Na＋对水分胁迫下白三叶抗氧化防御和有机渗透调节物质的影响

李州，王晓娟，彭丹丹，彭燕

（四川农业大学动物科技学院草业科学系，四川 雅安625014）

在影响植物生长的诸多环境因子中，水分条件尤为重要，而水资源匮乏已成为世界性的难题［1］。干旱胁迫下，植物的生长和功能往往会受到抑制，使植物体发生氧化性损伤、代谢紊乱和DNA断裂等，直至植物死亡［2］。抗氧化保护系统是植物抵御干旱胁迫最重要的机制之一，包括抗氧化酶SOD、POD和CAT，以及抗坏血酸－谷胱甘肽循环（AsA－GSH cycle）等。它们能有效清除干旱胁迫下植物体内过多积累的活性氧，减除由干旱胁迫导致的氧化胁迫伤害，维持植物细胞正常代谢功能［3］。研究发现耐旱性强的白三叶（Trifoliumrepens）品种往往具有更积极的抗氧化防御机制［4］，而外源添加物提高狗牙根（Cynodondactylon）、黄瓜（Cucumissativus）和小麦（Triticumaestivum）等的耐旱性往往与提高它们的抗氧化防御系统相联系［5－7］。此外，植物在响应干旱胁迫的过程中会积累一些有机物（如可溶性糖、脯氨酸和甜菜碱等）和无机物（如K＋、Cl－、Na＋、Ca2＋、Mg2＋等），以此提高细胞液的浓度来维持渗透平衡，从而保护细胞结构。渗透调节是植物抵御干旱逆境，维持正常生命活动不可或缺的重要生理机制［8］。

长期以来，Na＋被认为是造成植物盐胁迫伤害的主要原因，高浓度的Na＋会使植物吸水困难，从而导致生理干旱［9－10］。此外，介质中高浓度的单一盐分离子常常与其他必须元素发生吸收竞争，从而使植物出现养分缺乏现象，同时高浓度的Na＋还会破坏植物细胞活性氧清除系统，从而引起膜脂、蛋白质和核酸降解，严重破坏细胞组分［9］。虽然高浓度的Na＋不利于植物生长，但作为最重要的无机渗透调节物质之一，愈来愈多的研究表明适宜低浓度的Na＋对于植物应对干旱胁迫发挥着积极的作用。Wang等［11］发现具有超强抗旱性的沙漠植物霸王（Zygophyllumxanthoxylum）适应干旱环境的最有效策略是吸收并积累Na＋，而不是排Na＋。与少浆旱生植物相比，霸王根系能从含盐量很低的荒漠土壤中吸收大量Na＋并积累于体内，将其储存于液泡中作为一种有益的渗透调节剂来适应干旱环境［12］。而Glenn和Brown［13］的研究也表明灰毛滨藜（Canescens）通过大量吸收Na＋调节细胞渗透势从而增强其对干旱胁迫的耐受性。在缺K＋的情况下，Na＋还可以代替K＋作为液泡中可选择的无机渗透剂调节液泡中的渗透势，并可以缓解植物缺K＋所引起的缺素症状［14］。可见，Na＋在植物适应及应对干旱胁迫过程中发挥着重要作用。

目前，Na＋提高植物抗旱性的研究主要集中在旱生植物中，而在中生植物中报道较少。白三叶属于豆科（Leguminosae）三叶草属（Trifolium），又称白车轴草，是我国广泛栽培应用的优良豆科牧草之一，具有产量高，牧草品质优良，生长适应性强，为各种畜禽所喜食等特点［15］。但白三叶喜冷凉湿润气候，耐热、耐旱性较差。在我国温带、亚热带的广阔区域，干旱是限制其利用潜力发挥的重要逆境因子。因此，本试验通过对白三叶幼苗添加适宜浓度的NaCl以探索干旱胁迫下Na＋是否通过调节白三叶叶片抗氧化防御系统以及渗透调节物质积累从而提高白三叶的抗旱性。这将为揭示Na＋参与干旱胁迫下植物耐旱性机制提供依据，也为提高白三叶的耐旱性奠定基础和寻找新的途径。

1 材料与方法

1.1 供试材料

本试验于2013年在四川农业大学草业工程试验室进行。以广泛种植的干旱敏感型拉丁诺（Ladino）白三叶为供试材料，采用沙培的方法培育。具体方法为：将白三叶种子用0.1%的高锰酸钾溶液消毒后，播种在石英砂上并于24℃光照培养箱中进行发芽，待发芽7d后用Hoagland全营养液继续培养，温度为白天23℃，夜晚19℃，时长各为12h，相对湿度为80%，当幼苗长至30d（2片成熟叶片）时选取长势一致的材料用聚乙二醇6000（PEG－6000）进行水分胁迫处理。

1.2 试验设计

本试验共设4个处理，每处理4个重复，分别为：（1）处理1：CK（对照，Hoagland全营养液正常培养生长）；（2）处理2：CK＋NaCl（在Hoagland全营养液中加入50mmol/L的NaCl处理6d后，更换为正常Hoagland全营养液继续培养）；（3）处理3：PEG（使用含有20%PEG－6000的Hoagland全营养液进行水分胁迫处理）；（4）处理4：PEG＋NaCl（在Hoagland全营养液中加入50mmol/L的NaCl处理6d后，更换为含有20%PEG－6000的Hoagland全营养液进行水分胁迫处理）。在胁迫处理的第10天时选取植株叶片和根系测定相应生理生化指标，为了保持各个处理溶液中药品浓度一致，从进行处理开始，每3d更换一次处理液。

1.3 测定指标与方法

1.3.1 相对含水量（relative water content）和根系活力（root viability） 叶片相对含水量采用烘干法测定［16］，剪取叶片0.3g，用普通吸水纸将其包裹好，放入装满水的50mL离心管中，盖好盖子，放置于避光处静置24h叶片吸水饱和后，取出叶片，擦干表面水分，称量饱和鲜重，然后置于鼓风烘箱中在105℃下杀青45min，然后75℃下烘至恒重，称其干重，重复4次，取平均值。计算公式：相对含水量（%）＝（鲜重－干重）/（饱和鲜重－干重）×100%。根系活力采用TTC还原法测定［17］。

1.3.2 叶绿素含量（chlorophyll content） 采用丙酮－乙醇浸泡法［17］，称取叶片0.1g将其剪碎至2cm 长，装入具塞刻度试管中，加入丙酮－乙醇混合液（1∶1，V/V）10mL，使叶片完全浸入混合液中，加盖。置于35℃恒温箱黑暗浸提。直至叶片完全变白，倾出浸提液，以提取液为对照，分别在分光光度计上测定OD645和OD663。

1.3.3 超氧阴离子产生速率（the generation of superoxide anion）和过氧化氢含量（H2O2content） 超氧阴离子产生速率参照郝建军等［18］的方法稍加改进测定，剪取叶片0.3g，用3mL 50mmol/L磷酸缓冲液（pH 7.8）研磨，5000r/min，离心10min。取上清液1mL，加入pH 7.8磷酸缓冲液0.9mL和10mmol/L盐酸羟胺0.1 mL，混合并25℃保温20min。加入1mL 17mmol/L对氨基苯磺酸和l mL 7mmol/Lα－萘胺，25℃保温20 min，反应后的显色液加入3mL乙醚，充分摇匀，静置分层，吸取试管下层水相。530nm下测定吸光值，从标准曲线查得NO2－浓度，计算O2－产生速率。H2O2含量参照Uchida等［19］的方法稍加改动进行测定，称取新鲜植物组织0.2g，按材料与提取剂1∶1的比例加入4℃下预冷的丙酮和少许石英砂研磨成匀浆后，转入离心管3000 r/min下离心10min，分层弃去残渣，上清液即为样品提取液。用移液枪吸取样品提取液1mL，加入5%硫酸钛和浓氨水，待沉淀形成后3000r/min离心10min，弃去上清液。沉淀用丙酮反复洗涤3～5次，直到去除植物色素。向洗涤后的沉淀中加入2mol/L硫酸5mL，待完全溶解后，415nm比色。

1.3.4 抗氧化酶活性（antioxidant enzyme activity）和丙二醛（malondialdehyde，MDA） 粗酶液的提取，称取植物鲜重0.4g放入研钵中，放入液氮（能够完全覆盖组织）研磨组织破碎后，待液氮完全挥发后加入2mL预冷的磷酸缓冲液和0.1g PVP在冰上充分研磨，然后转入离心管中，再用2mL缓冲液充分清洗研钵，一并转入离心管中。4℃下15000r/min离心20min，上清液即为粗酶提取液。将粗酶液分装入各管中进行MDA和抗氧化酶的活性测定。MDA含量采用硫代巴比妥酸法测定［20］；超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）活性采用核黄素－NBT法测定［21］；过氧化氢酶（catalase，CAT）活性采用紫外吸收法测定［22］；过氧化物酶（peroxidase，POD）活性采用愈创木酚显色法测定［22］；抗坏血酸－谷胱甘肽循环（AsA－GSH cycle）关键酶（ascorbate peroxidase，抗坏血酸过氧化物酶，APX；dehydroascorbate reductase，脱氢抗坏血酸还原酶，DR；glutathione reductase，谷胱甘肽还原酶，GR；monodehydroascorbate reductase，单脱水抗坏血酸还原酶，MR）活性参照Nakano和Asada［23］的方法测定。

1.3.5 电导率（electrolyte leakage，EL） 电解质渗透率（EL）的测定采用常规的电导率仪法［24］，称取0.1g叶片，用自来水、去离子水冲洗4次，用洁净滤纸吸去浮水，然后加10mL去离子水，真空渗入半小时使叶段完全浸入，于25℃放置4h，用电导仪测其电导率（S1），然后在沸水浴中煮15min，冷却至室温后测煮后电导率（S2）。

1.3.6 游离脯氨酸（free proline） 采用茚三酮比色法测定［17］，取不同处理的剪碎混匀叶片0.2g，分别置于大试管中，加入5mL 3%磺基水杨酸溶液，管口加盖玻璃球，置于水浴中浸提10min。取出试管待冷却至室温后，吸取上清液2mL，加2mL冰乙酸和3mL显色液，于沸水浴中加热40min，取出冷却后加入5mL甲苯充分振荡，以萃取红色物质。静置待分层后吸取甲苯层在波长为520nm下比色，从标准曲线中查出测定液中脯氨酸浓度。

1.3.7 可溶性糖（soluble sugar） 采用蒽酮乙酸乙酯比色法测定［17］，将烘干后的测完叶片相对含水量的干叶片磨碎后称取5mg样品倒入10mL刻度离心管内加入4mL 80%乙醇，置于80℃水浴中不停搅拌40min，离心，收集上清液，其残渣加2mL 80%乙醇重复提2次，合并上清液。在上清液中加10mg活性炭，80℃脱色30min，80%乙醇定容至10mL，过滤后用于测定。吸取上述糖提取液1mL，加入5mL蒽酮试剂混合，混匀，盖上塞子，在沸水浴中煮沸10min，取出，立即用冷水冷却至室温，在625nm波长下，分别测量各管的OD值。由标准曲线查得提取液中的糖含量。

1.4 统计分析

采用Excel 2003进行绘图；SAS 9.1软件进行方差分析和显著性检验（P＜0.05）。

2 结果与分析

2.1 Na＋对水分胁迫下白三叶叶片相对含水量和根系活力的影响

植物叶片的相对含水量可以直接反映植物体在干旱环境下水分的亏缺程度。正常水分条件下，添加外源NaCl对白三叶叶片相对含水量没有显著的影响。20%PEG水分胁迫10d后，白三叶叶片相对含水量显著下降，但外源NaCl显著提高了水分胁迫下叶片相对含水量，在相同胁迫强度和胁迫时间下，使白三叶叶片相对含水量提高了10个百分点（图1A）。如图1B所示，4个处理的根系活性存在显著差异，外源NaCl处理不仅显著提高了水分胁迫下白三叶根系活力，而且也提高了正常水分下白三叶的根系活力。

2.2 Na＋对水分胁迫下白三叶叶片叶绿素含量的影响

水分胁迫下白三叶叶片叶绿素含量显著降低，与CK相比较，PEG处理和PEG＋NaCl处理的叶绿素总量分别下降了60.8%和45.7%。外源NaCl处理对正常水分条件下白三叶叶片叶绿素含量影响较小，但外源NaCl显著提高了水分胁迫下叶绿素a和叶绿素b的含量。同时，PEG＋NaCl处理的叶绿素总含量比PEG处理高出27.9%（表1）。

2.3 Na＋对水分胁迫下白三叶叶片活性氧、丙二醛和电解质渗透率的影响

正常水分条件下，外源NaCl对白三叶叶片内活性氧成分、膜脂过氧化产物MDA含量和细胞膜透性电解质渗透率几乎没有任何影响，说明低浓度NaCl对白三叶生长没有造成胁迫伤害（图2）。水分胁迫使得白三叶叶片内活性氧成分超氧阴离子和H2O2含量迅速积累（图2A，B）。水分胁迫10d后，PEG处理和PEG＋NaCl处理的超氧阴离子产生速率分别是对照CK的2.2和1.8倍，H2O2含量分别是对照 CK的2.4和2.0倍，但外源NaCl显著降低了干旱胁迫下叶片内超氧阴离子产生速率和H2O2的积累，有效缓解了水分胁迫造成的氧胁迫伤害。水分胁迫同时使得白三叶叶片内MDA含量和电解质渗透率显著增高，细胞膜系统受到严重伤害，但外源NaCl处理显著降低叶片内MDA的积累和电解质外渗，维持了胁迫下白三叶叶片细胞膜系统的稳定性（图2C，D）。

图1 水分胁迫下Na＋对白三叶叶片相对含水量和根系活力的影响Fig.1 Effect of Na＋on relative water content and root viability of white clover under water stress

表1 水分胁迫下Na＋对白三叶叶片叶绿素含量的影响Table 1 Effect of Na＋on chlorophyll content of white clover under water stress

2.4 Na＋对水分胁迫下白三叶叶片抗氧化保护酶活性的影响

外源NaCl不同程度地影响了正常水分条件下和水分胁迫下白三叶叶片抗氧化酶活性（图3）。水分胁迫下，白三叶叶片SOD活性显著增强，添加外源NaCl处理进一步激活了SOD活性。PEG＋NaCl处理的SOD活性比PEG处理高出35.5%，达到显著水平（图3A）。水分胁迫使白三叶POD活性显著降低，但添加NaCl处理后下降幅度明显减小，POD活性显著高于直接PEG胁迫，缓解了水分胁迫对POD活性的抑制作用（图3B）。从图3C可以看出，水分胁迫没有对CAT活性造成影响，而外源NaCl显著提高了正常水分条件下和水分胁迫下CAT活性。

2.5 Na＋对水分胁迫下白三叶叶片抗坏血酸－谷胱甘肽循环关键酶活性的影响

如图4A所示，4个处理APX活性呈现显著差异。水分胁迫和外源NaCl处理均激活了APX活性，PEG处理和PEG＋NaCl处理的APX活性分别是CK的2.2和2.6倍。MR和GR活性表现一致，外源NaCl没有影响正常水分条件下这两种酶的活性，但水分胁迫下这两种酶活性显著增高，且添加NaCl处理进一步显著提升了这两种酶的活性（图4B，D）。水分胁迫抑制了DR的活性，PEG处理的DR活性比CK下降了40.7%，但PEG＋NaCl处理的活性比PEG处理高出31.7%，且差异显著，说明外源NaCl有效缓解了水分胁迫对DR活性的抑制作用。

2.6 Na＋对水分胁迫下白三叶叶片游离脯氨酸和可溶性糖含量的影响

游离脯氨酸和可溶性糖是植物体内重要的有机渗透调节物质。正常水分条件下，CK和CK＋NaCl两处理白三叶叶片内游离脯氨酸含量处于非常低的水平，没有呈现出显著差异（图5A）。脯氨酸含量在水分胁迫下急剧升高，其中PEG处理上升幅度最大，是CK的36.8倍，同时比PEG＋NaCl处理高出47.6%，差异显著。水分胁迫同时也使白三叶叶片积累了更多的可溶性糖，但PEG＋NaCl处理的可溶性糖含量显著低于直接水分胁迫处理（图5B）。

图2 水分胁迫下Na＋对白三叶叶片活性氧、丙二醛和电解质渗透率的影响Fig.2 Effect of Na＋on reactive oxygen species，MDA content and electrolyte leakage of white clover under water stress

图3 水分胁迫下Na＋对白三叶叶片抗氧化保护酶活性的影响Fig.3 Effect of Na＋on antioxidative enzyme activities of white clover under water stress

图4 水分胁迫下Na＋对白三叶叶片抗坏血酸－谷胱甘肽循环关键酶活性的影响Fig.4 Effect of Na＋ on AsA－GSH cycle key enzyme activities of white clover under water stress

图5 水分胁迫下Na＋对白三叶叶片游离脯氨酸和可溶性糖的影响Fig.5 Effect of Na＋on free proline and soluble sugar content of white clover under water stress

3 讨论

干旱胁迫最明显的特征是植物体内活性氧大量积累，膜脂发生过氧化作用，而植物体内活性氧的清除依赖于保护性酶系统和非酶系统共同作用。SOD是抵御活性氧伤害的“第一道防线”，在生物细胞保持正常的生长发育中发挥着重要的作用，它能够催化超氧阴离子发生歧化作用，形成H2O2和分子氧，具有清除超氧阴离子的解毒作用［25］。而CAT、POD和非酶系统AsA－GSH循环则作用于抗氧化保护的第二步，它们能将H2O2转化为H2O和O2，解除植物细胞由于积累过多H2O2造成的氧化伤害，只是各自在细胞中作用的部位不同［26－28］。因此，有效增强干旱胁迫下植物抗氧化防御对于植物应对干旱胁迫十分重要。蔡建一等［10］在研究Na＋在霸王适应渗透胁迫中的生理作用时发现，50mmol/L的NaCl通过显著提高渗透胁迫下霸王SOD、POD和CAT活性有效缓解PEG导致的渗透胁迫。而Saha等［29］研究发现，50mmol/L NaCl预处理后的绿豆（Vignaradiata）通过增强其抗氧化防御系统提高对盐胁迫的耐受性。低浓度的NaCl也能加强镉胁迫下烟草（Nicotianatabacum）叶片CAT和POD的活性，从而有效缓解了由镉胁迫造成的氧化性伤害［30］。可见，适宜浓度的NaCl在逆境下具有增强植物抵御氧化伤害的作用。本研究中，正常水分条件下添加50mmol/L NaCl后，白三叶叶片内活性氧成分、MDA含量和EL水平均未发生变化，说明50mmol/L NaCl没有对白三叶造成胁迫伤害，而根系活力、CAT和APX活性显著高于对照CK，表明NaCl一定程度上刺激了根系生长和抗氧化酶活性，这与已有研究报道的结果相似，即适量的Na＋能促进高等植物的生长和物质的积累［31］。PEG水分胁迫使白三叶叶片相对含水量和根系活力显著降低，活性氧和MDA大量积累，膜稳定性降低，严重损害了白三叶的生长。但添加外源NaCl预处理后的白三叶在胁迫下维持了较高的叶片相对含水量和根系活力，同时SOD、POD、CAT活性和AsA－GSH循环关键酶APX、DR、GR和MR活性显著增高，活性氧成分和MDA含量显著降低，膜稳定性增强，叶绿素降解速度减慢，有效缓解了PEG导致的氧胁迫伤害，提高了白三叶对水分胁迫的耐受性。此外，本试验结果也表明Na＋不仅对提高干旱胁迫下SOD等抗氧化酶活性起作用，同时也影响非酶系统AsA－GSH循环。

植物的渗透调节能力主要来源于渗透调节物质的积累，既包括了小分子的有机物可溶性糖和脯氨酸等，也包括Na＋、K＋和Ca2＋等大量无机离子。近年来，越来越多的研究聚焦于Na＋对植物渗透调节的作用。已有研究发现，Na＋主要集中在细胞液泡中发挥调节作用，它对细胞渗透调节的贡献可以达到总渗透调节能力的15%［32］。生长在低盐环境中的梭梭（Chenopodiaceae）和霸王能通过积累 Na＋以适应干旱环境［11，33］。Martinez等［32］研究亦表明，PEG水分胁迫下，添加50mmol/L NaCl能使滨藜（Atriplexhalimus）叶片内Na＋含量急剧升高，同时伴随着叶片渗透势显著降低，渗透调节能力显著增强。50mmol/L NaCl还能有效缓解由PEG胁迫导致的植株生长缓慢，提高胁迫下植株相对生长量。本试验结果显示，PEG胁迫下白三叶叶片内游离脯氨酸和可溶性糖含量显著升高，但外源NaCl处理使胁迫下白三叶叶片内游离脯氨酸和可溶性糖含量显著降低。这与张金林等［34］和蔡建一等［10］的研究结果相一致，他们发现许多中生植物和多浆旱生植物主要通过无机离子Na＋调节渗透势而并非有机渗透调节物质，特别是在植株能够吸收足够多Na＋的情况下。李景平等［35］通过对荒漠植物红砂（Reaumuriasoongorica）、白刺（Nitrariasibirica）、刺蓬（Cornulacaalaschanica）体内主要渗透调节物质含量和分配特征的研究也表明，Na＋对渗透调节的贡献要远大于K＋、Ca2＋、可溶性总糖等。同时，从耗能的角度看，干旱胁迫下积累更多的Na＋来维持渗透调节比合成有机渗透调节物质更为节能，因为积累一个Na＋只需要消耗3.5个ATP，而合成一个脯氨酸和蔗糖则分别需要消耗41和52个ATP［36］，干旱胁迫下过多的耗能必然影响植物的生长和抗性等。由此可以推测，白三叶在响应外源Na＋进行渗透调节时可能与前面已报道的旱生植物具有相似的特性，即植物在能够获得足够多的Na＋作为渗透调节物质的情况下会合理的选择减少合成其他有机渗透调节物质，而节省的能量可以用来更好的维持植物生长和抵御干旱逆境。

综上所述，水分胁迫下白三叶叶片相对含水量显著降低，活性氧成分增高，膜脂过氧化程度加剧并使根系活力和叶绿素含量下降，植株受损严重。但外源NaCl预处理能显著增强水分胁迫下白三叶叶片抗氧化防御系统，提高了细胞清除活性氧的能力，有效缓解了PEG水分胁迫导致的细胞氧化性损伤。同时试验结果也表明，适宜低浓度的NaCl对正常水分条件下白三叶的生长也具有一定的促进作用；白三叶在响应外源Na＋进行渗透调节时可能与前面已报道的旱生植物具有相似的特性，即在能够获得足够多的Na＋作为渗透调节物质维持渗透势的情况下，会适度选择少合成耗能高的有机渗透调节物质可溶性糖和脯氨酸来调节渗透势，以便保证植株更好的应对干旱胁迫，相关研究还需进一步深入。

［1］ 韩建秋，王秀峰，张国志.表土干旱对白三叶根系分布和根活力的影响［J］.中国农学通报，2007，23（3）：458－461.

［2］ Xu L X，Han L B，Huang B R.Antioxidant enzyme activities and gene expression patterns in leaves of Kentucky bluegrass in response to drought and post－drought recovery［J］.Journal of American Society for Horticultural Science，2011，136：247－255.

［3］ Shah K，Kumar R G，Verma S，etal.Effect of cadmium on lipid peroxidation，superoxide anion generation and activities of antioxidant enzymes in growing rice seedlings［J］.Plant Science，2001，161：1135－1144.

［4］ 李州，彭燕，苏星源.不同叶型白三叶抗氧化保护及渗透调节生理对干旱胁迫的响应［J］.草业学报，2013，22（2）：257－263.

［5］ Lu S Y，Su W，Li H H，etal.Abscisic acid improves drought tolerance of triploid bermudagrass and involves H2O2－and NO－induced antioxidant enzyme activities［J］.Plant Physiology and Biochemistry，2009，47：132－138.

［6］ Kubis J.Exogenous spermidine differentially alters activities of some scavenging system enzymes，H2O2and superoxide radical levels in water－stressed cucumber leaves［J］.Journal of Plant Physiology，2008，165：397－406.

［7］ Ma C，Wang Z Q，Kong B B，etal.Exogenous trehalose differentially modulate antioxidant defense system in wheat callus during water deficit and subsequent recovery［J］.Plant Growth Regulation，2013，70：275－285.

［8］ 柴华，李红，黄新育，等.白三叶植物抗旱性的研究［J］.养殖技术与顾问，2012，12：214.

［9］ Spichett C M，Smirnoff N，Ratcliffe R G.An in vivo nuclear magnetic resonance investigation of ion transport in maize（Zea mays）and spartina anglica roots during exposure to high salt concentrations［J］.Plant Physiology，1993，102：629－638.

［10］ 蔡建一，马清，周向睿，等.Na＋在霸王适应渗透胁迫中的生理作用［J］.草业学报，2011，20（1）：89－95.

［11］ Wang S M，Wan C G，Wang Y R.The characteristics of Na＋，K＋and free proline distribution in several drought resistant plants of the Alxa Desert，China［J］.Journal of Arid Environments，2004，56：525－539.

［12］ 马青，楼洁琼，王锁民.Na＋对渗透胁迫下霸王幼苗光合特性的影响［J］.草业学报，2010，19（3）：198－203.

［13］ Glenn E P，Brown J J.Effects of soil salt levels on the growth and water use efficiency ofAtriplexcanescens（Chenopodiaceae）varieties in drying soil［J］.American Journal of Botany，1998，85：10－16.

［14］ Sobbarao G V，Ito O，Berry W L，etal.Sodium－A functional plant nutrient［J］.Critical Reviews in Plant Sciences，2003，22：391－416.

［15］ 金忠民，沙伟.白三叶抗旱生理的研究［J］.北方园艺，2010，18：50－52.

［16］ Barrs H D，Weatherley P E.A re－examination of the relative turgidity techniques for estimating water deficits in leaves［J］.Australian Journal of Biological Sciences，1962，15：413－428.

［17］ 邹琦.植物生理学实验指导［M］.北京：中国农业出版社，2000：161－174.

［18］ 郝建军，康宗利，于洋.植物生理实验技术［M］.北京：化学工业出版社，2006.

［19］ Uchida A，Andre T I，Takashi H.Effects of hydrogen peroxide and nitricoxideon both salt and heat stress tolerance in rice［J］.Plant Science，2002，163：515－523.

［20］ Dhindsa R S，Dhindsa P P，Thorpe T A.Leaf senescence：correlated with increased leaves of membrane permeability and lipid peroxidation，and decreased levels of superoxide dismutase and catalase［J］.Journal of Experimental Botany，1981，32：93－101.

［21］ Giannopolities C N，Ries S K.Superoxide dismutase：I.Occurrence in higher plants［J］.Plant Physiology，1977，59：309－314.

［22］ Chance B，Maehly A C.Assay of catalase and peroxidase［J］.Methods in Enzymology，1955，2：764－775.

［23］ Nakano Y，Asada K.Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate－specific peroxidase in spinach chloroplasts［J］.Plant Cell Physiology，1981，22（5）：867－880.

［24］ Blum A，Ebercon A.Cell membrane stability as a measure of drought and heat tolerance in wheat［J］.Crop Science，1981，21：43－47.

［25］ Mustapha E，Ahmadou M V，Hahib K.Osmoregulation and osmoprotection in the leaf cells of two olive cultivars subjected to severe water deficit［J］.Acta Physiologiae Plantarum，2009，31：711－721.

［26］ Hrishikesh U，Sanjib K P，Biman K D.Variation of physiological and antioxidative responses in tea cultivars subjected to elevated water stress followed by rehydration recovery［J］.Acta Physiologiae Plantarum，2008，30：457－468.

［27］ 彭燕，李州.干旱预处理对抗旱性不同的2个草地早熟禾品种耐热性能的影响［J］.草业学报，2013，22（5）：229－238.

［28］ 徐严，魏小红，李兵兵，等.外源NO对NaCl胁迫下紫花苜蓿种子萌发及幼苗氧化性损伤的影响［J］.草业学报，2013，22（5）：145－153.

［29］ Saha P，Chatterjee P，Biswas A K.NaCl pretreatment alleviates salt stress by enhancement of antioxidant defense system and osmolyte accumulation in mungbean（VignaradiataL.）［J］.Indian Journal of Experimental Biology，2010，48（6）：593－600.

［30］ Zhang B L，Shang S H，Zhang H T，etal.Sodium chloride enhances cadmium tolerance through reducing cadmium accumulation and increasing anti－oxidative enzyme activity in tobacco［J］.Environmental toxicology and chemistry，2013，32（6）：1420－1425.

［31］ 李三相，周向睿，王锁民.Na＋在植物中的有益作用［J］.中国沙漠，2008，28（3）：485－490.

［32］ Martinez J P，Kinet J M，Bajji M，etal.NaCl alleviates polyethylene glycol－induced water stress in the halophyte speciesAtriplexhalimusL.［J］.Journal of Experimental Botany，2005，419（56）：2421－2431.

［33］ Wang S M，Zheng W J，Ren J Z，etal.Selectivity of various types of salt－resistant plants K＋over Na＋［J］.Journal of Arid Environment，2002，52：457－472.

［34］ 张金林，陈托兄，王锁民.阿拉善荒漠区几种抗旱植物游离氨基酸和游离脯氨酸的分布特征［J］.中国沙漠，2004，24（4）：493－499.

［35］ 李景平，杨鑫光，傅华.阿拉善荒漠3种旱生植物体内主要渗透调节物质的含量和分配特征［J］.草业科学，2005，22（19）：35－38.

［36］ 赵可夫，李法曾.中国盐生植物［M］.北京：科学出版社，1999.