广西防城港首次截获苜蓿黄萎病菌
2012-08-27黄胜光卢兆山邱世明奚国华钟恒禄
黄胜光, 卢兆山, 邱世明, 奚国华, 陆 道, 钟恒禄
(广西防城港出入境检验检疫局,538001)
广西防城港首次截获苜蓿黄萎病菌
黄胜光, 卢兆山, 邱世明, 奚国华, 陆 道, 钟恒禄
(广西防城港出入境检验检疫局,538001)
从一批进境的美国苜蓿草样品中保湿分离得到了3株与苜蓿黄萎病菌(Verticillium albo-atrum)相似的目标菌VA1、VA2、VA3。该目标菌在PDA上生长迅速,菌丝生长0.8~1.0mm/d,2~3d即可生成肉眼可见的菌落斑点;菌落为白色圆形,边缘规则呈圆形,菌丝较致密,气生菌丝较少,菌落中心乳白色奶冻状;培养4~5d即后产生气生典型轮枝状分生孢子梗,7~8d后菌落中央表面因产生休眠菌丝开始变成黑褐色至黑色,20d后菌落的表面和背面大部分均变黑色,仍不产生微菌核和厚垣孢子。该目标菌的纯培养用V.albo-atrum特异引物Vaa1/Vaa2进行检测,PCR扩增后得到预期330bp的产物片段,产物序列与V.albo-atrum相应序列的相似性为100%。从而鉴定确认该目标菌为苜蓿黄萎病菌V.albo-atrum。
苜蓿黄萎病菌; 检疫; 口岸截获
致 谢: 目标菌纯培养送至江苏出入境检验检疫局,由吴翠萍、李彬复核确认,特此致谢。
联系方式 Tel:0770-2822708;E-mail:gxhsg@163.com
轮枝菌的2个最重要植物寄生菌就是苜蓿黄萎病菌(Verticillium albo-atrum)和棉花黄萎病菌(V dahliaeKlebahn)[1]。其中苜蓿黄萎病菌危害大、致病力强是我国检疫性真菌病害。此病最早于1918年发现于瑞典Hedlund,1923年-1950年基本遍布整个北欧[2],1977年美国第一次报道发现苜蓿黄萎病菌[3],从此此病在美国快速扩展,成为许多地方苜蓿种植的一个重要限制因素[4-5]。
2010年10月下旬,防城港检验检疫局受理报检了一批从美国进口的苜蓿草,该批货物共5个集装箱,重量118.6t,货值3.38万美元。检验检疫人员对该批货物实施了现场查验、抽样。样品经实验室保湿培养,发现疑似苜蓿黄萎病菌,分离纯化后获得的纯培养,观察和测量其形态特征,同时通过PCR检测以及PCR扩增产物经测序与基因库比对分析,确认该批货物含有我国禁止进境植物检疫性有害生物——苜蓿黄萎病菌(V.albo-atrum)。发现疫情后,该局根据相关规定及时出具了《检验检疫处理通知书》,对该批货物已作监督退运处理。现将检疫鉴定结果报道如下。
1 材料与方法
1.1 材料
美国进境紫花苜蓿干草样品,试验样品重量为5袋计5kg,阳性对照为V.albo-atrumM1菌株(由江苏出入境检验检疫局吴翠萍女士提供)。
1.2 样品保湿培养
尽可能地挑取枯黄的茎秆以及维管束褐变的茎秆样品,每根茎秆剪取一段,约长4cm,共剪取100根,加入1%次氯酸钠溶液,消毒1min,取出用无菌水漂洗3~4次,分别均匀摆放到15套灭菌9cm培养皿中,置于24℃黑暗条件下保湿培养。
1.3 疑似目标菌的观察
保湿培养7d后在体视镜下逐根观察苜蓿草茎秆段,观察有无典型轮生树枝状分生孢子梗产生。
1.4 目标菌的形态学鉴定
用接种针沾下分生孢子梗顶端的孢子团,在含青霉素的培养基上画线分离培养,进一步进行单孢分离而获得纯培养。观察单孢分离培养后菌落生长的形态、菌丝特征,以及分生孢子梗和分生孢子,有无休眠菌丝、厚垣孢子、微菌核产生等情况。
1.5 目标菌纯培养的PCR检测
取疑似目标菌丝纯化后液氮研磨提取DNA,取1μL为模板。试验采用V.albo-atrum特异性引物Vaa1: 5′-CCGGTACATCAGTCTCTTTA-3′ 和Vaa2:5′-CTCCGATGCGAGCTGTAAT-3′ 进 行PCR检测[6],预期扩增产物为330bp,引物委托上海生工生物工程有限公司合成。
PCR反应体系为:premix 15μL,10μmol/L、下游引物Vaa01/Vaa2各1μL,模板DNA 1μL,TaqDNA聚合酶0.25μL,以灭菌超纯水补足总体积至30μL。阳性对照模板为菌株M1的DNA,阴性对照模板为超纯水。反应程序为:94℃变性5min;进入循环,95℃变性30s,64℃退火30s,72℃延伸30s,35个循环;最后72℃延伸10min。
取20μL扩增产物于1.5%的琼脂糖凝胶1×TAE缓冲液中进行电泳,GEL RED染色后用凝胶成像系统分析。
2 结果
2.1 目标菌的发现
在体视镜下观察所有100根苜蓿草茎秆段,发现其中3根有典型轮生树枝状的分生孢子梗产生,分生孢子梗直立,梗上每节轮生2~4个小梗,在小梗顶端产生分生孢子团(图1a)。
图1 苜蓿黄萎病菌的形态鉴定
2.2 目标菌形态学的观察与测量
用接种针在苜蓿草段的分生孢子梗顶端的孢子团沾一下,分别在含青霉素的PDA上画线分离,约培养20h分生孢子即开始萌发,用接种铲挑取萌发的单孢进行培养而获得纯培养。对这3根苜蓿草段上分生孢子分离而获得的纯培养分别编号为VA1、VA2、VA3。
目标菌在PDA上生长迅速,菌丝生长0.8~1.0mm/d,2~3d即可生成肉眼可见的菌落斑点。菌落边缘规则呈圆形或近圆形,菌丝较致密,气生菌丝较少,菌落中心乳白色奶冻状(图1b)。初期主要产生生长于培养基下的营养菌丝,4~5d后产生典型的气生轮枝状分生孢子梗,可见二次分枝,有隔、无色至淡色,梗上每节轮生2~4个小梗,小梗大小为(21~45)(~64)μm×(1.5~3.5)μm,平均大小为33.14μm×2.18μm。分生孢子椭圆形、圆筒形,无色,单孢,少数孢子1隔,大小为(2.5~12.5)(~16)μm×(2~4.5)μm,平均大小为6.88μm×3.22μm(图1c)。培养7~8d后菌落中央因产生休眠菌丝开始变成黑褐色,休眠菌丝黑暗褐色至黑色(图1d),直径3~9μm,分隔规则,隔膜间膨大,胞壁增厚,呈念珠状,有时集结成菌丝结或瘤状菌丝体,培养20d不产生厚垣孢子和微菌核。据此,该目标菌的形态特征基本与有关标准描述的苜蓿黄萎病菌相吻合[7]。
2.3 PCR检测结果
对分离得到的目标菌株纯培养用V.albo-atrum的特异性引物Vaa1/Vaa2进行PCR扩增,结果表明,3个菌株均呈PCR阳性。
图2 目标菌株纯培养PCR检测电泳图
2.4 PCR扩增产物经测序与基因库比对分析
测序所得333bp长序列,经GenBank(NCBI)Blast分析(表1)表明,序列和X60705、GU291258、GQ495790、GQ336791等17个菌株登记序列100%相同,与Z29510、Z29509、GQ495792等33条序列有3个碱基的差异。
表1 菌株测序所得序列与GenBank(NCBI)已有苜蓿黄萎病菌序列Blast比对表
综上所述,鉴定该批苜蓿草带有我国禁止进境的检疫性病菌——苜蓿黄萎病菌(V.albo-atrumReinke et Berthold)。这是防城港检验检疫局首次截获该菌。
3 讨论
近年来,我国从美国进口苜蓿草呈大幅增长的趋势,2007年不足1万t,2009年为7.6万t,而2010年高达22.72万t。苜蓿黄萎病菌是我国重要的进境检疫性病菌,不仅对苜蓿草造成危害,还会对啤酒花、蛇麻草、花生和马铃薯等多种园艺作物及经济作物造成严重危害[8];该病菌可通过昆虫、水流、风、收割机械、花粉等近距离传播[9-13],通过干草、种子、块茎及病残体等进行远距离传播[14],因此来自苜蓿黄萎病发生区的苜蓿饲草传带苜蓿黄萎病的风险很高。同时我国当前苜蓿生产主栽品种多为感病品种,该病菌在我国的适生性强,特别在我国西北、东北以及华北地区的苜蓿种植区适生程度处于较高水平[15]。一旦苜蓿黄萎病传入定殖蔓延,对苜蓿生产将造成毁灭性打击。因此,各口岸必须加强检疫,严防该病的传入与传播。
本试验培养的苜蓿黄萎病菌形态学上与其相似的轮枝孢属近似种V.dahliae、V.nigrescens、V.nubilum和V.tricorpus相比,在分生孢子梗长度、轮生小梗数目、小梗和分生孢子的大小之间有差别也有交叠[16-20],但 由 于V.dahliae在 PDA 上 培 养 10~14d后产生黑色微菌核,V.nigrescens产生黑褐色厚垣孢子,V.nubilum亦生黑褐色厚垣孢子,V.tricorpus产生休眠菌丝、微菌核和厚垣孢子[21],而苜蓿黄萎病菌只产生休眠菌丝不产生微菌核和厚垣孢子;同时本试验还通过设计特异性引物对该菌进行PCR检测,因而较容易将苜蓿黄萎病菌与这几个近似种区别开来。
本试验采用茎秆保湿培养法,可直接在体视镜下观察到疑似目标菌分生孢子梗和分生孢子团,实践中作者尝试过直接用挑针沾取这些分生孢子团进行PCR检测,效果很好。实际工作中可以将目标菌分离纯化和PCR检测同步进行,以便进一步缩短检测时间。
本试验从样品保湿培养7~9d、目标菌分离纯化4~5d、PCR检测2~3d、直到最后结果确认所需时间在13~17d,而目前行业标准《苜蓿黄萎病检疫鉴定方法》SN/T 1145—2002中保湿培养需20d、还有分离纯化、致病性检测等,这样时间会拉得很长,远不能适应当今国际贸易的需求。建议国家质检总局尽快组织专家对该行业标准进行修订。
[1] Isaac I.Speciation inVerticillium[J].Annual Review of Phytopathology,1967,5:201-222.
[2] Krietlow K W.Verticilliumwilt of alfalfa-a destructive disease in Britain and Europe not yet observed in the United States[R].USDA Agric Res Service ARS 34-20,1962:1-15.
[3] Graham J H,Peaden R N,Evans D W.Verticilliumwilt of alfalfa found in the United States[J].Plant Dis Rep,1977,61:337-340.
[4] Arny D C,Grau C,R.Importance ofVerticilliumwilt of alfalfa in North America[J].Can J Plant Pathol,1985,7:187-190.
[5] Heale J B.Verticilliumwilt of alfalfa,background and current research[J].Can J Plant Pathol,1985,7:191-198.
[6] Zhang Z G,Chen R H,Wang Y C.Molecular detection ofVerticillium albo-atrumby PCR based on ITS sequences[J].Agricultural Sciences in China,2005,4(10):760-766.
[7] 章桂明,王颖,王伍,等.SN/T 1145-2002,植物检疫 苜蓿黄萎病菌检疫鉴定方法[S].中华人民共和国出入境检验检疫行业标准.中国标准出版社,2002:1-6
[8] Larsen R C,Vandemark G J,Hughes T J,et al.Development of real-time polymerase chain reaction assay for quantifyingVerticillium albo-atrumDNA in resistant and susceptible alfalfa[J].Phytopathology,2007,97(11):1519-1525.
[9] Huang H C,Harper A M,Kokko E G,et al.Aphid transmission ofVerticillium albo-atrumto alfalfa[J].Can J of Plant Pathol,1983,5(3):141-147.
[10]Huang H C,Richards K W,Kokko E G,et al.Role of the leafcutter bee in dissemination ofVerticillium albo-atrumin alfalfa[J].Phytopathology,1986,76(1):75-80.
[11]Howard R J.Local and long distance spread ofVerticilliumspecies causing wilt of alfalfa[J].Can J Plant Pathol,1985,7:199-202.
[12]Huang H C,Hanna M R,Kokko E G.Mechanisms of seed contamination byVerticillium albo-atrumin alfalfa[J].Phytopathology,1985,75:482-488.
[13]Isaac I.Wilt of lucerne caused by species ofVerticillium[J].Ann Appl Biol,1957,45:550-558.
[14]CAB International.Crop Protection Compendium 2007Edition[M].Wallingford,UK:CAB International,2007.
[15]王春林,吴立峰,王雪薇,等.加拿大、美国苜蓿黄萎病菌发生控制情况及我国对策[J].植物检疫,2003,17(1):57-59.
[16]Hawksworth D L,Talboys P W.Verticillium albo-atrum[M]∥CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria,No.255.Wallingford,UK:CABI Publishing,1970.
[17]Hawksworth D L,Talboys P W.Verticillium dahliae[M]∥CMI Description of pathogenic fungi and Bacteria,No.256.Wallingford,UK:CABI Publishing,1970.
[18]Hawksworth D L.Verticillium nigrescens[M]∥ CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria,No.257.Wallingford,UK:CABI Publishing,1970.
[19]Hawksworth D L.Verticillium nubilum[M]∥ CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria,NO.268.Wallingford,UK:CABI Publishing,1970.
[20]Hawksworth D L.Verticillium tricorpus[M]∥ CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria,No.260.Wallingford,UK:CABI Publishing,1970.
[21]商鸿生,杨家荣,赵小明.苜蓿黄萎病菌与轮枝孢属近似种的比较研究[J].草业学报,1996,7(4):32-36.
First interception ofVerticillium albo-atrumin Fangchenggang of Guangxi
Huang Shengguang, Lu Zhaoshan, Qiu Shiming, Xi Guohua, Lu Dao, Zhong Henglu
(Fangchenggang Entry-Exit Inspection and Quarantine Bureau,Guangxi538001,China)
Three strains of the fungus,namely VA1,VA2 and VA3,were isolated from a batch of alfalfa samples,which were imported from USA and incubated under moist conditions,demonstrating the characters similar toV.albo-atrum.The strains grew rapidly on the PDA,with the colony growing at 0.8-1.0mm/d.After 2-3 days,the spot colony could be seen on the PDA.In addition,the colony had a regular and rounded margin with white compact mycelium and fewer aerial mycelia.The target fungus produced typical round aerial branched conidiophores after 4-5 days,and then became dark brown to black along with production of resting hyphae at the centre of the colony after 7-8 days,and the color of the surface and most of the back of the colony changed to black 20 days later,but still could not produce micro-sclerotia and chlamydospores.The pure cultures of the target germ were detected by the specific primers Vaa1/Vaa2.As expected,a330 bp fragment was obtained by PCR amplification.The similarity between the product and corresponding sequence inV.albo-atrumwas 100%.Therefore,it was confirmed that the target germ wasV.albo-atrum.
Verticillium albo-atrum; inspection; interception at port
S 435.4
B
10.3969/j.issn.0529-1542.2012.01.040
2011-04-29
2011-05-15