微藻色素的研究进展

吴吉林，周 波，麻明友,3，彭密军,3,*

(1.吉首大学城乡资源与规划学院，湖南 张家界 427000；2.中南林业科技大学食品科学与工程学院，湖南 长沙410004；3.吉首大学 林产化工工程湖南省重点实验室，湖南 张家界 427000 )

微藻色素的研究进展

吴吉林1，周 波2，麻明友1,3，彭密军1,3,*

(1.吉首大学城乡资源与规划学院，湖南 张家界 427000；2.中南林业科技大学食品科学与工程学院，湖南 长沙410004；3.吉首大学 林产化工工程湖南省重点实验室，湖南 张家界 427000 )

色素作为一种着色剂，广泛应用在食品、纺织和医药等领域。本文对微藻类天然色素，尤其是已经成功进入市场或将来有很大应用前景的微藻类天然色素的研究状况，包括其物理、化学、生物学性质以及生产工艺优化进行概述，并对微藻天然色素的未来发展趋势和应用前景进行预测。

着色剂；微藻；天然色素；生物活性

近年来，由于某些食用合成色素存在毒性问题，其应用受到了限制，尤其是苏丹红事件发生后，世界各国进一步完善了食品安全的管理体系及相关法律法规。如日本于2006年正式实施《食品中残留农业化学品肯定列表制度》，大幅提高了进口农产品的门槛，淘汰了大部分有毒的化学合成色素。天然食用色素跟人工合成食用色素相比，最大的优点是安全性高，具有天然和健康特点，并且世界天然色素市场正在以两倍于人工合成色素的速度快速增长，具有广阔的市场前景。

微藻是一类非维管植物，可通过光合作用机制代谢合成很多高附加值代谢产物，可广泛应用在食品、饲料和服装等领域，主要包括有不饱和脂肪酸、蛋白质、维生素、色素等，微藻代谢合成的色素种类很多，如β-胡萝卜素、藻蓝素、叶黄素等，随着微藻代谢合成的色素的生物活性和抗氧化性被证实，这些色素在食品、医药和纺织领域都将具有更广阔的应用前景。

来源于微藻的类胡萝卜素的种类较多(表1)。如玉米黄素(zeaxanthin)因为其在减少心血管疾病发病率、增强免疫功能和视觉保护等方面具有独特的生理功能而受到关注[1]，国内外研究较多的是利用微绿球藻(Nannochloropsis gaditana)生产玉米黄素[2]。目前工业化生产叶黄素主要是从万寿菊(Tagetes erecta)花瓣中提取，但其具有含量低、分离纯化难度大、产品纯度不高等缺陷[2]。利用微藻(如Chlorella和Muriellopsis sp.)生产叶黄素是国际上近年来研究的新热点，其产量比目前从万寿菊中提取叶黄素的产量高出许多倍，可以大大节约成本，具有很好的发展前景[3]。但是通过微藻生产玉米黄素和叶黄素都未实现工业化，而通过盐藻(Dunaliella salina)大规模工业化生产β-胡萝卜素的技术已经很成熟[4]。本文对已经工业化生产及近年研究较多

并在将来应用前景广阔的几类微藻天然色素的研究进展进行了较全面的阐述，旨在增强人们对微藻天然色素的了解与重视。

1 来源于微藻的β-胡萝卜素

1.1 产β-胡萝卜素的盐藻Dunaliella

代谢生成β-胡萝卜素的微藻较多，研究得较多是Dunaliella，一般用Dunaliella salina和Dunaliella bardawil作为β-胡萝卜素的主要生产微藻[5]。

关于Dunaliella的生物学特性已有深入研究，此藻类代谢合成3类主要物质：甘油、蛋白质和β-胡萝卜素[5]。Dunaliella的代谢产物具有各种生物学活性，如抗高血压等[5]。Dunaliella相对于其他生物生产类胡萝卜素具有如下优势：产量高、有顺式和反式两种异构体、高生物利用性和有效性、产物成分较多、具有高生物活性和良好的抗肿瘤特性[5]。来源于Dunaliella的蛋白质可以应用到其他领域，整个藻体可以再利用，如用于动物或家禽的饲料，安全性高[6]。

近几年，关于Dunaliella的培养主要是集中在生产β-胡萝卜素。在合适的培养条件下，每平方米培养面积中的Dunaliella salina能积累400mg水平左右的β-胡萝卜素[7]。

1.2 Dunaliella生产β-胡萝卜素的工艺条件及代谢调控研究

Dunaliella是一种耐盐微藻，需要双碳化合物作为碳源，初始生长阶段需在硝酸盐富集条件下生长12～14d[7]。类胡萝卜素合成阶段，硝酸盐耗尽，但必须维持一定盐度，此条件下较有利于类胡萝卜素的合成[6]。D. salina生长的盐分(NaCl)一般维持在18%～22%之间，而类胡萝卜素代谢合成的盐分一般都在27%以上[6]。

光照强度大小对于类胡萝卜素的合成十分重要。光照强度在20～50 μmoL/(光量·m2·s-1)之间比较有利于β-胡萝卜素在D. salina的代谢合成[8]。另外可见光和紫外光也是影响β-胡萝卜素代谢生成的重要因素，光量子通量密度高的紫外光能使每单位蛋白的类胡罗素与叶绿素之间的比例提高80%～310%[8]。Salguero 等[9]研究也表明在UV-A光照84h，叶黄素和玉米黄素的生成量在总类胡罗素含量中提高3～5倍，但必须在开放的培养系统中培养。

营养物质对于D. salina代谢生成类胡萝卜素也是十分重要的。当受某些营养物质胁迫时，微藻的生长和代谢活动受到影响，微藻会改变其生理功能积累某些化合物来抵抗这样的逆境。研究表明在很多微藻中，硝酸盐和硫酸盐的胁迫能引起β-胡萝卜素代谢合成量的增加[10]。氮和磷的胁迫能影响D. tertiolecta的光合作用；有利于D. salina 和D. viridis生长的KH2PO4质量浓度在0.002～0.025g/L，质量浓度过高 (＞5g/L) 明显抑制这些微藻的生长，在氮和磷胁迫条件下，具一定保护作用的色素(如α-胡萝卜素和β-胡萝卜素)的积累量有所增加[11]。在两相培养系统中，N2的胁迫使类胡萝卜素与叶绿素含量的比值增加33倍，但是营养物质的胁迫对于甘油和α-胡萝卜素的积累没明显的影响[12]。在氯盐和硫酸盐胁迫的环境下，D.salina的生长受到明显的抑制，有利于D. salina的生长的Cl/SO42-浓度比值为3.2，然而此浓度比值高(如8.6)有利于β-胡萝卜素的代谢生成[13]。

β-胡萝卜素的代谢积累是在脂质体外进行的，通过与一个胡萝卜素球蛋白质(38kD)结合来维持其稳定性，胡萝卜素球蛋白质和三酰基甘油的积累跟β-胡萝卜素积累是平行的；另外，油脂合成抑制剂也影响β-胡萝卜素的代谢生成[14]，此研究表明，胡萝卜素球蛋白质的生成和稳定是影响β-胡萝卜素代谢生成的主要因素。有研究显示，脱落酸代谢量的增加以及其转化成菜豆酸对于β-胡萝卜素的代谢生成能起到明显的调控作用，这些成分随后通过类异戊二烯途径提高类胡萝卜代谢生成量[15]。

表1 不同微藻含类胡萝卜素的种类及含量Table 1 Carotenoid content in carotenoid-rich microalgae

1.3 β-胡萝卜素非传统方式生产

尽管现在可以通过开放培养系统利用Dunaliella大规模工业化生产β-胡萝卜素，但是因为存在很多不利因素，如过程控制难、低效率的高CO2消耗、污染问题等，导致90%商业化的β-胡萝卜素还是通过化学合成得到的，其中环境影响因子(如光照、盐度、温度等)

是影响室外开放培养最主要的因素[16]。基于此原因，构建能代谢类胡萝卜素的基因工程菌，筛选能诱导β-胡萝卜素代谢生成的因素以及单氧发生器的开发等成为现在研究的热点[16]。

研究表明，通过添加不同浓度的海藻提取物如Sargassum wightii和Ulva lactuca可以明显提高Dunaliella的生长速率和β-胡萝卜素的得率[17]。更有研究表明，当培养基中的有害成分降低到标准水平时，是十分有利于Dunaliella代谢生成β-胡萝卜素，但因为β-胡萝卜素本身能积累重金属，即使Dunaliella 生长在很好的环境下，其代谢生成的β-胡萝卜素也没有绝对的安全可言[18]。有研究表明，有些有机物质如癸烷对于类胡萝卜素的合成有一定的诱导作用，这是由β-胡萝卜素的高疏水特性所决定的[19]。在培养系统开发方面，有研究者开发出操作稳定的封闭管状生物反应器，在此培养系统中生长的Dunaliella其类胡萝卜素合成效率高，产率高[20]。除此以外，通过一些方法来筛选高产β-胡萝卜素的Dunaliella菌株或构建产β-胡萝卜素的工程菌也是一个研究方向，如通过PCR或定点突变等现代分子生物学手段可以获得高产率β-胡萝卜素的菌株[13,21]。尽管通过诱导或基因工程构建成功了一些能代谢生成β-胡萝卜素的工程菌株，但尚未能实现其工业化生产[22]。

1.4 β-胡萝卜素代谢合成途径研究

关于通过微藻代谢生成类胡萝卜素的代谢生成机理不是很清楚，但是关于这方面的研究成果有一部分得到了研究者的认同。

图1 微藻类胡萝卜素的代谢合成途径Fig.1 Pathway of carotenoid biosynthesis in microalgae

微藻类胡萝卜素的代谢合成途径见图1[23-26]。两分子香叶酰香叶酰焦磷酸通过八氢番茄红素合成酶聚合而成八氢番茄红素，然后再通过八氢番茄红素脱氢酶生成ζ-胡萝卜素，而它在ζ-胡萝卜素脱氢酶的作用下生成番茄烯。番茄烯在番茄烯β-环化酶和ε-环化酶作用下生成α-胡萝卜素，然后在β-胡萝卜素羟化酶和ε-胡萝卜素羟化酶作用下生成黄体素；番茄烯还可以在番茄烯β-环化酶作用下生成β-胡萝卜素，然后在β-胡萝卜素羟化酶作用下生成虾青素，进而在相关酶作用下生成紫黄素和新黄素。其中八氢番茄红素合成酶和八氢番茄红素脱氢酶在一些植物中的类胡萝卜素生物合成中起十分重要的调节作用[24]，但是在D. salina类胡萝卜素代谢合成中是否起关键的转录调控作用还不是很清楚，因为关于八氢番茄红素合成酶和八氢番茄红素脱氢酶在D. salina类胡萝卜素生物合成中的作用有不同的研究报道[25-26]。1.5β-胡萝卜素功能特性的研究

一般情况下化学合成的类胡萝卜素成分单一，所以在某些领域应用起来较难，而Dunaliella代谢生成的类胡萝卜素的种类多且存在多种必需营养物质，并且天然的β-胡萝卜素在体内能被代谢掉从而十分安全，这是化学合成的β-胡萝卜素不可能具有的特性。研究表明，人体能将β-胡萝卜素转化为VA，增强人体的免疫功能，预防一些疾病的发生[27]，对哺乳动物和小鼠的肺泡松弛可以起到抑制作用[28]，能明显抑制仓鼠卵巢细胞的癌变[29]，能抑制人淋巴细胞的增值[30]，对人外围单皮细胞抗原的表达起到促进作用[31]，能刺激人多样无核白细胞分泌细胞激素[32]，提高黑素瘤的分化，减少腺苷酸环化酶的分泌[27]等。β-胡萝卜素是一种在食品领域应用广泛的主要食品着色剂，可以提高食品和饮料的色彩，同时也可以作为着色剂和VA的前体添加到宠物食品中去[33]。

2 来源于微藻的虾青素

虾青素(Astaxanthin)是一种酮类胡萝卜素，广泛存在于鲑鱼、虾、蟹以及植物和水果中。虾青素是一种天然的红色素，除具有色素的特性外，还具有较强的抗氧化活性、抗肿瘤、增加免疫力等功效。因此，虾青素在食品、饲料及医药等工业领域具有广泛的应用前景。产虾青素的藻类主要是小球藻(C h l o r e l l a zofingiensis)、衣藻(Chlamydomonas nivalis)和雨生红球藻(Haematococcus pluvialis)。C. zofingiensis 生长速度快，易培养，环境适应能力强，细胞浓度较大，已成为生产虾青素另一重要的微藻资源[34]。C. zofingiensis的培养方式主要有混合营养培养与异养培养，IP等[34-35]、del Campo等[36]和Chen[37]对此研究较多。C. nivalis是一种生长在极地和高海拔地区的雪地衣藻，非常适合在营养缺乏、酸性、冰冻、高强度紫外辐射等极度恶劣的环境条件下生长[38]，但目前对于C. nivalis积累虾青素的研究还很少。H. pluvialis是一种淡水的单细胞绿藻,其红孢囊中虾青素的质量分数超过其总胡萝卜素质量分数的80%，被公认为自然界中生产天然虾青素最好的生物，用H. pluvialis已实现了虾青素的商业化生产[39]。来源于H. pluvialis的虾青素已经被美国和欧洲一些国家认

可，并证实可以作为膳食添加剂使用，在预防疾病等方面也极具广阔的应用前景[40]。除此外还可以利用Phaffia rhodozyma酵母发酵生产虾青素代谢物，但其含量不高[41]。

2.1 产虾青素Haematococcus pluviali的特性

H. pluvialis相对于Dunaliella而言有几个缺陷：首先，淡水藻极易被其他藻类污染，从而需要封闭的培养系统，这些培养系统要求高[40]；其次，H.pluvialis在培养中从一个游动的鞭毛藻转变为静止的厚壁的红孢囊，而虾青素就存在于这些红孢囊中，这意味着培养条件是比较复杂的[42]；第三，虾青素在红孢囊内的含量是细胞干质量的1%～2%，在虾青素提取前必须进行破壁[43]。

2.2 虾青素功能特性的研究

虾青素相对于其他类胡萝卜素的优点如下：光稳定性高，抗氧化性高，色样特性高，容易被人体吸收。

虾青素有很高的抗氧化特性，能明显加速动物或人的斑点(导致人眼盲的主要因素)的退化。通过体外研究表明，虾青素对单线氧具有很强的抗氧化功能，其抗氧化性是β-胡萝卜素的10倍，生育酚的500倍[44]。也有研究表明，虾青素能明显抑制脂肪过氧化[45]。

用虾青素来喂养小鼠(连续两周，每天的剂量为14.4mg)，研究结果表明虾青素无任何致癌特性，证明虾青素是无毒的，且对于小鼠膀胱癌、口腔癌和结肠癌的形成有一定的抑制功效[46]。同时有研究表明，虾青素能诱导小鼠肝脏产生降解生物异源物质的酶[47]。虾青素能预防幽门螺旋菌(Helicobacter pylori)对哺乳动物肠道的感染，并且能调节体液和非体液免疫系统，促进细胞介素和肿瘤坏死因子的释放[47]，还能促进免疫球蛋白的释放以及T助细胞抗体的产生[48]。关于人体吸收虾青素的相关研究报道不多，有研究表明虾青素对人肌肉组织功能无任何有毒影响，但对人体的血浆浓度有一定的影响[49]。同时虾青素能预防和治疗因神经损伤而导致的老年斑，在局部缺血方面也有积极的治疗效果[50]。当虾青素与阿司匹林混用时，能有效提高抗炎症的功效[47]。

在水产养殖方面的应用研究表明，含有6%虾青素的藻类饲料对于水生动物的生产无任何不利影响，并且饲料中添加适量的虾青素能防止低密度脂蛋白氧化[51]。虾青素在水产养殖中主要是用作必需维生素[48]。

2.3 H. pluvialis生产虾青素的工艺研究

H. pluvialis具有特殊的生物学特性，即在弱光、氮磷丰富的环境中以游动的绿色营养细胞存在，而在不利生存的条件下，则以厚壁的红孢囊存在，同时在细胞内积累大量的虾青素而呈红色[10]。强光照、高温、营养盐(氮、磷)缺乏、盐胁迫和氧化压力等许多环境因素都可诱导细胞内虾青素的积累。高光量子通量密度是细胞内虾青素合成最重要的诱导条件，在一定范围内虾青素的积累量随温度和光量子通量密度的升高而增加[52]。氮缺乏、磷缺乏以及氮缺乏与高光量子通量密度相结合可显著促进细胞内虾青素的合成，而且可通过培养基配方的优化而保持高积累量[53]。研究表明，细胞在积累虾青素的过程中，氮源浓度起着非常重要的作用。当培养基中氮质量浓度为0.15g/L 时，很快就被消耗，且能获得最高的细胞浓度，有利于虾青素的积累。在盐胁迫条件下, 当培养基中醋酸盐高于0.5%就会抑制细胞的生长，不利于虾青素的积累[54]。溶解氧和多种活性氧分子都可有效地诱导细胞积累虾青素。Zhang等[55]系统研究了异养化和混合营养培养H. pluvialis生产虾青素。由于H. pluvialis特殊的生物学特性，其生长繁殖和虾青素的积累明显分为两个截然不同的生理阶段。目前，国际上成功的商业化生产模式都采用了两阶段生产方式， 先采用封闭式培养繁殖大量绿色细胞，但细胞不积累虾青素；当进入第二阶段即采用光合自养培养时，细胞中开始大量积累虾青素，虾青素的含量占总类胡萝卜素含量的92%[56]。

因为H. pluvialis生长环境为中性，所以容易被其他微生物感染，但是在高强度的光照下，该微生物的生长受到很大的不利影响。现在用藻类培养生产虾青素的研究主要集中在研发高度封闭型培养系统和选育高产虾青素并且耐高温的菌株等方面。

3 来源于红藻的类胡萝卜素

Porhyridium 这类红藻其代谢产物是一类重要的生物营养物质和生物医药物质的来源，其代谢产物包括多聚糖、长链不饱和脂肪酸、类胡萝卜素(藻胆蛋白)等。其中类胡萝卜素以胆藻体的形式存在于细胞内，黏附在叶绿体的类囊体膜上。其中水溶性的藻红素和藻蓝素，能以天然着色剂形式应用于食品、纺织和医药等领域[57]。

Porhyridium sp.能代谢生成的类胡萝卜素主要为B-藻红素和b-藻红素，其最大吸收峰波长为545nm，分子质量为240kD。在一个光照以及营养物质存在的生物反应器中，培养温度为20～30℃，经培养后，经过细胞破壁、离心及经过其他工艺流程就可以得到藻红素。室外分批发酵培养Porhyridium sp.时，藻红素的含量大约占15%，最大可以达到30%。色素耐高温，在pH6～7间其半衰期比较长，适合应用在低湿干燥的食品中的[57]。此外藻红素还有一个具有黄色荧光的特性[57]。

红藻Porphyridium aerugineum能代谢生成一种蓝色色素。Porphyridium aerugineum与其他产藻红素的微藻生物学性质很相似，但是它不代谢生成藻红素和R-藻蓝素，而是C-藻蓝素。该藻蓝素的最大吸收波长为642nm。其产物主要成分藻胆蛋白和C-藻蓝素与绝大多数藻蓝细菌中所代谢的藻蓝素是一样的，其生色基团是藻蓝素通过硫醚键与蛋白质结合而成[57]。Porphyridium

aerugineum是一种单细胞生物，在淡水环境中以及一定二氧化碳压力条件下培养，它对光照，二氧化碳压力等要求比较高，不利的条件能使色素的产量和其可溶解性都降低，而多聚糖产量增加，整个工艺还包括离心、细胞破碎、抽提等。用盐溶液提取能提高色素在分离过程的稳定性，最终藻蓝素占干质量最高达60%。pH值对色素的稳定没什么影响，光稳定性好，但是对热敏感。在pH4～5，温度60℃条件下，藻蓝素的稳定性时间达到40min，此特性非常适合于食品领域的应用，尤其是在酸性食品中的应用。

藻红素和藻蓝素还并没有被允许应用到食品或服装领域，其毒性研究还有待进一步深入，但是初步研究表明其安全性比较高，具有广阔的应用前景[57]。

4 微藻色素未来的发展趋势

微藻是天然色素的重要来源之一，其能在室外大规模培养，色素的色价高、稳定性好以及抗氧化性高，且天然色素具有安全和健康的效果。所以微藻色素在将来的市场前景广阔，是一类很重要的色素来源和营养物来源。但是很多微藻色素因为产率较低或成本太高而难以实现工业化生产。将来对微藻色素的研究主要集中在以下几方面：一是寻找各种微藻色素资源，尤其是能实现工业化生产的微藻色素资源；二是通过现代分子生物学技术来构建能代谢生成微藻色素的工程菌，来开发色价高且具有市场应用价值的色素；三是利用现代分子生物学技术研究微藻色素的代谢合成机理，从代谢调控角度来为实现微藻色素的工业化生产提供基础理论支持。

[1]BONE R A, LANDRUM J T, DIXON Z, et al. Lutein and zeaxanthin in the eyes, serum and diet of human subjects[J]. Exp Eye Res, 2000, 71 (3): 239-245.

[2]GENTILE M P, BLANCH H W. Physiology and xanthophyll cycle activity of Nannochloropsis gaditana[J]. Biotechnology and Bioengineering, 2001, 75(1):1-12.

[3]del CAMPO J A, RODRIGUEZ H, MORENO J, et al. Lutein production by Muriellopsis sp. in an outdoor tubular photobioreactor[J]. Journal of Biotechnology, 2001, 85: 289-295.

[4]GARCIA-GONZALEZ M, MORENO J, MANZANO J C, et al. Production of Dunaliella salina biomass rich in 9-cis-β-carotene and lutein in a closed tubular photobioreactor[J]. Journal of Biotechnology, 2005, 115: 81-90.

[5]YEUM K J, RUSSEL R M. Carotenoids bioavailability and bioconversion[J]. Annual Review of Nutrition, 2002, 22: 483-504.

[6]MOKADY S, ABRAMOVICI A, COGAN U. The safety evaluation of Dunaliella bardawil as a potential food supplement[J]. Food and Chemical Toxicology, 1989, 27: 221-226.

[7]FINNEY K F, POMERANZ Y, BRUINSMA B. Use of algae Dunaliella as a protein supplement in bread[J]. Cereal Chemistry, 1994, 61: 402-406.

[8]ORSET S, YOUNG A J. Exposure to low irradiances favours the synthesis of 9-cis-β, β-carotene in Dunaliella salina Teod[J]. Plant Physiol , 2000, 122: 609-617.

[9]SALGUERO A, LEON R, MARIOTTI A, et al. UV-A mediated induction of carotenoid accumulation in Dunaliella bardawil with retention of cell viability[J]. Appl Microbiol Biotech, 2005, 66:506-511.

[10]BECKER W. Microalgae for aquaculture. The nutritional value of microalgae for aquaculture[M]// RICHMOND A. Handbook of microalgal culture. Oxfor: Blackwell, 2004: 380-391.

[11]GEIDER R J, HUGH L, MACINTYRE LISA M G, et al. Responses of the photosynthetic apparatus of Dunaliella tertiolecta Chlorophyceae to nitrogen and phosphorous limitation[J]. Eur J Phycol, 1998, 33: 315-332.

[12]LEON R, MARTIN M, VIGARA J, et al. Microalgae mediated photo production of β-carotene in aqueous: organic two phase systems[J]. Biomol Eng, 2003, 20: 177-182.

[13]RAJA R, HEMAISWARYA S, BALASUBRAMANYAM D, et al. PCR-identification of Dunaliella salina (Volvocales, Chlorophyta) and its growth characteristics[J]. Microbiol Res, 2007, 162: 168-176.

[14]GARCIA-GONZALEZ M, MORENO J, MANZANO J C, et al. Production of Dunaliella salina biomass rich in 9-cis-β-carotene and lutein in a closed tubular photo bioreactor[J]. J Biotech, 2005, 115: 81-90.

[15]COWAN K A, ROSE P D. Abscisic acid metabolism in salt stressed cells of Dunaliella salina[J]. Plant Physiol, 1991, 97: 798-803.

[16]OGBONNA J C, TANAKA H. Light requirement and photosynthetic cell cultivation: development of processes for efficient light utilization in photobioreactors[J]. J Appl Phycol, 2000, 12: 207-218.

[17]RAJA R, ANBAZHAGAN C, LAKSHMI D, et al. Nutritional studies on Dunaliella salina (Volvocales, Chlorophyta) under laboratory conditions[J]. Seaweed Res Util, 2004, 26: 127-146.

[18]RAJA R, ANBAZHAGAN C, GANESAN V, et al. Efficacy of Dunaliella salina (Volvocales, Chlorophyta) in salt refinery effluent treatment[J]. Asian J Chem, 2004, 16: 1081-1088.

[19]HEJAZI M A, HOLWERDA E, WIFFELS R H. Milking microalga Dunaliella salina for β-carotene production in two-phase bioreactors [J]. Biotechnol Bioeng, 2004, 85:475-481.

[20]GARCIA-MALEA LOPEZ M C, del RIO SANCHEZ E, CASAS LOPEZ J L, et al. Comparative analysis of the outdoor culture of Haematococcus pluvialis in tubular and bubble column photo bioreactors [J]. J Biotech, 2006, 123: 329-342.

[21]KIM S W, KIM J B, JUNG W H, et al. Overproduction of β-carotene from metabolically engineered Escherichia coli[J]. Biotechnol Lett, 2006, 28: 897-904.

[22]RAO R A, DAYANANDA C, SARADA R, et al. Effect of salinity on growth of green alga Botryococcus braunii and its constituents[J]. Bioresour Technol, 2007, 98: 560-564.

[23]RABBANI S. Induced β-carotene synthesis driven by triacylglycerol deposition in the unicellular alga Dunaliella bardawil[J]. Plant Physiol, 1998, 116: 1239-1248.

[24]SANDMANN G, RMER S, FRASER P D. Understanding carotenoid metabolism as a necessity for genetic engineering of crop plants[J]. Metab Eng, 2006, 8: 291-302.

[25]COESEL S N. Nutrient limitation is the main regulatory factor for carotenoid accumulation and for Psy and Pds steady state transcript levels in Dunaliella salina (Chlorophyta) exposed to highlight and salt stress[J]. Mar Biotechnol, 2008, 10(5): 602-611

[26]SANCHEZ-ESTUDILLO L. Regulation of two photosynthetic pigment-related genes during stress-induced pigment formation in the green alga, Dunaliella salina[J]. Biotechnol Lett, 2006, 28: 787-791.

[27]AGARWAL S, RAO A V. Tomato lycopene and its role in human health and chronic diseases[J]. Canadian Medical Association Journal, 2000, 163: 739-744.

[28]WEITZMAN S A,WEITBERG A B, CLARK E P, et al. Phagocytes as carcinogens: Malignant transformation produced by human neutrophils [J]. Science, 1985, 227: 1231-1233.

[29]MORIGUCHI S, JACKSON J C, WATSON R R. Effect of retinoids on human lymphocyte functions in vitro[J]. Human Toxicology, 1985, 4(4): 365-378.

[30]GRUNER S, VOLK H, FALCK P, et al. The influence of phagocytic stimuli on the expression of HLA-DR antigen; role of reactive oxygen intermediates[J]. European Journal of Immunology, 1986, 16: 212-215.

[31]ABRIL E R, RYBSKI J A, SCUDERI P, et al. β-carotene stimulates human leukocytes to secrete a novel cytokinin[J]. Journal of Leukocyte Biology, 1989, 45: 255-261.

[32]HAZUKA M B, EDWARDS-PRASAD J, NEWMAN F, et al. β-Carotene induces morphological differentiation and decreases adenylate catalyse activity in melanoma cells in culture[J]. Journal of the American College of Nutritio, 1990, 9: 143-149.

[33]CANTRELL A, MCGARVEY D J, TRUSTCOTT G, et al. Singlet oxygen quenching by dietary carotenoids in a model membrane environment[J]. Archives of Biochemistry and Biophysics, 2003, 412: 47-54.

[34]IP P F, WONG K H, CHEN Feng. Enhanced production of astaxanthin by the green microalga Chlorella zofingiensis in mixotrophic culture[J]. Process Biochemistry, 2004, 39: 1761-1766.

[35]IP P F, CHEN Feng. Production of astaxanthin by the green microalga Chlorella zofinginesis in the dark[J]. Process Biochem, 2005, 40: 733-738.

[36]del CAMPO J A, RODRIGUEZ H, MORENO J, et al. Accumulation of astaxanthin and lutein in Chlorella zofingiensis (Chlorophyta)[J]. Microbiol Biotechnol, 2004, 64: 848-854.

[37]CHEN Feng. Methods for production of astaxanthin from the green microalgae Chlorella in dark heterotrophic cultures: US, 7063957[P]. 2006-06-20.

[38]MULLER T C, MARTIN D. Snow algae from northwest Svalbard: their identification, distribution, pigmeng and nutrient content[J]. Polar Biol, 1998, 20: 14-32.

[39]DOMINGUEZ-BOCANEGRA A R, LEGARRETA I G, JERONIMO F M, et al. Influence of environmental and nutritional factors in the production of astaxanthin from Haematococcus pluvialis[J]. Journal of Biotechnology, 2004, 92: 209-214.

[40]LORENZ R T, CYSEWSKI G R. Commercial potential for Haematococcus microalgae as a natural source of astaxanthin[J]. Trends in Biotechnology, 2000, 18: 160-167.

[41]AN G H, SCHUMAN D B, JOHNSON E A. Isolation of Phaffia rhodozyma mutants with increased astaxanthin content[J]. Applied and Environmental Microbiology,1989, 55: 116-124.

[42]SARADA R, USHA T, RAVISHANKAR G A. Influence of stress on astaxanthin production in Haematococcus pluvialis grown under different culture conditions[J]. Process Biochemistry, 2002, 37: 623-627.

[43]SOMMER T R, POTT W, MORRISSY N M. Utilization of microalgal astaxanthin by rainbow trout (Oncorhynchus mykiss)[J]. Aquaculture, 1991, 94(1): 79-88.

[44]GRADELET S, ASTORG P, LECLERC J, et al. Effects of canthaxanthin, astaxanthin, lycopene and lutein on liver xenobiotic-metabolizing enzymes in the rat[J]. Xenobiotica, 1996, 26: 49-63.

[45]KOBAYASHI M, SAKAMOTO Y. Singlet oxygen quenching ability of astaxanthin esters from the green alga Haematococcus pluvialis[J]. Biotechnology Letters, 1999, 21: 265-269.

[46]TANAKA T, KAWAMORI T, OHNISHI M, et al. Suppression of azoxymethaneinduced rat colon carcinogenesis by dietary administration of naturally occurring xanthophylls astaxanthin and canthaxanthin during the postinitiation phase[J]. Carcinogenesis,1995,16: 2957-2963.

[47]ALEJUNG P, WADSTROEM T. Oral preparation for treatment of Helicobacter sp. infections-comprises xanthophylls, especially astaxanthin esterified with a fatty acid and derived from the alga Haematococcus sp.: World Patent, 9837874[P]. 1998.

[48]TO RNWALL M E, VIRTAMO J, KORHONEN P A, et al. Effect of αtocopherol and β-carotene supplementation on coronary heart disease during the 6-year post-trial follow-up in the ATBC study[J]. European Heart Journal, 2004, 25: 1171-1178.

[49]CHRISTIANSEN R, LIE O, TORRISSEN O J. Growth and survival of Atlantic salmon, Salmo salar L., fed different dietary levels of astaxanthin. First-feeding fry[J]. Aquaculture Nutrition, 1995, 1(3): 189-198.

[50]STERLIE M, BJERKENG B, LIAAEN-JENSEN S. Blood appearance and distribution of astaxanthin E/Z isomers among plasma lipoproteins in humans administered a single meal with astaxanthin[C]//Abstracts of the Twelfth International Carotenoid Symposium, Cairns, Australia, 1999.

[51]MIKI W. Biological functions and activities of animal carotenoids[J]. Pure and Applied Chemistry, 1991, 63: 141-146.

[52]魏东, 吴汪黔生. 雨生红球藻(Haematococcus pluvialis)在诱导条件下积累虾青素的调控机理研究新进展[J]. 中国海洋药物, 2002(2): 60-64.

[53]OROSA M, VALERO J F, HERRERO C, et al. Comparison of the accumulation of astaxanthin in Haematococcus pluvialis and other green microalgae under N-starvation and highlight[J]. Biotechnology Letters, 2001, 23: 1079-1085.

[54]OROSA M, FRANQUEIRA D, CID A, et al. Analysis and enhancement of astaxanthin accumulation in Haematococcus pluvialis[J]. Bioresource Technology, 2005, 96: 373-378.

[55]ZHANG Ximing, GONG Xiandi, CHEN Feng. Kinetic models for astaxanthin production by high cell density mixotrophic culture of the microalga Haematococcus pluvialis[J]. Journal of Industrial Microbiology Biotechnology, 2003, 23: 691-696.

[56]FABREGAS J , OTERO A, MASEDA A, et al. Two-stage cultures for the production of Astaxanthin from Haematococcus pluvialis[J]. Journal of Biotechnology, 2001, 89: 65-71.

[57]GLAZERAN. Phycobiliproteins[M]//COHEN Z. Chemicals from microalgae. New York: Taylorand Francis,1999: 261-280.

Research Progress on Microalgae Pigment

WU Ji-lin1，ZHOU Bo2，MA Ming-you1,3，PENG Mi-jun1,3,*
(1. College of Resources and Planning Sciences, Jishou University, Zhangjiajie 427000, China；2. School of Food Science and Engineering, Central South University of Forestry and Technology, Changsha 410004, China；3.Key Laboratory of Hunan Forest Products and Chemical Industry Engineering, Jishou University, Zhangjiajie 427000, China)

It has been long history for pigment used as colorant in foods, cosmetics and pharmaceutical fields. In this paper, the current situation of microalgae pigment, including physical, chemical, and biological properties as well as the production process optimization have been reviewed. The pigments discussed in this paper have been produced at large industrial scale or will be in a wide application in the future. Development and application of microalgae pigment are also predicted.

colorant；microalgae；nature pigment；bioactive

TS264.4

A

1002-6630(2010)23-0395-06

2010-01-25

湖南省教育厅重点项目(08A056)

吴吉林(1978—)，男，讲师，硕士，主要从事植物生理生化研究。E-mail：wjlin9911@163.com

*通信作者：彭密军(1964—)，女，教授，博士，主要从事天然产物提取分离及分析鉴定研究。

E-mail：pengmj163@163.com