光照强度对水华微囊藻(Microcystis flos-aquae)群体大小增长的影响*

张艳晴，杨桂军＊＊，秦伯强，周 健，许慧萍，王 颖，吴雅丽

(1:江南大学环境与土木工程学院，无锡214122)

(2:中国科学院南京地理与湖泊研究所湖泊与环境国家重点实验室，南京210008)

伴随着我国经济的快速发展，大量污染物的产生和排放致使水体富营养化日趋严重.由于水体富营养化，太湖最近每年的5-10月都会出现微囊藻水华，给太湖周边人们的社会生活和生产造成重大影响和损失［1－2］.尽管众多学者对微囊藻水华进行了研究［3－4］，然而，到目前为止微囊藻水华暴发机理还不清楚.

在自然水体中，微囊藻水华暴发时，大量微囊藻以群体状态漂浮在水体表层［3－5］.微囊藻群体的大小对微囊藻在水体中的迁移速度［6－8］、抗捕食压力［9］和比表面积有重要的影响.Wu等［10］发现太湖微囊藻水华暴发时，因为微囊藻大群体更容易克服水体扰动产生的包裹力，同时微囊藻大群体对太阳辐射的昼夜变化反应不敏感，所以无论是有风还是无风的情况，大于120 μm的微囊藻大群体总是聚集于水体表面.

在野外条件下，微囊藻主要以群体形态存在［3］，而转入室内培养后以单细胞和双细胞形态为主［11－12］.微囊藻单细胞如何转变为微囊藻群体这一问题引起了很多关注.有研究显示，很多因素都可以诱导微囊藻单细胞形成微囊藻群体，包括生物因子，如鞭毛虫的摄食［3，13－15］、后生浮游动物摄食［16］、异养菌的诱导作用［17］;化学因子，如微囊藻毒素［18］;物理因子，如高光照强度［19］.尽管有关微囊藻单细胞转变为微囊藻群体的研究已经取得了很多进展，然而到目前为止，其机理还不是很清楚.

微囊藻大群体都是由微囊藻小群体生长而来.影响微囊藻群体生长的因素有很多，包括营养盐、光照、温度等.光照是影响藻类生长最重要的生态因子之一［20－21］.有关光照强度对微囊藻生长的影响，国内外学者已经做了大量研究［22－26］，但这些研究都是探讨光照强度对微囊藻单细胞生长的影响，有关光照强度对微囊藻群体大小增长的研究国内外未见报道.水华微囊藻(Microcystis flos-aquae)是太湖微囊藻水华的优势种之一［27］.本研究以水华微囊藻为研究对象，通过设置不同的光照强度和模拟野外变化光照强度，探讨各光强强度以及变化光照强度对水华微囊藻群体大小增长的影响，有助于了解太湖微囊藻水华暴发机理.

1 材料与方法

实验藻种水华微囊藻1028购于中国科学院水生生物研究所，藻种培养在1.5 L锥形瓶中，培养基为BG－11［28－29］，培养温度 25℃，光暗比 12 h ∶12 h.藻种在 BG－11 培养基中培养一段时间后，藻种中含有一定量的水华微囊藻单细胞、双细胞以及小群体后开始正式实验(藻种中含22.1%小群体，平均大小为3.8 cells/群体).分别取10 ml藻液加入250 ml锥形瓶中，用TN=10 mg/L、TP=0.5 mg/L的BG－11培养基定容至100 ml.以上操作均在无菌操作台中进行.使用多个光照培养箱，将光照强度设置到实验要求强度，然后将锥形瓶放入培养箱中，培养温度设置为25℃，光暗比为12 h∶12 h.本实验共设置5个不同光强处理组:G1:2000 lx、G2:4000 lx、G3:8000 lx、G4:16000 lx、G5:变化光强，具体见表1.

表1 实验中5个处理组的不同光强设置Tab.1 Different light intensities in five treatments in this experiment

实验用水华微囊藻1028按上述培养条件培养21 d，每天摇1次.每3天采样1次，采用显微镜(尼康E200)记数藻细胞密度和群体大小.对于野外紧密型的微囊藻群体，通常直接测定群体的直径来表示群体大小.但在室内培养下的微囊藻群体呈现较松散的立体空间结构，且群体没有一定的固定形态，使用通常的直径测定大小误差较大.为避免这样的误差，本实验通过测定单个群体的细胞数来表示群体的大小.为便于表达，本研究选取了单细胞、双细胞、3～10细胞群体、10～100细胞群体以及100+细胞(＞100细胞)群体进行计数［30］.细胞计数时要求单细胞、双细胞至少取100个视野;测定群体大小时至少测定50个群体，然后取平均值.另外，溶解性胞外多糖(sEPS)和固着性胞外多糖(bEPS)含量均采用蒽酮硫酸法［31］测定.取每个培养瓶中的中上层藻液10 ml，12000转/min离心15 min后，取出上清液，放入25 ml比色管中，用0.45 μm滤膜过滤，用于测定溶解性胞外多糖含量.上述离心获得的藻团加去离子水摇匀至10 ml，加NaOH调节pH为10，置于45℃温水水浴提取4 h，然后进行离心，取上清液用0.45 μm滤膜过滤，用于测定固着性胞外多糖含量.把所获得的多糖各取出1 ml，加入4 ml蒽酮溶液，沸水水浴10 min，冷却后在620 nm处比色.总胞外多糖(tEPS)含量为溶解性胞外多糖含量和固着性胞外多糖含量的总和.

2 统计分析

不同处理组的微囊藻群体大小和密度(包括单细胞、双细胞、3～10细胞群体、10～100细胞群体以及100+细胞群体)差异采用单因素方差进行统计分析.所有数据的统计分析都采用SPSS 18.0软件进行.

3 结果

3.1 不同光照强度对水华微囊藻群体大小增长的影响

随着光照强度增强，水华微囊藻群体大小增大，其中变化光照强度组水华微囊藻形成的群体比低光强组G1、G2和G3都要大(图1).每个光照强度处理下均有大于100细胞的群体出现，随着光照强度增大，大于100细胞群体的平均大小增大.光照强度为16000 lx的处理组大于100细胞的群体最大，平均细胞数达到763 cells/群体，光照强度为2000、4000、80000 lx处理组的大于100细胞的群体平均细胞数分别为255、480和630 cells/群体，模拟野外变化光照强度处理组的大于100细胞的群体平均细胞数为662 cells/群体.统计分析显示，对于大于100细胞群体，各光照强度处理组之间均有显著差异(P＜0.05).其中，G1、G2、G4和G5组有极显著差异(P＜0.01).所有光照强度处理组中10～100细胞的群体差别不大，G1～G5组10～100细胞的群体的平均细胞数分别为 40、42、43、46 和47.G1、G3、G4 和 G5 组有显著差异(P ＜0.01)，G1、G2 和 G3组差异不显著(P＞0.05)，G4和G5组也没有显著差异(P＞0.05)(图2).

图1 不同光照强度处理组微囊藻群体大小的比较Fig.1 Contrast on the size of M.flos-aquae colonies of different light intensity treatments during the experiment

随着光照强度的增加和实验时间的增长，每个处理组中微囊藻的群体都在增大.实验第21 d，各处理组中，光强对大于100细胞的群体大小的影响最为明显，G1组大于100细胞的群体大小由150 cells/群体增大到380 cells/群体;G2组大于100细胞的群体大小由150 cells/群体增大到650 cells/群体;G3组大于100细胞的群体大小由150 cells/群体增大到850 cells/群体;G4组大于100细胞的群体大小由150 cells/群体增大到900 cells/群体;G5组大于100细胞的群体大小由150 cells/群体增大到800 cells/群体(图3).方差分析显示所有处理组之间大于100细胞的群体大小均有显著差异(P＜0.01)，这说明光照强度对于微囊藻大于100细胞的群体大小影响较大.

图2 不同光照强度处理组微囊藻群体的平均大小Fig.2 The mean colony size of M.flos-aquae in the different light intensity treatments during the experiment

图3 不同光照强度处理组微囊藻群体大小随时间的变化Fig.3 The size changes of M.flos-aquae colonies in different light intensity treatments during the experiment

3.2 不同光强对水华微囊藻藻密度的影响

G5组(模拟野外变化光照强度)水华微囊藻密度最高，其它处理组随着光照强度增大，水华微囊藻的密度也有所增加(图4).这一结果表明，变化光照强度比恒定光强更有利于水华微囊藻的生长.所有处理组中10～100细胞群体和大于100细胞群体的藻密度均占总藻密度的绝大部分(图4、图5).结果表明在含有水华微囊藻单细胞、双细胞和群体的混合体中，大的微囊藻群体在竞争光照中都处于有利地位.

3.3 胞外多糖的含量与微囊藻群体大小的关系

G1、G2、G3、G4 和 G5 处理组水华微囊藻胞外多糖的含量分别为 0.014、0.018、0.037、0.038 和 0.036 mg/L，随着光照强度的增强，微囊藻胞外多糖的含量也随之增加.单个细胞的胞外多糖含量分析结果也同样证实了这一结论，G1、G2、G3、G4 和 G5 单细胞胞外多糖的含量分别为 2.829 ×10－9、3.443 ×10－9、5.169 ×10－9、5.332 ×10－9和4.863 ×10－9mg/cell.统计分析显示，G1、G2 分别与 G3、G4、G5 之间胞外多糖浓度有显著差异(P＜0.05).对不同处理组单细胞胞外多糖含量的显著性差异分析结果同样显示，G1、G2分别与G3、G4、G5 之间有显著性差异(P ＜0.05).G1 与 G2之间无显著性差异(P＞0.05)，G3、G4和 G5之间也无显著性差异(P＞0.05).结果表明低光照强度与高光照强度对水华微囊藻群体胞外多糖含量及单细胞胞外多糖含量的影响均有显著差异，而低光照组之间和高光照组之间没有显著差异.

图4 不同光强处理组水华微囊藻的平均密度Fig.4 The mean density of different units of M.flos-aquae in the different light intensity treatments during the experiment

4 讨论

本研究表明低光照强度不利于太湖水华微囊藻群体大小的增长，变化光照强度和高光照强度有利于太湖水华微囊藻群体大小增长.研究证实，环境的变化几乎会对所有有机体的显型产生影响［32－33］，微囊藻细胞同样具有表型可塑性，微囊藻细胞聚集成群体的现象可能是微囊藻应对外界环境改变的一种方式.藻类群体中各细胞的聚集主要依靠的是具有粘性的胞外多聚糖，因此，浮游植物群体的形成与胞外多聚糖的含量有着直接的关系［34－38］.杨桂军［39］研究发现铜绿微囊藻群体形成后胞外多聚糖要显著多于单细胞胞外多聚糖.张民等［40］研究也发现群体微囊藻比单细胞微囊藻具有更多的胞外多聚糖.大量研究表明，细胞胞外多糖的分泌与生物和非生物因子(如:光照、营养盐和温度等)有重要关系.杨州等［13］研究发现原生动物的强牧食压力下铜绿微囊藻胞外多聚糖分泌量明显增加.鱼腥藻的胞外多聚糖的释放受到温度的影响［41］.de Philippis等［35］研究发现N限制条件下能促进蓝藻体内胞外多糖的合成，而在P饥饿或P缺乏时，一些藻类的多聚糖含量也会升高［42－43］.

光照强度是影响藻类胞外多糖分泌的重要因素之一.Friedman等［20］研究光强对海水紫球藻(Porphyridium sp.)和淡水铜绿紫球藻(Porphyridium aerugineum)多聚糖生产的影响时发现，铜绿紫球藻的多聚糖含量随着光强的增加而增加.Moreno等［41］发现鱼腥藻(Anabaena sp.ATCC 33047)胞外多聚糖的含量在一定的光照强度范围内随着光强的增加而增加.Otero等［44］在研究氮源和光强对3种株系的念珠藻(Nostoc sp.)胞外多聚糖合成的影响时发现，高光强能全面提高藻类胞外多聚糖的合成.施军琼等［45］在研究环境因子对铜绿微囊藻PCC 7820胞外多糖的影响时发现，较高的pH和光强均显著提高胞外多糖的合成.本研究结果也显示随着光照强度增强，水华微囊藻胞外多糖含量也增加;高光强处理组的胞外多糖含量明显高于低光强处理组.胞外多糖含量增加有利于水华微囊藻细胞的聚集，这可能也是本实验中水华微囊藻群体尤其是大于100细胞群体随着光照强度的增强而增大的原因.

研究表明太湖蓝藻水华尤其是微囊藻水华主要发生在5-10月之间［1］，其中，水华微囊藻是太湖微囊藻水华优势种之一.影响太湖微囊藻水华形成的因素很多，包括水温、营养盐、光照、生物因素等［46］.其中，光照是影响微囊藻水华的重要因素之一.与室内光照不同的是，太湖夏季野外光照强度是变化的，从早晨的弱光强到中午光强达到最高值，随后下午光强又逐渐变弱.研究发现太湖湖面光强最高可达10000～70000 lx之间［47］，但随着深度变大，光强会逐渐减弱.有研究显示群体微囊藻比单细胞微囊藻具有更强的光合作用能力和耐受高光强的能力［14］.本实验也发现高光强和变化光照强度有利于水华微囊藻群体大小的增长，而低光强不利于水华微囊藻群体大小的增长.太湖夏季的高光强和变化光照强度有利于水华微囊藻群体大小增大，大的微囊藻群体更容易漂浮聚集于水体表面，从而形成微囊藻水华.本研究结果解释了太湖夏季野外变化光照强度和高光照强度有利于微囊藻水华形成的原因.

图5 不同光强处理组水华微囊藻藻密度随时间的变化Fig.5 The density variation of M.flos-aquae in the different light intensity treatments during the experiment

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