15N稳定同位素标记技术在草地生态系统氮循环中的研究进展

，，

(1.中国科学院 东北地理与农业生态研究所，吉林 长春 130102；2.中国科学院大学，北京 100049；3.中国大安碱地生态试验站，吉林 大安 131317)

0 引 言

稳定同位素技术(Stable Isotope Techniques,SIT)是生态学领域中逐渐兴起的新型应用技术，在生态学诸多研究领域中发挥了重要作用[1]。稳定同位素作为一种非放射性、无破坏性的示踪剂，广泛应用于生态循环和大气循环的相关研究中。通过测量空气、植物和土壤中的稳定性同位素组成，进而研究传统生态学无法解释的复杂生态学过程，具有示踪、整合和指示等多项功能，以及检测快速、结果准确、没有干扰等特点，已逐渐成为生态学研究中最有效的手段之一[2]。例如：N同位素用于分析植物及生态系统的N素循环，通过反硝化细菌转化成N2O，根据15N在N2O分子的不同位置，可以示踪N素循环的不同化学反应过程。

氮(N)是植物生长发育过程中最重要的营养元素之一，是限制陆地生态系统初级生产力、物种组成的重要因子[3-5]。N循环是草地生态系统中重要的物质循环之一，它关系着能量转化和生态演替，能够为植物生长发育提供物质基础[6]，是植物体内最主要的代谢之一[7]。国际地圈与生物圈计划(IGBP)和政府间气候变化委员会(IPCC)的许多核心项目都把N循环作为主要研究内容[8]。由于不同草地所处的生态环境不同，因而不同形态和数量的N对草地初级生产力的影响有很大的差异，因此，充分了解草地生态系统中N循环过程、保持N平衡是十分必要的。15N标记技术在研究草地生态系统牧草生物固N、N肥去向及N素转化方面发挥了重要作用，对15N稳定同位素技术在草地生态系统中的研究进展加以综述，旨在为更好的利用N肥、充分发挥草地生产潜力提供理论依据。

1 草地生态系统N循环

草地生态系统N循环大致分为3个过程，即N的输入、N素在生态系统中的转化、N的输出，见图1。N输入途径包括生物固N、大气沉降和施肥。转化过程主要包括矿化作用和硝化作用以及在食物网中的转化。输出的途径主要有反硝化作用、N的挥发、淋溶及径流[9-10]。

目前，草地生态系统N循环研究中常用的15N标记技术有15N同位素稀释法、15N同位素示踪法、15N2富集法等。15N同位素稀释法在生物固N、N的矿化作用和硝化作用应用广泛；15N同位素示踪法主要应用于N去向的研究中；15N2富集法在生物固N研究中有所应用，但由于只能在实验室中操作，使得此法应用受限[11]。15N标记技术在草地生态系统N循环的研究中发挥了重要作用。与传统研究N循环的方法相比，15N标记技术能够揭示N素循环的动态特征，准确反应土壤N素的有效性，让我们了解到N素从生物固定、转化吸收、残留及损失的真实情况，推断土壤-植物系统中N素的平衡状况，对提高肥料利用率，减少N素污染有科学的指导作用。

图1 土壤N循环(根据Schimel and Bennet改写)Fig.1 The nitrogen cycle of soil (Schimel and Bennet)注：图中a-降解作用；b-总矿化率；c-氨的挥发；d-硝化作用；e-反硝化作用；f-微生物固定；g-土壤微生物死亡

2 15N标记技术在植物生物固N研究方面的应用

研究发现，当豆科牧草与禾本科牧草混播时固N量通常大于单播[13-14]。禾-豆牧草混播模式不仅会增加草地生态系统的稳定性，还会促进草地生产力的提高[15-17]。McNeill等[18]研究了白三叶草(TrifoliumrepensL.)单播与混播时的固N比例，结果表明，单播时每年的固N量为155 kg·hm-2，与黑麦草(LoliumperenneL.)混播时，固N量为171 kg·hm-2，高于Cowling[19]测定的133 kg·hm-2。Hardarson等[20]研究结果表明，单播苜蓿(MedicagosativaL.)时，2 a有80%的N素来源于生物固N，相当于415 kg·hm-2，而与黑麦草混播时这一比例超过了90%。李玉中等[21]用15N 同位素稀释法测定豆科牧草的N素固定比例，并结合生物量测定结果计算羊草草原豆科牧草的年际生物固N量为1.5 kg·hm-2。

固N植物固定的N素除了满足自身的需要外，还会向周围的非固N植物转运。地下N素的转运主要是通过根部及周围的微生物来完成的，根的类型、活动(分泌、凋落等)和影响微生物活动的环境因子都会对N素的转运量产生影响，通常豆科牧草须根系吸收的N素大于直根系[22]。Karin等[22]的结果发现，白三叶草、红三叶草(TrifoliumpratenseL.)和苜蓿向周围牧草的N素转移量分别为48 kg·hm-2、22 kg·hm-2、11 kg·hm-2。同时也有学者发现，N素也可以从非固N植物向固N植物中转运[23-25]，这表明地下N素的转运是一个双向的动态过程。

当有固N植物存在时，应结合固N植物的固N量，合理施加N肥，既能节约成本，又能充分利用固N植物固定的N素。Dasso等[26]用同位素稀释法研究了N肥对固N能力的抑制作用，结果表明在白三叶和羊茅(FestucaovinaL.)混播草地上，当尿素施用量为40 kg N·hm-2时，白三叶的固N能力受到显著抑制，而10 kg N·hm-2和20 kg N·hm-2施用量的影响不明显。Høgh-Jensen等[27]用15N自然丰度法和同位素稀释法比较了不同施N量对三叶草和黑麦草混播草地生物固N的影响，结果表明，400 kg·hm-2的N施加量明显抑制了植物的固N能力。可见，固N植物对草地N素的输入是不能忽略的，这就要求对不同植物的固N量、向周围非固N植物的转运量进行准确的测定，实现草地生态系统的科学施肥。

3 15N标记技术在N肥的去向方面的应用

土壤中N的去向主要包括：土壤固定、植物吸收、反硝化导致的气体(N2O、N2)挥发、NH3挥发、径流等[11]。目前，测定N素去向应用较为广泛的是15N同位素示踪技术。其主要原理是将一定丰度、形态和数量的标记N肥施加到一定面积的隔离小区内，通过测定不同N库中15N丰度来确定N素去向。

3.1 15N标记技术在植物N素吸收、利用和分配方面的应用

植物从土壤中吸收N素，并通过残落物形式归还给土壤一部分。土壤与植物之间存在着N素的循环与迁移，这在土壤学中概括为生物小循环。15N同位素稀释法能够将标记的15N跟其它来源的N素明显区别开来，可准确确定植物对N素的吸收和分配，以及土壤N素供应的有效性，是研究N肥在土壤-植物系统中转化、迁移和流失的有效方法。

植物对不同形式N肥的吸收利用率及土壤残留率不同。Stevens[28]测定了黑麦草对15N标记的硝酸铵和尿素的平均利用率分别为的为73.9%和82.0%。添加不同标记部位的硝酸铵肥料(15NH4NO3，NH415NO3和15NH415NO3)的利用率分别为76.7%，69.4%和75.7%，说明对硝酸根部分的利用率低于铵根部分。而Chaney等[29]研究发现，尿素的利用率低于硝酸铵。可能由于尿素的添加方式不同，导致其不同的挥发量。Jenkinson等[30]研究了添加标记N素19 a后的N去向时也发现，铵态N的利用率(69.6%)要高于硝态N(64.3%)，而损失率低于硝态N。李玉中等[31]研究了铵态N、硝态N在羊草中的去向，发现铵态N和硝态N的利用率分别为11.2%和20.13%，且铵态N的损失率高达61.9%，而硝态N的损失率仅为10.7%。

不同类型的植物及植物的不同部位对N肥的吸收利用率也不同。Epstein 等[32]研究表明，C3植物群落对15N的吸收利用率高于C4、C3-C4混合群落的利用率，三者利用率分别为41%、27%和32%；植物吸收的15N，C3植物中平均有77%的15N分配到茎中，而C4植物只有56%，C4植物将更多的N分配到根部和顶部。

不同植物对不同形式N肥的吸收利用率和分配是不同的，这不仅与植物本身对不同形式N素的偏好、土壤理化性质及季节性变化相关，跟肥料添加时间、添加方式也有密不可分的联系。因此，对不同类型的草地系统及草地系统中特定的植物群落要有针对性的研究，以最低的成本、最有效的办法实现草地生态系统的可持续发展。

3.2 15N标记技术在N素损失方面的应用

N素损失比例高是N素利用率低的重要原因之一。草地生态系统中N素损失的主要途径包括：氨的挥发、反硝化作用、淋溶、动物体和动物产品对N素的固持，动植物残体和动物排泄物的燃烧，动物以排泄物形式将N素从生产区转移到非生产区；土壤侵蚀而损失、放牧等[10,33]。由于同位素具有示踪的特点，因此，利用15N标记技术可准确测定植物不同部位、不同时期N素损失的总量。

N2是反硝化作用的最终产物，但在某些条件下，N2O会变成硝化作用的主要产物。土壤产生的N2O主要来自硝化和反硝化两个过程[38]。N2O释放速率以及来源于硝化、反硝化作用的比例受环境因子及土壤管理方式的影响[39]。李平等[38]运用15N标记技术研究发现，反硝化、硝化过程对草地土壤N2O排放的贡献分别为28.9%和71.1%，说明草地土壤中N2O的排放主要来源于硝化作用。

草地生态系统中N素损失的主要途径和损失量因环境条件不同而差异很大。Aldana等[40]研究发现，黑麦草的N损失有70%是通过地上凋落物流失的，而银边草(ArrhenatherumElatiusvar.bulbosum)、紫羊茅(FestucarubraL.)、羊茅(FestucaovinaL.)、酸沼草(MoliniacaeruleaL.)中超过50%的N素是由于根系的凋落更新而损失的。Williams等[41]研究发现，添加标记15N的羊尿和牛尿的土壤中，有60%的15N被植物吸收、残留在土壤和淋溶掉，其余40%通过气体挥发损失。Catchpoole[42]研究了萨姆福德罗德草草地标记N肥的损失路径，结果表明，标记肥料的损失主要发生在施肥后的前四周，有7.6%的标记N肥是通过地表径流损失的，而淋溶损失比较小。

研究表明提高植物生物多样性不仅会提高草地生态系统生产力，还会促进N素的利用，减少N素淋溶损失[43]。但因不同植物类型和环境下N素损失途径多种多样，且需要野外定位测定，为测定工作带来了一定困难，也使测定结果的准确性受到了一定影响，因此发展和研制野外定位自动分析仪器对研究N素损失途径与机制有重要意义。

4 15N标记技术在N转化方面的应用

矿化作用和硝化作用受环境的影响较大，例如温度、湿度、pH、通气性等，这些环境因子通过影响土壤微生物的活性来影响两者的作用。李玉中等[45]利用15N同位素稀释技术研究了东北羊草草地土壤N总矿化、硝化速率的季节动态发现，羊草草地土壤总矿化速率在4月-7月呈增加的趋势，7月份达到最高，总硝化速率季节波动性很大，最高值出现在8月份，N总矿化作用和硝化作用与当月土壤温度、土壤湿度和降水量呈正相关。Sparling等[46]研究发现，0～5 cm土壤中N的矿化速率是5 cm～10 cm土壤中的3倍多，随着土壤湿度降低而降低。Mazzarino 等[47]也发现，N的矿化速率与土壤温度和湿度成正相关(p<0.05)。土壤中大量的微生物和植物根系构成了复杂的土壤体系，对土壤中的物质转化起着催化作用[48]，因此应加强微生物活动与矿化、硝化作用关系的研究。

草地生态系统中植物的群落组成会影响到生态系统中的N素循环。Epstein[32]研究发现，C3植物群落的N净矿化速率明显高于C4植物群落的，两者的净矿化速率分别为2.15 g N·m-2和1.4 g N·m-2，Wedin 等[49]也发现了类似的结果。Mazzarino等[47]研究了四种不同植被类型(乔木、灌木、乔木与灌木间的空隙以及草地)区域的N矿化速率，结果表明，乔木区的N矿化速率(150 mg N·kg-1·yr-1，非豆科115 mg N·kg-1·yr-1)明显高于灌木区(95 mg N·kg-1·yr-1)、乔木和灌木间的空隙(66 mg N·kg-1·yr-1)和草地(68 mg N·kg-1·yr-1)。李玉中等[45]研究发现，保护区的总矿化速率高于其它利用类型草地，与铵态N的消耗速率有类似的趋势。

15N标记技术在研究草地矿化和硝化速率中发挥了重要作用，但由于不同的草地类型中环境因子、物种构成和土壤基质各不相同，以及目前研究方法和技术不够完善，导致研究结果之间的差异性较大。

5 15N标记技术在微生物生态中的应用

微生物是土壤中各种代谢过程的主导因子，然而相比微生物对生态环境的重大贡献，人们对土壤微生物群落组成和相关功能却了解很少[50]。由于土壤微生物数量较大，难以实现实验室的大规模培养，即使进行实验室培养，室内条件下微生物所表现出的特性并不代表其自然条件下的特性。稳定性同位素探测技术(stable isotope probing，SIP)是稳定性同位素标记技术同分子生物学技术相结合而发展起来一门新技术，在微生物物种鉴定、群落功能以及代谢过程的研究中发挥重要作用[51]。15N-SIP技术在研究微生物参与的代谢过程，如N循环、含N化合物的生物降解中具有广阔的应用前景[52]。其基本原理是将15N标记的底物添加到土壤中，土壤中的微生物能够以底物中15N为N源来满足自身生长需要并进行各种物质代谢[50]，如参与核酸(DNA和RNA)及磷脂肪酸(PLFA)等的生物合成，通过提取、分析稳定同位素15N的生物标志物来获得相关信息。

但是，由于核酸中的含N量比较低，降低了检测的灵敏度，导致15N-SIP技术应用受限[53]。相比14C-SIP技术的广泛应用，15N-SIP技术还处于起步阶段，在草地生态系统N循环的研究中还尚属空白，如实现两者的结合，无疑会进一步加深对草地生态系统N循环的了解。

6 结语与展望

N循环是草地生态系统中重要的物质循环之一，它关系着能量转化和生态演替。因此，今后应着力加强N循环，尤其是牧草生物固N、N肥利用率、N素转化以及N素损失方面的研究。15N标记技术的应用为草地生态系统中N素循环的研究提供了有力支持，但目前国内对该技术的应用主要集中在农田生态系统中，草地生态系统中的应用相对较少。尽管15N标记技术在生态学研究中得到了广泛应用，但仍处于初级阶段，很多技术和分析计算模型还不够成熟，一定程度上影响了准确度，加上测定15N同位素的仪器价格比较昂贵，使同位素的应用受到限制，因此在实际应用中还有待于进一步发展和完善。微生物过程在土壤N素循环中具有重要作用，微生物活动对环境条件的变化很敏感，所以应强调微生物活动及与其密切相关的N转化过程研究，对植物-土壤-微生物系统进行综合分析。植物根部、形态及活性也是影响N素循环的重要因素，但目前15N标记技术在研究植物根部与生物固N、N素吸收、矿化作用、硝化作用及N素损失的关系方面较少，在以后的研究中也亟需加强。综上所述，利用15N标记技术研究草地生态系统中N素的动态过程，对充分揭示草地生态系统N循环过程与机制、实现草地生态系统可持续发展具有重要的科学意义。

参考文献：

[1] 苏 波,韩兴国,黄建辉.15N 自然丰度法在生态系统氮素循环研究中的应用[J].生态学报,1999,19(3): 408-416.

[2] 崔永琴,马剑英,孙 伟,等.稳定同位素技术在盐渍土研究中的应用[J].干旱区研究,2011,28(3): 401-407.

[3] Aerts R,Chapin F S III.The mineral nutrition of wild plants revisited: A re-evaluation of processes and patterns[J].Advances in Ecological Research,2000,30: 1-67.

[4] Elser J J,Bracken M E S,Cleland E E,et al.Global analysis of nitrogen and phosphorus limitation of primary producers in freshwater,marine and terrestrial ecosystems[J].Ecology Letters,2007,10(12): 1135-1142.

[5] Vitousek P M,Howarth R W.Nitrogen limitation on land and in the sea - how can it occur[J].Biogeochemistry,1991,13(2): 87-115.

[6] 薛利红,杨林章,范小晖.基于碳氮代谢的水稻氮含量及碳氮比光谱估测[J].作物学报,2006,32(3): 430-435.

[7] 隋方功,王运华.植物碳素营养研究中碳同位素示踪技术的应用及进展[J].莱阳农学院学报,2001,18(2): 107-111.

[8] 李志博,王起超,陈 静.农业生态系统的氮素循环研究进展[J].土壤与环境,2002,11(4): 417-421.

[9] Berendse F.The effect of grazing on the outcome of competition between plant species with different nutrient requirements[J].Oikos,1985,44(1):35-39.

[10] 刘 淼,梁正伟.草地生态系统氮循环研究进展[J].中国草地学报,2010,32(5): 91-96.

[11] Sun Z G,Mou X J,Li X H,et al.Application of stable isotope techniques in studies of cardon and nitrogen biogeochemical cycle of ecosystem[J].Chin.Geogra.Sci.,2011,21(2):1-20.

[12] 陈 明,姚允寅,张希忠.15N天然丰度法对中山草地牧草固氮的初评[J].核农学通报,1994,15(2): 77-80.

[13] Boller B C,Nosberger J.Symbiotically fixed nitrogen from field-grown white and red-clover mixed with ryegrasses at low-levels of15N-fertilization[J].Plant and Soil,1987,104(2): 219-226.

[14] Goodman P,Collison M.Effect of three clover varieties on growth,15N uptake and fixation by ryegrass/white clover mixtures at three sites in Wales[J].Grass and Forage Science,1986,41(3): 191-198.

[15] Kirwan L,Lüscher A,Sebastia M T,et al.Evenness drives consistent diversity effects in intensive grassland systems across 28 European sites[J].Journal of Ecology,2007,95(3): 530-539.

[16] Picasso V D,Brummer E C,Liebman M,et al.Crop species diversity affects productivity and weed suppression in perennial polycultures under two management strategies[J].Crop Science,2008,48(1): 331-342.

[17] Tilman D,Knops J,Wedin D ,et al.The influence of functional diversity and composition on ecosystem processes[J].Science,1997,277(5330): 1300-1302.

[18] McNeill A M,Wood M.15N estimates of nitrogen fixation by white clover(TrifoliumrepensL.) growing in a mixture with ryegrass (LoliumperenneL.)[J].Plant and Soil,1990,128(2): 265-273.

[19] Cowling D.Biological nitrogen fixation and grassland production in the United Kingdom.Philosophical Transactions of the Royal Society of London[J].Philosophical Transactions of the Royal Society: Biological Sciences,1982,296(1082): 397-404.

[20] Hardarson G,Danso S K A,Zapata F.Dinitrogen fixation measurements in alfalfa-ryegrass swards using N-15 and influence of the reference crop[J].Crop Science,1988,28(1): 101-105.

[21] 李玉中,Redmann R E,祝廷成,等.羊草草原豆科牧草生物固定量研究[J].草地学报,2002,10(3): 164-166.

[22] Pirhofer-Walzl K,Rasmussen J,Høgh-Jensen H,et al.Nitrogen transfer from forage legumes to nine neighbouring plants in a multi-species grassland[J].Plant and Soil,2012,350(1-2): 71-84.

[23] Gylfadóttir T,Helgadóttir,Høgh-Jensen H.Consequences of including adapted white clover in northern European grassland: transfer and deposition of nitrogen[J].Plant and Soil,2007,297(1-2): 93-104.

[24] Rasmussen J,Eriksen J,Jensen E S,et al.In situ carbon and nitrogen dynamics in ryegrass-clover mixtures: transfers,deposition and leaching[J].Soil Biology and Biochemistry,2007,39(3): 804-815.

[25] Tomm G O,van Kessel C,Slinkard A E.Bi-directional transfer of nitrogen between alfalfa and bromegrass: short and long term evidence[J].Plant and Soil,1994,164(1): 77-86.

[26] Dasso S K A,Labandera C,Pastorini D,et al.Nitrogen fixation in a two-year old white clover-fescue pasture: influence of nitrogen fertilization[J].Soil Biology and Biochemistry,1988,20(2): 261-262.

[27] Høgh-Jensen H,Schjoerring J K.Measurement of biological dinitrogen fixation in grassland: Comparison of the enriched15N dilution and the natural15N abundance methods at different nitrogen application rates and defoliation frequencies[J].Plant and Soil,1994,166(2): 153-163.

[28] Stevens R J,Laughlin R J.A microplot study of the fate of15N-labelled ammonium nitrate and urea applied at two rates to ryegrass in spring[J].Fertilizer Research,1989,20(1): 33-39.

[29] Chaney K,Paulson G A.Field experiments comparing ammonium nitrate and urea top-dressing for winter cereals and grassland in the UK[J].Journal of Agricultural Science,1988,110(2): 285-299.

[30] Jenkinson D S,Poulton P R,Johnston A E,et al.Turnover of nitrogen-15-labeled fertilizer in old grassland[J].Soil Science Society of America Journal,2004,68(3): 865-875.

[31] 李玉中,祝廷成,李建东.15N标记肥去向及平衡状况[J].中国草地,2002,24(5): 15-17.

[32] Epstein H E,Burke I C,Mosier A R.Plant effects on spatial and temporal patterns of nitrogen cycling in shortgrass steppe[J].Ecosystems,1998,1(4): 374-385.

[33] 李香真,陈佐忠,放牧草地生态系统中氮素的损失和管理[J].气候与环境研究,1997,2(3): 241-250.

[34] Hauck R D.Nitrogen fertilizer effects on nitrogen cycle processes[G]∥Glark FE,Rosswall T.Terrestrial N Cycle.Stockholm: Ecology Bull,1981,33: 551-562.

[35] Jarvis S C,Barraclough D,Williams J,et al.Patterns of denitrification loss from grazed glassland: effect of N fertilizer inputs at differet sites[J].Plant and Soil,1991,131(1):77-88.

[36] Ryden G C.Denitrification loss from a glassland soil in the field receiving different rates of nitrogen as ammonium nitrate[J].Journal of Soil Science,1983,34(2):355-365.

[37] Baggs E M,Richter M,Cadisch G.Denitrification in grass swards is increased under elevated atmospheric CO2[J].Soil Biology and Biochemistry,2003,35(5):729-732.

[38] 李 平,郎 漫.硝化和反硝化过程对林地和草地土壤N2O排放的贡献[J].中国农业科学,2013,46(22): 4726-4732.

[39] Mosier A,Schimel D,Valentine D,et al.Methane and nitrous oxide fluxes in native,fertilezed and cultivated grassland[J].Nature,1991,350:330-332.

[40] Vázquez de Aldana B R,Geerts R H E M,Berendse F.Nitrogen losses from perennial grass species[J].Oecologia,1996,106(2): 137-143.

[41] Williams P H,Haynes R J.Comparison of initial wetting pattern,nutrient concentrations in soil solution and the fate of15N-labelled urine in sheep and cattle urine patch areas of pasture soil[J].Plant and Soil,1994,162(1): 49-59.

[42] Catchpoole V R.Pathways for losses of fertilizer nitrogen from a Rhodes grass pasture in south-eastern Queensland[J].Australian Journal of Agricultural Research,1975,26(2): 259-268.

[43] Naeem S,Thompson L J,Lawler S P,et al.Declining biodiversity can alter the performance of ecosystems[J].Nature,1994,368(6473): 734-737.

[44] Miller R W,Donahue R L.Soils: an introduction to soils and plant growth[M].New Jersey: Prentice-Hall International Inc,1990.

[45] 李玉中,祝廷成,Redmann R E.三种利用类型羊草草地氮总矿化、硝化和无机氮消耗速率的比较研究[J].生态学报,2002,22(5):668-673.

[46] Sparling G P,Murphy D V,Thompson R B,et al.Short-term net N mineralization from plant residues and gross and net N mineralization From soil organic-matter after rewetting of a seasonally dry soil[J].Australian Journal of Soil Research,1995,33(6): 961-973.

[47] Mazzarino M J,Oliva L,Buffa E,et al.Nitrogen mineralization and soil fertility in the dry chaco ecosystem (argentina)[J].Soil Science Society of America Journal,1991,55(2): 515-522.

[48] 王丽妍,杨成林,柳洪良,等.大安牛心套堡退化羊草(Aneurolepidiumchinense)盐碱化草甸土壤脲酶活性的动态研究[J].农业系统科学与综合研究,2008,24(1): 53-55,60.

[49] Wedin D A,Tilman D.Species effects on nitrogen cycling: a test with perennial grasses[J].Oecologia,1990,84(4): 433-441.

[50] Buckley D H,Huangyutitham V,Hsu S F,et al.15N2-DNA-stable isotope probing of diazotrophic methanotrophs in soil[J].Soil Biology and Biochemistry,2008,40(6):1272-1283.

[51] 葛 源,贺纪正,郑袁明,等.稳定性同位素探测技术在微生物生态学研究中的应用[J].生态学报,2006,26(5):1574-1582.

[52] Alison M C,Elizabeth A S,Joanne C C,et al.DNA buoyant density shifts during15N-DNA stable isotope probing[J].Microbiological Research,2007,162: 328-334.

[53] Cadisch G,Espana M,Causey R,et al.Technical considerations for the use of15N-DNA stable-isotope probing for functional microbial activity in soils[J].Rapid Communication in Mass Spectrometry,2005,19(11):1424-1428.