家畜气肿疽的研究进展
2015-02-21陈发喜,蔡扩军,范玉娟等
家畜气肿疽的研究进展
陈发喜,蔡扩军*,范玉娟,何克明,王清平
(新疆乌鲁木齐市动物疾病控制与诊断中心,新疆乌鲁木齐830063)
气肿疽是由气肿疽梭菌感染牛、羊和其它动物所引起的急性、败血性传染病,以肌肉丰满部位发生炎性肿胀、坏死为特征。世界上所有养牛的国家均有本病的发生并具有较高的死亡率,对全球的养殖业尤其是养牛业造成一定的经济损失。该病在我国各地均有发生,影响我国养牛业的健康发展。本文对该病的病原学、流行病学、临床症状、发病机理、病理变化、诊断方法、防治措施等几个方面进行了综述,以期为该病的有效防控提供有益的参考。
气肿疽;气肿疽梭菌;概述
修回日期:2015-03-13
气肿疽,又称黑腿病或鸣疽,是由气肿疽梭菌引起的以牛、羊的肌肉丰满处尤其是腿部和胸部发生恶性水肿和气性坏疽为特征的细菌性传染病[1]。该病在北美洲、亚洲、欧洲、非洲的很多国家普遍存在,由于该病发病急、死亡快,给很多国家养牛业造成了一定的损失[2, 3]。尽管我国对该病的接种免疫已有几十年的历史,但每年仍大量发生,有些地区呈地方流行。2007年以来,日本、美国发生了人感染气肿疽梭菌死亡的病例,使得该病迅速成为很多国家人医和兽医共同关注和研究的热点[4, 5]。目前我国关于本病的报道多以病例的形式,关于本病的综述很少。鉴于此,本文参考国内外相关文献资料,从病原学、流行病学、临床症状、发病机理、病理变化、诊断方法、防治措施等方面对该病进行了阐述。
1 病原学
1.1 形态学特征
气肿疽梭菌为气肿疽的病原体,该菌属细菌纲,芽孢杆菌科,梭菌属,专性厌氧菌,广泛分布于自然界中。菌体两端钝圆,长2~8 μm,宽0.5~0.6 μm,无荚膜,有周身鞭毛,能运动。据报道,气肿疽梭菌的鞭毛是唯一被证明具免疫原性的有效抗原,在细菌感染初期所产生的抗体对机体起到保护作用[6]。本菌为革兰氏阳性棒状大杆菌,从牛、羊深部伤口的厌氧环境组织中或肠内容物中检出率较高,经革兰式染色镜检,该菌以单个形式存在或呈3~5个菌体形成的短链,可与呈长链的腐败梭菌在形态上做出鉴别[7]。在体内外均可形成中立或近端芽胞,成纺锤形;培养时需创造严格的厌氧环境。该菌在血液琼脂培养基上可形成边缘不整齐、扁平、灰白色纽扣状的半透明圆形菌落,中心略凸起。
1.2 分子生物学特性
气肿疽梭菌的基因组序列包括一条含有280万个碱基对的染色体和5 500个碱基对的质粒,染色体上含有糖酵解(糖异生)、糖代谢、嘌呤和嘧啶代谢的基因,但明显缺失三羧酸循环的基因,缺失或部分缺失氨基酸代谢的组氨酸、酪氨酸、苯丙氨酸和色氨酸的基因[8, 9]。现有的研究表明毒素、DNA酶、透明质酸酶、神经氨酸酶和鞭毛是形成气肿疽梭菌致病性的主要组成[10, 11]。气肿疽梭菌产生5种毒素,包括耐氧的溶血素、易氧性溶血素、脱氧核糖核酸酶、透明质酸酶、神经氨酸苷酶[12, 13]。研究发现,气肿疽梭菌产生的杀白细胞毒素CctA(C. chauvoei toxin A)起到溶血和细胞毒活性的作用,是该菌具有代表性的主要毒素,用CctA毒素接种动物后对动物机体能产生保护作用,因此,直接作用CctA的抗体在抵抗气肿疽梭菌方面将起到十分重要的作用,使得CctA成为抵抗气肿疽十分有价值的候选基因[14]。
1.3菌体抵抗力
本菌菌体的抵抗力不强,但芽孢却对消毒药、湿热、寒冷等各种理化因素具有很强的抵抗力,可在土壤中存活约5年以上,在腐败尸体中仍可存活3个月。经煮沸20 min、3%福尔马林处理15 min或0. 2%升汞处理10 min方可将组织内的芽孢杀死。
2 流行病学
2.1易感动物
气肿疽几乎能感染所有品种的牛、绵羊、山羊、骆驼、猪和马鹿等,2个月到4岁的牛易感,大多数牛的发病日龄在6个月至2岁之间。也可引起绵羊的严重感染和死亡。尽管气肿疽梭菌主要对反刍动物易感,但也有人类感染气肿疽梭菌而致死的报道,研究人员在死者的肺部组织中检测出了气肿疽梭菌,并发现其肺部组织已经坏死[4, 5]。
2.2传播途径
本病可通过消化道和伤口感染。一年四季均可发生,但在夏季更为流行,原因可能是雨水的冲刷使气肿疽梭菌从土壤深部到达了土壤的表面,牛在采食的时候将被气肿疽梭菌污染的草一同摄入,本病也可经吸血昆虫或蚊虫的叮咬而感染[15]。该病最易在炎热、潮湿的天气突然变冷后发生。
2.3地理分布
该病无论在发达国家还是欠发达国家普遍存在,在印度、美国、日本、德国、非洲南部的津巴布韦、非洲西部的尼日利亚等国家流行相当严重。目前,该病在我国四川、云南、贵州、新疆、甘肃、广西、台湾等地区成地方性流行。
3 临床症状
气肿疽潜伏期一般为3~5 d,发病前期不易诊断,常突然发病,厌食,反刍减少,体温迅速上升至41℃~42℃。耳、角发热,眼结膜发红,呼吸和脉搏加快,脚部、腿部和舌部是最易感染的部位。病牛变的痴呆,步态僵硬,腰背无力,不愿走动,跛行。严重感染牛鼻子流出带血丝的鼻液,肛门与阴道口有时也有血样液体流出;感染部位皮肤变色,皮下水肿,充有气体,肿大部位呈海绵状,有捻发音。最后呼吸困难,严重虚脱和精神沉郁,很快死亡[16]。
4 发病机理
气肿疽的发病机理目前仍无一致的认识,但一般认为,气肿疽梭菌产生的毒素和神经氨酸酶在动物发病过程中起重要的促进作用[18]。气肿疽病菌主要通过深部创伤、手术感染;或经口进入消化道,经胃肠道肠系膜进入血液循环最终到达各个器官和肌肉组织内。感染的芽孢在厌氧环境下孢子发育,气肿疽梭菌迅速繁殖并产生毒素,导致动物出现病症,往往造成突然死亡[18, 19]。
气肿疽梭菌能够产生神经氨酸酶,协助气肿疽梭菌在动物体内扩散,渗发病过程。目前神经氨酸酶抑制剂在控制气肿疽病临床的应用已成为研究热点之一。
5 病理变化
气肿疽死亡家畜的尸体常迅速腐败和膨胀,胸、腹部皮下常有胶冻样物质;胸腔、腹腔也积有大量暗红色液体,穿刺或切开肿胀处流出带泡沫的暗红色液体,并伴酸臭气味;心肌变性质脆,色泽变浅,心脏内、外膜有出血斑或出血点,颜色变浅,质脆;肺间质水肿,局部淋巴结肿大,伴有出血性、浆液性浸润。胆囊、肝、肾等脏器常充血肿大,呈暗红色,有时有大小不一的坏死灶。严重病变部位的肌肉呈黑红且松脆,并有极其难闻的恶臭气味。
6 诊断方法
6.1 常规诊断
气肿疽的诊断主要是根据流行特点、临床症状、病理剖检等进行初步判定,确诊需采取病料进行细菌分离鉴定和对豚鼠进行接种实验等。该方法较为准确,但耗时长,同时易受病料污染菌或细菌生长条件的限制。
6.2 血清学诊断
该病目前还没有标准化的血清学诊断制剂。有报道用琼脂扩散试验进行检测,该方法特异性高、操作较简便,但存在灵敏度低的缺点;车达等人报道了该病的ELISA检测方法;实验用气肿疽梭菌裂解菌体为抗原建立了间接ELISA法,该方法灵敏度高、重复性好,有望用于气肿疽病诊断检测[20]。
6.3 分子生物学诊断
随着分子生物学的快速发展,聚合酶链式反应(PCR)技术依靠其灵敏、快速且特异性强的优点在疾病诊断研究中起着重要作用。国内外学者建立了诸多检测气肿疽梭菌的PCR方法。
我国学者彭小兵等报告了用包含16S~23S rDNA间隔区及23S rDNA部分序列作为气肿疽梭菌的特异性标志,以a毒素部分序列作为腐败梭菌的特异性标志,建立了快速、准确鉴别气肿疽梭菌与腐败梭菌的二重PCR方法[21];姜丹丹等根据GenBank中发表的气肿疽梭菌16S rRNA基因序列设计2对特异性引物,建立了气肿疽梭菌套式PCR的检测方法,具有较高的特异性和敏感性[22]。
日本学者Yoshimasa等设计了一对引物,可用于气肿疽梭菌包含16S - 23S rDNA间隔区和23S rDNA的部分序列的扩增,并对包括14株气肿疽梭菌以及腐败梭菌、产气荚膜梭菌、诺维梭菌在内放入样品进行了检测,扩增结果显示气肿疽梭菌样品均为阳性,而腐败梭菌、产气荚膜梭菌、诺维梭菌等均为阴性[23]。另一位日本学者Sasaki Y等以鞭毛基因为目的基因对气肿疽梭菌,溶血梭菌,诺维梭菌A型和B型及腐败梭菌五种菌进行了PCR检测和进化分析[24]。德国学者Martin Lange等以spoOA基因为目的基因建立多重实时PCR同时检测气肿疽梭菌和腐败梭菌[3]。Halm. A等建立了新型实时PCR方法,可同步检测和鉴别引起气性坏疽的气肿疽梭菌和腐败梭菌[25]。Garofolo G.等建立TPI基因Taqman实时多重PCR法鉴别气肿疽梭菌和腐败梭菌,该技术具有更强的特异性和敏感性,应用前景广阔[26]。Cattáneo, M等建立了检测编码气肿疽梭菌鞭毛和腐败梭菌α毒素基因的多重PCR,扩增片段分别为516bp和270bp,对这两种病进行快速鉴别诊断具有十分重要的临床意义[27]。2014年,Idrees, A等以16SrRNA为模板,扩增出863bp的基因片段,再次证实PCR是检测气肿疽梭菌有效简便的方法[28]。
7 气肿疽的防控
7.1 防控
疫苗接种是目前国内外防控气肿疽的有效方法。据报道,美国87.5%~92.5%的犊牛在断奶前接种7联梭菌疫苗(含有气肿疽梭菌、炭疽芽孢杆菌、梭状芽孢杆菌、诺维梭菌、产气荚膜梭菌和索氏梭菌等抗原)[29]。我国于1950年研制出气肿疽氢氧化铝甲醛灭活苗,近年来又研制成功气肿疽干粉疫苗和气肿疽灭活苗。在进行首次接种疫苗时,应避免母源抗体的干扰,首次接种后应进行第二次强化免疫。
我国牛羊气肿疽高发的原因一是养殖人员对气肿疽病的危害性缺乏了解和认识,对如何进行必要的防控没有意识和准备;二是对病死畜处理不当,随意处理病死畜的尸体,使得气肿疽梭菌的芽孢扩散;三是部分地区疫苗运输、储藏冷链设施设备缺乏,使疫苗的使用受到限制;四是很多养殖户没有将该病的免疫接种纳入日常的免疫程序。因此建议牛场和养牛户要在动物防疫监督机构的指导下,用正确的方式对病死牛进行无害化处理。被污染的圈舍、用具及环境用3%甲醛或4%氢氧化钠溶液反复消毒。
7.2 治疗
该病最佳治疗方法是在发现该病后尽早用抗气肿疽高免血清通过静脉或腹腔注射,同时给予大剂量的青霉素和四环素一般可获得较好治疗效果;局部治疗,可用加有80万~100万IU青霉素的0.25%~ 0.5%普鲁卡因溶液10~20 mL于肿胀部周围分点注射。
据报道,用高锰酸钾预防和发病前期治疗牛气肿疽能产生较好的效果[30]。高锰酸钾是一种具有广泛用途的无机物,可依靠其氧化性作用,通过注射、喷淋和冲洗病变部位,对已经存在肠道和肌肉里的气肿疽梭菌产生杀灭作用,但使用高锰酸钾治疗牛气肿疽时浓度不宜过高,避免对牛的机体组织产生不良刺激。
[1]Russo V C, Gluckman P D, Feldman E L, et al. The insulin-like growth factor system and its pleiotropic functions in brain[J]. Endocrine Reviews, 2005, 26(7): 916-943.
[2]Groseth P K, Ersdal C, Bjelland A M, et al. Large outbreak of blackleg in housed cattle[J]. Vet Rec, 2011, 169(13): 339.
[3]Lange M, Neubauer H, Seyboldt C. Development and validation of a multiplex real-time PCR for detection of Clostridium chauvoei and Clostridium septicum[J]. Mol Cell Probes, 2010,(24): 204-210.
[4]Nagano N, Isomine S, Kato H, et al. Human fulminant gas gangrene caused by Clostridium chauvoei[J]. J Clin Microbiol, 2008, 46(4): 1545–1547.
[5]Weatherhead J E, Tweardy D J. Lethal human neutropenic entercolitis caused by Clostridium chauvoei in the United States: tip of the iceberg[J]. J Infect, 2012, 64(2): 225–227.
[6]Tamura Y, Kijima-Tanaka M, Aoki A, et al. Reversible expression of motility and flagella in Clostridium chauvoei and their relationship to virulence[J]. Microbiology, 1995, 141(Pt 3): 605–610.
[7]Sasaki Y, Yamamoto K, Kojima A, et al. Rapid identification and differentiation of pathogenic Clostridia in gas gangrene by polymerase chain reaction based on the 16S-23S rDNA spacer region[J]. Res Yet Sci, 2000,(69): 289-294.
[8]Frey J, Falquet L. Patho-genetics of Clostridium chauvoei[J]. Res Microbiol, 2014, 4, pii: S0923- 2508(14)00219-8.
[9]Falquet L, Calderon-Copete S P, et al. Draft genome sequence of the virulent Clostridium chauvoei reference strain JF4335[J]. Genome Announc, 2013, 15, 1(4), pii: e00593-13.
[10]Frey J, Johansson A, Burki S, et al. Cytotoxin CctA, a major virulence factor of Clostridium chauvoei conferring protective immunity against myonecrosis[J]. Vaccine, 2012,(30): 5500-5505.
[11]Mattar M A, Cortinas T I, de Guzman A M. Immunogenic protein variations of Clostridium chauvoei cellular antigens associated with the culture growth phase[J]. FEMS Immunol Med Microbiol, 2002, 33(1): 9-14.
[12]Mattar M A, Cortinas T I, Stefanini A M. Extracellular proteins of Clostridium chauvoei are protective in a mouse model[J]. Acta Vet Hung, 2007,(55): 159-170.
[13]Vilei E M, Johansson A, Schlatter Y, et al. Genetic and functional characterization of the NanA sialidase from Clostridium chauvoei[J]. Vet Res, 2011,(42):2.
[14]Mudenda Hang'ombe B, Kohda T, Mukamoto M, et al. Purification and sensitivity of Clostridium chauvoei hemolysin to various erythrocytes[J]. Comp Immunol Microbiol Infect Dis, 2006,(29): 263-268.
[15]Useh N M, Ibrahim N D, Nok A J, et al. Relationship between outbreaks of blackleg in cattle and annual rainfall in Zaria, Nigeria[J]. Vet Rec, 2006, 21, 158(3): 100-101.
[16]Langroudi P, Jabbari R, MoosawiA R, et al. Large scale production of Blackleg vaccine by fermenter and enriched culture medium in Iran[J]. Archiv, 2012, 67(1): 43-49.
[17]Baldassi L. Clostridial toxins: potent poisons, potent medicines[J]. J Venom Anim Toxins incl Trop Dis, 2005,(11): 391-411.
[18]Useh N M, Nok A J, Esievo K A. Pathogenesis and pathology of blackleg in ruminants: the role of toxinsand neuraminidase. A short review[J]. Vet Q, 2003, 25(4): 155-159.
[19]Sathish S, Swaminathan K. Molecular characterization of the diversity of Clostridium chauvoei isolates collected from two bovine slaughterhouses: Analysis of cross-contamination[J]. Anaerobe, 2008,(14): 190-199.
[20]车达,金鑫,陈莹莹,等.延边黄牛气肿疽间接ELISA诊断方法的建立[J].安徽农业科学, 2011,(2): 1042-1044.
[21]彭小兵,李旭妮,王楠,等.二重PCR方法鉴别气肿疽梭菌和腐败梭菌[J].中国兽药杂志, 2011, 45(3): 20-22.
[22]姜丹丹,金鑫,陈莹莹,等.气肿疽梭菌套式PCR检测方法的建立[J].中国兽医科学, 2010, 40(11): 1171-1174.
[23]Sasaki Y, Yamamoto K, Amimoto K, et al. Amplification of the 16S-23S rDNA spacer region for rapid detection of Clostridium chauvoei and Clostridium septicum[J]. Res Vet Sci, 2001, 71(3): 227-229.
[24]Sasaki Y, KojimaA, Aoki H, et al. Phylogenetic analysis and PCR detection of Clostridium chauvoei, Clostridium haemolyticum, Clostridium novyi types A and B, and Clostridium septicum based on the flagellin gene[J]. Vet Microbiol, 2002, 86(3): 257-267.
[25]Halm A, Wagner M, Kofer J, et al. Novel real -time PCR assay for simultaneous detection and differentiation of Clostridium chauvoei and Clostridium septicum in clostridial myonecrosis[J]. J Clin Microbiol, 2010, 48(4): 1093-1098.
[26]Garofolo Q, Galante D, Serrecchia L, et al. Development of a real time PCR Taqman assay based on the TPI gene for simultaneous identification of Clostridium chauvoei and Clostridium septicum[J]. J Microbiol Methods, 2011, 84(2): 307-311.
[27]Cattáneo M, París N, Campos F. Development of multiplex PCR for identifiation of Clostridium chauvoei and Clostridium septicum[J]. VETERINARIA(Montevideo), 2013,(49): 15-19.
[28]Idrees A, Chaudhary Z I, Younus M, et al. Isolation and molecular detection of clostridium chauvoei alpha toxin gene from clinical cases of black quarter in cattle[J]. J. Anim. Plan, 24(3): 2014, 755-759.
[29]Rogers G M, Swecker W S. Clostridial vaccines: timing and quality assurance[J]. Comp Food Anim Med Manag, 1997,(19): 278–285.
[30]khan C M, Potassium permanganate, The veterinary Merck Manual, merck and co, inc, 2005, USA. P. 2155.
Review of Emphysematous Gangrene(Blackleg)
CHEN Fa-xi, CAI Kuo-jun*,FAN Yu-juan, HE Ke-ming, WANG Qing-ping
(The Centre of Urumqi Animal Disease Control and Diagnosis, Urumqi 830063, China)
Emphysematous Gangrene(Blackleg)is an acute and septic animal infectious disease infected by Clostridium chauvoei in cattle, sheep and other domestic animals. It is characterized by showing inflammatory swelling and necrosis in plump muscles. Blackleg has been shown to occur in nearly all countries with cattle industry with high mortality and it causes significant economic losses in livestock production. Many cases of Blackleg were reported in China and it had a great impact on cattle husbandry. The current study reviewed the etiology, epidemiology, clinical symptom, pathogenesis, pathological change, diagnosis and prevention of Blackleg, thereby provided the beneficial reference on control of Blackleg.
blackleg; clostridium chauvoei; review
S857.11
A
1003-6377(2015)03-0006-05
乌鲁木齐市科技局计划项目(F141310002;Y141210013)﹔新疆维吾尔自治区科技厅科技援疆项目(201491165)
陈发喜(1964-),男,硕士研究生,高级兽医师,主要从事动物疫病诊断和治疗工作。
E-mail: 997082524@qq.com
蔡扩军(1985-),男,硕士研究生,主要从事动物疫病诊疗工作。
E-mail: caikuojun@163.com
2014-03-04,