新生儿听力及耳聋基因联合筛查研究进展

陆 洋，孙晓勉

(1.湖南省衡阳市南华大学，湖南 衡阳 421000；2.深圳市福田区妇幼保健院儿保科，广东 深圳 518000)

【儿童健康研究】

新生儿听力及耳聋基因联合筛查研究进展

陆 洋1，孙晓勉2

(1.湖南省衡阳市南华大学，湖南 衡阳 421000；2.深圳市福田区妇幼保健院儿保科，广东 深圳 518000)

先天性耳聋已成为世界性的公共卫生问题。随着分子生物学和遗传学研究的逐渐深入，与耳聋相关的遗传性基因逐渐被确立，如GJB2基因、SLC26A4基因和线粒体12SrRNAm.A1555G、GJB3基因等。先天性耳聋在新生儿期的发病率约为1‰～1.86‰，是由多种环境和/或遗传因素共同作用导致。为了早期发现新生儿语前听力损失或迟发性听力损失，听力筛查及耳聋基因联合筛查的模式逐渐得到实施。该文就我国听力筛查及耳聋基因联合筛查的研究进展加以综述。

新生儿；听力筛查；耳聋基因筛查研；研究进展

近年来，新生儿听力及耳聋基因联合筛查受到医学界的广泛关注。新生儿听力筛查是指新生儿的听力筛选测试和对有听力障碍的新生儿和婴幼儿进行早期干预的方案。新生儿聋病易感基因筛查的提出是基于10余年来新生儿听力筛查实施模式的经验积累。一般在新生儿出生时和出生后3天内进行新生儿脐带血和足跟血采集来筛查聋病易感和常见基因(GJB2基因、SLC26A4基因、12SrRNA基因和GJB3基因)。婴幼儿早期的听力损失，即使是轻度的也可导致其在生理和行为交往上明显的或永久的功能障碍[1]。我国新生儿耳聋基因筛查项目证明，通过基因筛查不仅可以发现先天性遗传性耳聋患者，更重要的是发现药物敏感性耳聋基因携带者和迟发性耳聋基因携带者。早期对耳聋患者实施干预和康复，可以使其聋而不哑；对耳聋基因携带者进行预警及耳聋防治知识的宣教，可以有效预防和减少耳聋的发生；通过进一步的耳聋遗传咨询，可以避免生育聋儿。

1 新生儿物理性听力筛查的背景和意义

新生儿听力筛查[2-3](newborns hearing screening，NHs)的主要目的是尽可能早发现有听力障碍的个体，使其在语言发育的关键年龄段之前就能得到适当的干预，达到聋而不哑。2009年2月卫生部发布了《新生儿疾病筛查管理办法》(卫生部令第64号)，明确新生儿听力筛查为全国新生儿三大疾病筛查之一。为使我国新生儿听力筛查工作能够规范、科学和全面的实施，2010年12月卫生部颁布《新生儿听力筛查技术规范(2010版)》修订版，旨在全国范围内全面系统的开展新生儿听力筛查，使医疗保健健康服务惠及广大新生儿人群。目前，研究新生儿物理听力筛查的方法主要有耳声发射和脑干诱发电位。耳声发射(otoacoustic emission，OAE)，是指外界声刺激通过外耳道和中耳传到耳蜗，外毛细胞受到刺激并主动释放能量，逆传到外耳，由探头接收并由计算机处理后显示结果[4-5]。70年代Jewett和Wiilisone对听性脑干反应[6]进行了明确的论述，它是一种无创伤的检测手段，通过不同声强对耳的刺激，可记录出从耳蜗到下丘脑(甚至丘脑皮质)的神经通路的电反应。此后听性脑干反应成为客观的听力检查方法，有效地检测2～4kH之感音神经性聋，尤其是在高危儿的听力筛查中。大量研究表明OAE结合ABR进行新生儿听力筛查是一种有效的方法[6-7]。在英国进行的类似前瞻性研究也证明了早期发现听力障碍是预防听力损害儿童语言发育障碍的唯一重要因素，影响最终语言能力的唯一相关因素是听力障碍，而不是听力损害的程度[8]。因此，新生儿普遍听力筛查能早期发现听力障碍，对降低我国聋哑儿的发病率，提高全民族人口素质有极其重要的意义。

2 新生儿聋病易感基因筛查的背景及意义

随着新生儿听力筛查工作的广泛开展和临床经验的积累，逐渐发现在新生儿听力筛查中存在局限或缺陷，即并不是所有的听力损失患儿均会在出生后立即表现出来。如有些新生儿通过了新生儿听力筛查，但随后出现GJB2或SLC26A4基因引起的迟发性听力损失；又如药物性致聋基因引起的听力损伤，出生时新生儿听力筛查均可通过。随着人类基因组计划的成功和致聋基因的不断发现与克隆及大规模聋病分子流行病学调查，为各种族提供详实的常见致聋基因突变谱和突变频率数据。2007年国内外学者[9]首次提出“新生儿听力及基因联合筛查”的理念，即在广泛开展新生儿听力筛查的基础上融入耳聋基因筛查。一般在新生儿出生时和出生后3天内进行新生儿脐带血和足跟血采集来进行聋病易感和常见基因筛查。西方发达国家相关统计数据显示，在耳聋人群中40%是有环境因素造成的，新生儿耳聋患者中60%与遗传因素有关[10]。到目前为止，已发现150个基因座，64个与耳聋相关的基因，其中42个基因超过700个位点为常染色体隐性遗传[11]。现将常见的4种基因综述如下：

2.1 GJB2基因

GJB2基因是导致遗传性耳聋最常见的耳聋基因，该基因于1993年被克隆，定位于13q11～12，DNA全长4804bp，编码区678bp。该基因可产生无功能的缝隙连接蛋白，降低缝隙连接的通透性，影响通道的正常开闭，使钾离子回流进入内淋巴液的循环受到影响，导致Corti器的钾中毒，从而引起感音神经性聋[12]。因此，GJB2基因突变与耳聋密切相关。GJB2的突变方式复杂多变，有4种常见的突变形式(235delC、299delAT、176del16和35delG)，约占总突变种类的88%[13]。不同种族GJB2常见的突变形式不同[14]，如在白种人中常见35delcC，在北欧犹太人中常见167delT，加纳人中R143W突变最为常见，在东亚、东南亚地区，235delC提示NSHL的高风险，但在大洋洲及欧洲地区却无此相关性。在中国GJB2基因235delC的突变致聋的频率也高于其他亚洲国家。纪育斌等(2011年)对中国近10年GJB2基因突变进行荟萃分析显示，GJB2总体致病突变频率为12.88%，总体致病突变携带频率为19.41%。GJB2基因致病性错义突变大部分表现为常染色体隐性遗传，一小部分表现为常染色体显性遗传，此外还有一些未明确的致病性突变。在中国最常见的突变形式是235delC，其在所有致病性突变中约占74.14%，对GJB2基因的初始了解认为该基因仅与先天性极重度听力损失有关[15]，在先天性重度耳聋患者中约占30%～50%。然而近年来的报道发现有些族群有一定比例的轻度耳聋患者，少数有进行性听力损失的变化，可以表现为先天性聋、非先天性语前聋、语后聋和迟发的听力下降[16]，其发病年龄从6～8个月至20岁，有些新生儿通过标准的新生儿听力筛查，但随后出现GJB2基因突变导致的迟发性听力损失[10]。大多数携带GJB2基因非综合性耳聋患者的螺旋神经节细胞数量正常，适合人工耳蜗植入，且此类患者在耳蜗植入后，言语理解能力强，预后良好。

2.2 线粒体12SrRNA基因

已发现的可能与耳毒性药物相关性聋相关的线粒体DNA(mtDNA)突变有961delT/insC(n)、T1095C、C1494T、A1555G、A827G、T1005C、A1116G、G7444A[17-18]。据报道，12SrRNAmtDNA A1555G突变在新生儿中的发生率为5%～12%[19]，小于1%的儿童语前聋与线粒体12SrRNA基因1555A-G突变有关，该突变可以增加耳蜗对氨基糖苷类药物的敏感性，是氨基糖苷类抗生素药物致聋(aminoglycoside antibiotic induced deafness，AAID)的重要分子基础[20]，携带线粒体DNA12SrRNA A1555G点突变的个体对氨基糖甙类抗生素耳毒性具有高度的敏感性。应用单次剂量即可导致携带此突变个体的重度听力损失，且不可逆转[21]。在中国群体中还发现了12SrRNA基因1494C-T突变与药物性耳聋的关系，应用氨基糖苷类抗生素(aminogylcoside antibiotics，AmAn)也是C1494T位点突变的分子学基础；除氨基糖苷类药物外，有时其表型的表达还受到核基因及单体型线粒体背景序列的调节[22]。鉴于线粒体DNA12SrRNA基因1555A-G和1494C-T突变引起的耳聋多表现为后天性，在出生时往往听力正常，很难通过听力筛查而被提前发现和预测，却存在因耳毒性药物的使用而导致听力损失的隐患。因而该突变的检出为医生预测个体有AmAn遗传易感性提供了可能性，指导该突变阳性个体及母系家属避免使用AmAn可以减少易感致聋的发生。对于已经发生的AmAn致聋患儿，应及早对聋幼儿进行听力补偿(验配助听器)，早期进行听力语言训练是避免因聋致哑出现双重残疾的唯一方法。因此，通过对耳聋基因检测和筛查可以有效地降低AAID的发生率。

2.3 SLC26A4基因

近年来国外的多项研究表明SLC26A4基因突变与Pendred综合征和单纯前庭水管扩大和/或内耳畸形有密切的关系。Everett等(1997年)发现在胚胎13天，小鼠内淋巴管和内淋巴囊就有SLC26A4基因mRNA的强表达，淋巴管和内淋巴囊与内淋巴液代谢有关。SLC26A4基因的突变形式多样、种类繁多，目前已发现200多种不同的突变类型，遍布于各个外显子或其侧翼序列。据估计，世界范围内儿童语前聋患者中4%～10%由Pendred综合征导致，其临床表现为甲状腺肿大(甲状腺功能正常或轻微降低)和耳聋[23]。我国Pendred综合征的报道还较少，但前庭水管扩大在耳聋患者中占有相当的比例。2007年，王秋菊等对我国107个前庭水管扩大(enlarged vestibular agueduet，EVA)耳聋家系研究发现，有40种突变在这些患者中被发现，其中，中国人群中最常见的突变方式是c.919-2A>G突变，至少携带一个SLC26A4突变的患者高达97.9%[24]。2009年戴朴等对中国和美国大前庭水管综合征伴家族性甲状腺肿先天性聋综合征(enlargement of vestibular aqueduct/Pendred’s syn-drome，EVA/PS)患者进行SLC26A4 基因检测，研究表明，中美患者SLC26A4突变谱不同[25]，在中国SLC26A4基因突变图谱中c.919-2A>G(73%)和p.H723R(14%)占了总突变的87%，而美国患者中最常见的突变类型为p.L236P和p.T416P。只要对SLC26A4基因的突变热点进行检测，就可以对大部分患者做出明确的分子诊断，极大地提高了基因筛查的效率。理论上讲，表现为前庭水管扩大并感音神经性耳聋的这些患儿出生后即有症状，然而发现这些症状的平均年龄却为5.8岁，因此推测，他们之中至少7%的患儿表现为语前听力损失，如能及早发现和干预，争取在语言中枢发育最关键的1～3岁装上人工耳蜗，就能让这些孩子和正常人一样生活在有声世界。

2.4 GJB3基因

我国夏家辉等(1998年)首先成功克隆了GJB3基因，并应用荧光原位杂交将定位于人类染色体1p33～35，该基因编码有270个氨基酸的连接蛋白31，全长3617bP。他们最早报道了两个引起显性遗传高频听力下降的GJB3突变，应用同源EST搜索和巢式PCR的方法克隆出GJB3基因，对42个遗传性耳聋的家系进行筛查，发现了一个错义突变(Cx31E180x)和一个无义突变(Cx31R180x)，被认为与高频听力下降有关。2000年，刘学忠教授等在25个中国常染色体显性遗传非综合征DFNB家系中检测GJB3，发现其中2个家系成员携带GJB3复合杂合突变，一个是第423位碱基由A变成G，另一个是423-425有3个碱基(423-425de1ATT)缺失。结果证明了GJB3突变不仅能导致常染色体显性非综合征耳聋，也能导致常染色体隐性非综合征耳聋[26]。

3 新生儿听力筛查存在的问题

3.1 物理性听力筛查存在问题

并不是所有的听力损失均会在出生后立即表现出来，新生儿听力筛查有一定比例的假阴性。常规听力初筛的不通过率超过13%，明显高于我国1‰～3‰新生儿中的耳聋发病率。另外由于随访机制的不完善导致初筛不通过的新生儿的复筛率很低，同时无法检出迟发型耳聋或基因突变所致的耳聋的缺陷，进而不能对这些患者进行有效的指导和治疗，最终致使耳聋发生，给患者和社会带来巨大负担。

3.2 耳聋基因检测方法存在的问题

耳聋基因有很多种，在人群中携带率高，患者危害大，不可能对所有的耳聋基因进行筛查，因此基于临床诊断设计合理、经济、快速和建立快捷、高通量的基因诊断方法十分必要。目前包括Sanger直接测序法、基因芯片、限制性片段长度多态性分析以及变性高效液相色谱分析等[27]。Sanger直接测序法存在成本高耗时长、通量低等不足，限制其临床应用。基因芯片，其原理为针对不同突变位点设计两种带有不同标签的上游探针和一个下游带Cv3荧光标记的公共引物。先进行多重等位基因特异性引物延伸PCR，PCR扩增产物在带上一段标签序列的同时，被单色荧光所标记。将产物变性后，与固定有标签互补寡核苷酸序列的芯片杂交，通过激光扫描检测出突变位点，临床应用受限。限制性片段长度多态性分析，该法操作繁琐，检出率低，临床实用性不强。变性高效液相色谱分析缺陷在于未能鉴定出具体的碱基突变位置，在筛选新的突变或多态性时，需要进行测序才能得出最后的结论。目前飞行时间质谱检测是近年来发展较快的一种耳聋基因筛查的新方法，其原理是利用样品在电场中的飞行时间与分子的质荷比成正比的原理，通过检测样品分子的飞行时间，测得分子量，推知突变位点。它可以检测4个基因20个位点的突变，具有检测位点多，无信号转换，灵敏度高，时间短，通量高等优点，具有广泛的临床应用前景，为常见遗传性耳聋的病因学检测提供了重要依据。

3.3 家长依从性和重视程度

在临床中，由于家长对新生儿听力筛查的不重视，实施新生儿听力筛查存在随访率低，失访率高等问题，致使不能得到新生儿听力损失的最终发病情况及准确的发病率。筛查是为了能对筛查有问题的儿童进一步明确诊断以减少漏诊，所以家长的依从性相当重要。增加家长对听力障碍的认知程度，提高家长对听力筛查的支持信任度，对初筛结果正确评价，既不夸大事实，以防家长的心理压力过大。由于缺乏临床流行病学数据的真实性和可靠性，无法对筛查方式和筛查策略进行合理的评价，失访的新生儿中很有可能存在耳聋易感因素，但得不到早期的诊断和及时干预。所以提高随访率，控制失访率依然是新生儿听力筛查工作的重点和难点，又要引起家长足够的重视，保证按时复查，对首次测试结果不合格，要合理向家长解释，避免造成恐慌，如复查仍未通过者应转诊耳鼻喉科进一步诊治。

3.4 新生儿听力及耳聋基因联合筛查的优势和发展前景

目前在新生儿中进行聋病易感基因筛查经历了由单纯的基因筛查到听力及基因联合筛查模式的逐渐演变，接受筛查的人群也日益广泛，除可以明确部分遗传性聋的原因外，对新生儿听力筛查结果和基因筛查结果联合分析，既保证了传统听力筛查检出耳聋患者的优势，也增加了重要的遗传信息，还可以指导临床上抗生素氨基糖苷类的应用，尽量避免“一针致聋”。指导部分耳聋患者如SLC26A4基因突变导致大前庭水管综合征患儿，减缓耳聋的发展，可预测人工耳蜗植入的疗效，并为耳聋患者及家庭进行遗传咨询，评价再次生育子女出现耳聋的几率，指导产前耳聋基因诊断，尽早采取有效措施避免聋儿出生。

在新生儿听力与基因联合筛查中，最重要的是对于听力与基因联合筛查结果的处理及之后的随访工作，建立以新生儿听力筛查为基础的新生儿听力与基因联合筛查体系，将真正实现大幅度降低我国耳聋发病的目标。

随着新生儿听力与基因联合筛查的不断开展，筛查的流程和方案的不断完善，就知情同意、筛查策略、筛查模式、遗传咨询和干预手段等在开展前做出详细预案，包括在各个助产机构内对家长进行宣教；对技术人员进行操作培训；规范血样的输送及筛查结果的上传、统计、汇报、汇总；筛查结果的遗传咨询；新生儿听力与基因联合筛查数据库的建立等。

对听力筛查和基因筛查的结果应结合起来进行解释，对于听力筛查“通过”而基因筛查“未通过” 的个体要进行进一步的基因诊断和遗传咨询以及听力学监控和随访；听力筛查“未通过”而常见耳聋基因筛查“通过”者，则仍然要进行进一步的听力学诊断和基因诊断；听力筛查和基因筛查均通过者，进入目前成熟的听力保健流程。目前由于筛查手段和方法不统一、筛查样本量不足、缺乏统一筛查程序、随诊率偏低等诸多不足及需要改进的方面，所以需要尽快制定一系列的国内统一的标准化、程序化制度，统一筛查手段和策略。为了使新生儿听力筛查工作有一个高效衔接的平台，新生儿听力和基因网络系统也正在被建立，加强新生儿信息的管理，解决随访难的问题,降低失访率。但是新儿听力筛查联合工作任重道远，需要医务工作者的不懈努力、家长的密切配合、全社会的认同和政府强大有力的支持。因此对耳聋患儿的早期诊断、干预和治疗不仅关系千万儿童的幸福，更关系到国家利益和社会的和谐稳定。

[1]Sagong B, Baek J I, Oh SK,etal.A rapid method for simultaneous screening of multi-gene mutations associated with hearing loss in the Korean population[J].PLoS One,2013,8(3):57237.

[2]Korver A M, Admiraal R J, Kant S G,etal. Causes of permanent childhood hearing impairment[J].Laryngoscope,2011,121(2):409-416.

[3]Mahboubi H, Dwabe S, Fradkin M,etal. Genetics of hearing loss where are we standing now[J]. Eur Arch Otorhinolaryngol,2012,26(7):1733-1745.

[4]Cohen M, Phillips J A. Genetic approach to evaluation of hearing loss[J].Otolaryngol Clin North Am,2012,45(1):25-39.

[5]Carlsson PIi, Karltorp E, Carlsson-Hansén E,etal.GJB2 (Connexin 26) gene mutations among hearing-impaired persons in a Swedish cohort[J]. Acta Otolaryngol,2012,132(12):1301-1305.

[6]Olusanya B O, Akinyemi O O. Community-based infant hearing screening in a developing country: parental up take of follow-up serviees[J].BMC Publie Health,2009,9(1):66.

[7]Papacharalampous G X, Nikolopoulos T P, Davilis D I,etal.Universal newborn hearing screening, a revolutionary diagnosis of deafness: real benefits and limitations[J].Eur Arch Otorhinolaryngol,2011,268(10):1399-1406.

[8]Kothiyal P, Cox S, Ebert J,etal. High-throughput detection mutations responsible for childhood hearing loss usin resequencing microarrays[J]. BMC Biotechnol,2010,10:10.

[9]Davcheva-Chakar M, Sukarova-Stefanovska E, Ivanovska V,etal. Speech Perception Outcomes after Cochlear Implantation in Children with GJB2/DFNB1 associated Deafness[J]. Balkan Med J,2014,31(1):60-63.

[10]Popova D P, Kaneva R, Varbanova S,etal. Prevalence of GBJ2 mutations in patients with severe to profound congenital nonsyndromic sensorineural hearing loss in Bulgarian population[J]. Eur Arch Otorhinolaryngol,2012,269(6):1589-1592.

[11]Van Camp G, Smith R J H. Hereditary hearing loss homepage [2014-06-30].http://hereditaryhearingloss.org.

[12]Lopponen T, Dietz A, Vaisanen,etal. MLHomozygous M34T mutation of the GJB2gene associates with an autosomal recessive nonsyndromic sensorineural hearing impairment in Finnish families[J]. Acta otolaryngol,2012,132(8):862-873.

[13]Coco M, Salvinelli F, Greco F,etal. Significance of heterozygosis M34T mutation of GJB2 gene in non-syndromic congenital deafness. Retrospective analysis of 12,472 samples of amniotic fluid[J].J Prenat Med, 2013,7(4):56-58.

[14]Batissoco A C, Abreu-Silva R S, Braga M C,etal. Prevalence of GJB2 (connexin-26) and GJB6 (connexin-30) mutations in a cohort of 300 Brazilian hearing-impaired individuals: implications for diagnosis and genetic counseling[J]. Ear Hear,2009,30(1):1-7.

[15]Wilcken B. Screening for disease in the newborn: the evidence base for blood-spot screening[J]. Pathology,2012,44(02):73-79.

[16]Davcheva-Chakar M, Sukarova-Stefanovska E, Ivanovska V,etal. Speech Perception Outcomes after Cochlear Implantation in Children with GJB2/DFNB1 associated Deafness[J]. Balkan Med,2014,31(1):60-63.

[17]Maasz A, Komlosi K, Hadzsiev K,etal. Phenotypic variants of the deafness-associated mitochondrial DNA A7445G mutation[J] .Curr Med Chem,2008,15(13):1257-1262.

[18]Labay V, Garrido G, Madeo A C,etal. Haplogroup analysis supports a pathogenic role for the 7510 T>C mutation ofmitochondrial tRNA Ser UCN in sensorineural hearing loss[J].Clin Genet,2008,731:50-54．

[19]Rydzanicz M, Cywińska K, Wróbel M,etal.The contribution of the mitochondrial COI/tRNA Ser UCN gene mutations to non-syndromic and aminoglycoside-induced hearing loss inPolish patients[J].Mol Genet Metab,2011,1041(2):153-159.

[20]Lu Y, Dai D, Chen Z,etal. Molecular screening of patients with nonsyndromic hearing loss from Nanjing city of China[J]. J Biomed Res, 2011, 25(5): 309-318.

[21]Lu J, Qian Y, Li Z,etal. Mitochondrial haplotypes may modulate the phenotypic manifestation of the deafness associated 12S rRNA 1555A>G mutation[J].Mitochondrion,2010,10(1):6.

[22]Nishio S Y, Usami S I. Deafness Gene Variations in a 1120 Nonsyndromic Hearing Loss Cohort: Molecular Epidemiology and Deafness Mutation Spectrum of Patients in Japan[J].Ann Otol Rhinol Laryngol,2015, 124(Suppl 1):S49-S60.

[23]Fang Y, Gu M, Wang C,etal. GJB2 as Well as SLC26A4 Gene Mutations are Prominent Causes for Congenital Deafness[J]. Cell Biochem Biophys, 2015,[Epub ahead of print].

[24]Song M H, Shin J W, Park H J,etal.GJB2 as Well as SLC26A4 Gene Mutations are Prominent Causes for Congenital Deafness[J]. Cell Biochem Biophys,2015 Feb 4.

[25]Dai P, Stewart A K, Chebib F,etal. Distinct and novel SLC26A4/Pendrin mutations in Chinese and U.S. patients with nonsyndromic hearing loss[J].Physiol Genomics,2009,38(3):281-290.

[26]Oh S K, Choi S Y, Yu S H,etal.Evaluation of the pathogenicity of GJB3 and GJB6 variants associated with nonsyndromic hearing loss[J].Biochim Biophys Acta,2013,1832(1):285-291.

[27]Shearer A E, Smith R J. Genetics advances in genetic testing for deafness[J]. Curr Opin Pediatr,2012,24,(6):679-686.

[专业责任编辑：艾 婷]

Research progress on combined screening of neonatal hearing and deafness-related genes

LU Yang1, SUN Xiao-mian2

(1.UniversityofSouthChina,HunanHengyang421000,China; 2.DepartmentofChildHealth,ShenzhenFutianDistrictMaternalandChildHealthCareHospital,GuangdongShenzhen518000,China)

Congenital deafness has become a worldwide public health problem. With the gradual deepening of research in molecular biology and genetics, hereditary deafness-related genes have been gradually defined, such as GJB2 gene, SLC26A4 gene and mitochondrial 12SrRNAm.A1555G,and GJB3 genes. The incidence of congenital deafness in neonatal period is about 1‰-1.86‰, which is caused by multiple actions of various environmental and genetic factors. For early detection of hearing loss or delayed hearing loss before speech, hearing screening and deafness-related genes screening model are gradually implemented. In this paper, we reviewed the research progress of the hearing screening combined with deafness-related genes screening on newborns.

newborns; hearing screening; deafness-related genes screening; research progress

2015-03-16

深圳市科创委知识创新计划资助项目(JCYJ20140415094713859)

陆 洋(1989-)，女，在读研究生，主要从事儿少卫生方向的研究。

孙晓勉，主任医师。

10.3969/j.issn.1673-5293.2015.05.067

R179

A

1673-5293(2015)05-1088-04