化损伤时间只为1 h时，模型组SOD水平略有升高趋势，这可能与细胞氧化损伤初期时氧化应激增高引起的SOD活力的代偿性升高相关。

2.5BREE对氧化损伤HepG2细胞中MAPK和NF-κB蛋白激活的影响

图5　BREE对氧化损伤HepG2细胞中MAPK和NNFF--κB蛋白激活的影响Fig.5 Effect of BREE on the activation of MAPK and NF-κB in HepG2 cells with H2O2-induced oxidative damage

如图5所示，氧化损伤1 h时，与对照组比较，模型组中的ERK蛋白活化水平增高（P＜0.05）；与模型组比较，50 mg/L BREE组ERK蛋白活化水平降低（P＜0.05）。氧化损伤12 h时，与对照组比较，模型组中的JNK和p38 MAPK蛋白活化水平增高（P＜0.05）；而50 mg/L BREE降低JNK活化水平（P＜0.05），但不改变p38 MAPK蛋白活化水平。氧化损伤时，与对照组比较，模型组肝细胞核中NF-κB蛋白水平均增高（P＜0.05）；氧化损伤1 h和4 h时，50 mg/L BREE组肝细胞核中NF-κB蛋白水平降低（P＜0.05），而氧化损伤至12 h时，50 mg/L BREE组肝细胞核中NF-κB蛋白水平升高（P＜0.05）。

3　讨 论

H2O2诱导的肝细胞氧化损伤，氧化应激是其重要损伤机制。细胞受到损伤后，细胞内生成大量活性自由基，引发细胞膜上脂质过氧化反应，生成终产物MDA；受损的细胞膜通透性增强，胞内酶（ALT、AST、LDH等）大量外释；脂质过氧化生成的自由基又与氧接触，进而引起一系列的自由基链反应。为平衡氧化还原状态，大量损耗了细胞内源性抗氧化剂（如GSH等），最终导致细胞死亡［13-15］。因此，当肝细胞受到H2O2损伤时，细胞活力（存活率）、转氨酶和LDH释放率、MDA生成量、GSH含量、SOD活性变化显著。本研究结果表明，草苁蓉提取物能显著提高损伤肝细胞活力；降低损伤细胞培养液中LDH、ALT和AST的释放；降低损伤细胞中MDA水平，增高细胞中SOD活性和GSH含量。

丝裂原活化蛋白激酶（MAPK）是细胞内的一类丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶，主要有ERK、JNK及p38 MAPK激酶途径［16］。人们普遍认为，ERK为“细胞生存”通路，而JNK和p38 MAPK则为“细胞死亡（坏死和凋亡）”通路［17-18］。胞外刺激，如激素、细胞因子等都能引起肝细胞MAPK通路的激活，并磷酸化其下游的相关蛋白，从而完成细胞对胞外刺激的反应与反馈调节［19］。而JNK和p38 MAPK通路选择性地对环境中各种理化及炎性因子所致的应激起反应。JNK信号通路是由多条调控细胞增殖和诱导细胞凋亡的途径构成的一个复杂网络，存在协同和拮抗的现象［20-21］。p38 MAPK信号通路目前关注最多的是调控炎症反应，调节NF-κB的活化表达，在炎症性疾病中起着关键作用［22］。NF-κB信号转导通路则是炎症反应中被激活最频繁的通路之一，调控大部分炎症因子的生成及释放［23-25］。本实验结果表明，氧化损伤发生时，ERK、JNK、p38 MAPK和NF-κB蛋白均有不同程度的激活，而BREE在损伤发生的不同时期减少ERK、JNK的激活和NF-κB的核转移。此结果与以往报道类似［10-11，26］。但文献报道JNK和p38 MAPK激活也是H2O2刺激后发生的细胞内早期事件之一［10-11］，其中H2O2诱导的HEK293T细胞中p38 MAPK磷酸化表现为双阶段反应，15 min达到高峰并持续120 min左右［10］。由此可见，MAPK激活在不同细胞氧化应激反应中表现不尽相同。此外，李国平等［27］报道，氧化应激作用于HepG2细胞后12 h开始发生细胞凋亡。本研究在氧化损伤12 h时观察到BREE降低JNK磷酸化同时增高NF-κB p65的核转移，这可能与其抗细胞凋亡作用有关。研究表明，NF-κB从胞质转移到胞核，然后在细胞凋亡抑制蛋白、Bcl-2家族、TRAF1、TRAF-2、c-FLIP等作用下发挥抗细胞凋亡作用［26］。发生氧化应激损伤时NF-κB和JNK之间的关联、以及细胞凋亡之间的关系需进一步研究。

综上所述，草苁蓉提取物对H2O2诱导细胞氧化损伤具有保护作用，此作用可能与其抑制ERK、JNK的活化和NF-κB的核内转移有关。

［1］ 刘红亮， 胡磊， 王靖凯， 等. 槲皮素对H2O2损伤PC12细胞的保护效果与机制［J］. 中国药理学通报， 2014， 30（3）： 373-377.

［2］ 张慧芸， 庄军辉. 丁香提取物对人肝细胞H2O2氧化损伤的保护作用及其机制［J］. 食品与生物技术学报， 2013， 32（9）： 1003-1007.

［3］ 汪霞， 周微， 李天， 等. 草苁蓉环烯醚萜对肝癌前病变大鼠血清标志酶及抗氧化活性的影响［J］. 食品科技， 2010， 35（7）： 242-245.

［4］ 杨振凯， 杨阳， 张亚男， 等. 草苁蓉正丁醇及水萃取物对小鼠急性肝损伤的保护作用［J］. 延边大学医学学报， 2011， 34（2）： 105-107.

［5］ QUAN Jishu， YIN Xuezhe， XU Huixian. Boschniakia rossica prevents the carbon tetrachloride-induced hepatotoxicity in rat［J］. Experimental and Toxicologic Pathology， 2011， 63（1/2）： 53-59.

［6］ WANG Zhenghui， WU Baojun， ZHANG Xianghong， et al. Purification of a polysaccharide from Boschniakia rossica and its synergistic antitumor effect combined with 5-fluorouracil［J］. Carbohydrate Polymers， 2012， 89（1）： 31-35.

［7］ 韩飞， 周孟良. 过氧化氢诱导HepG2细胞产生氧化应激细胞模型的建立［J］. 食品科学， 2011， 32（5）： 55-57.

［8］ MOORADIAN A D， HAAS M J， WADUD K， et al. Ascorbic acid and α-tocopherol down-regulate apolipoprotein A-I gene expression in HepG2 and Caco-2 cell lines［J］. Metabolism： Clinical and Experimental， 2006， 55（2）： 159-167.

［9］ 刘春彦. 漏芦对H2O2诱导的HepG2细胞损伤的保护作用［D］. 延吉：延边大学， 2012.

［10］ 邹朝霞， 李强， 刘莹莹， 等. 过表达Grx1抑制HEK293T细胞中H2O2诱导的p38 MAPK信号通路［J］. 中国生物化学与分子生物学报， 2008，24（6）： 537-542.

［11］ 符跃强， 许峰， 卢仲毅， 等. 氧化应激对肺泡Ⅱ型上皮细胞的损伤作用及JNK信号转导机制［J］. 重庆医科大学学报， 2007， 32（11）：1150-1153.

［12］ 尹学哲， 许惠仙， 赵文玺， 等. 草苁蓉水萃取物对脂多糖与D-氨基半乳糖所致小鼠肝脏氧化应激和细胞凋亡的影响［J］. 食品与生物技术学报， 2013， 32（5）： 469-473.

［13］ 张欣， 赵新淮. 几种多酚化合物对H2O2和CCl4诱导人肝细胞损伤的保护［J］. 食品科学， 2009， 30（3）： 262-266.

［14］ 李炯， 王忠彦， 于敏. δ阿片受体激活对过氧化氢损伤的心肌细胞的保护作用［J］. 中国药理学与毒理学杂志， 2009， 23（6）： 431-435.

［15］ 刘红亮， 胡磊， 王靖凯， 等. 槲皮素对H2O2损伤PC12细胞的保护效果与机制［J］. 中国药理学通报， 2014， 30（3）： 373-377.

［16］ FECHER L A， AMARAVADI R K， FLAHERTY K T. The MAPK pathway in melanoma［J］. Current Opinion in Oncology， 2008， 20（2）：183-189.

［17］ WU J， ZERN M A. Hepatic stellate cells： a target for the treatment of liver fibrosis［J］. Journal of Gastroenterology， 2000， 35（9）： 665-672.

［18］ GUYTON K， LIU Y， GOROSPE M， et a1. Activation of mitogenactivated protein kinase by H2O2. Role in cell survival following oxidant injury［J］. Journal of Biological Chemistry， 1996， 271（8）：4138-4142.

［19］ ABE J， BAINES C P， BORK B C. Role of mitogen-activated protein kinases in ischemia and reperfusion injury： the good and the bad［J］. Circulation Research， 2000， 86（6）： 607-609.

［20］ SCHWABE R F， BRENNER D A. Mechanisms of liver injury. I. TNF-α-induced liver injury role of lKK， JNK and ROS pathways［J］. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology， 2006， 290（4）： G583-G589.

［21］ BOROS P， BROMBERG J S. New cellular and molecular immune pathways in ischemia/reperfusion injury［J］. American Journal of Transplantation， 2006， 6（4）： 652-658.

［22］ KOBAYASHI M， TAKEYOSHI I， YESHIVA D， et a1. P38 mutagenactivated protein kinases inhibition attenuates ischemia-reperfusion injury of the rat liver［J］. Surgery， 2002， 131（3）： 344-349.

［23］ 刘强， 刘静. 肝细胞性肝癌相关分子信号通路的研究进展［J］. 世界华人消化杂志， 2014， 22（1）： 59-66.

［24］ NAUGLER W E， SAKURAI T， KIM S， et a1. Gender disparity in liver cancer due to sex differences in MyD88-dependent IL-6 production［J］. Science， 2007， 317： 121-124.

［25］ RU☒Z-MORENO M， FERN☒NDEZ P， LEAL A， et a1. Pilot interferon-β trial in children with chronic hepatitis B who had previously not responded to interferon-α therapy［J］. Pediatrics， 1997，99（2）： 222-225.

［26］ 李成刚， 刘瑞， 李嘉琳， 等. 过氧化氢作用HepG2对NF-κB途径和细胞敏感时相的相关研究［J］. 中国临床康复， 2014， 8（35）： 8129-8131.

［27］ 李国平， 吴灵飞， 蒲泽锦. 氧化应激诱导HepG2肝癌细胞凋亡的研究［J］.中国病理生理杂志， 2008， 24（1）： 105-111.

Protective Effect of Boschniakia rossica Extract on Oxidative Damage in HepG2 Cells

YIN Xuezhe1， WANG Yujiao2， YIN Jifeng1， JIN Meihua2， JIN Ming2， QUAN Jishu2，*
（1. Yanbian University Hospital， Yanji 133000， China； 2. Medical College， Yanbian University， Yanji 133002， China）

Objective： The protective role of ethanol extract of Boschniakia rossica （BREE） against cellular oxidative injury induced by hydrogen peroxide （H2O2） in HepG2 cell line was investigated. Methods： MTT assay was used to e valuate the cell proliferation of HepG2 cells. The activities of lactate dehydrogenase （LDH）， alanine aminotransferase （ALT）， aspartate aminotransferase （AST）， malondialdelyde （MDA）， superoxide dismutase （SOD） and reduced glutathione （GSH） were measured by the spectrophotometric method. The total protein expression and the phospharylation of extracellular signalregulated kinase （ERK）， c-Jun N-terminal kinase （JNK）， p38 mitogen-activated protein kinase （p38 MAPK）， and nuclear translocation of nuclear factor-κB （NF-κB） were determined by the Western blotting method. Results： BREE had no toxic effect on cultured HepG2 cells at the tested concen trations. In HepG2 cells with H2O2-induced oxidative damage， BREE increased cell viability， reduce LDH， ALT and AST leakage， inhibited MDA formation， and increased SOD and GSH levels. At the different stages of oxidative damage， ERK， JNK， p38 MAPK and NF-κB proteins were activated； however， the administration of BREE suppressed the ERK activation and NF-κB nuclear translocation at 1 h， and JNK activation at 12 h. Conclusion： BREE can function as an antioxidant to prevent cellular injury induced by H2O2in cultured HepG2 cells， maybe via the suppression of ERK and JNK activation and NF-κB nuclear translocation.

Boschniakia rossica； hydrogen peroxide （H2O2）； oxidative damage； HepG2 cell

S565.1；Q593.1

A

1002-6630（2015）15-0173-06

10.7506/spkx1002-6630-201515032

2014-09-30

国家自然科学基金地区科学基金项目（81160539）

尹学哲（1962—），男，教授，博士，研究方向为中药药理学。E-mail：yinxz@ybu.edu.cn

全吉淑（1968—），女，教授，博士，研究方向为中药药理学。E-mail：quanjs@ybu.edu.cn