毛木耳发酵料堆细菌群落多样性分析

袁滨 黄艺宁 连燕萍 柯丽娜 吴振强 邓优锦

毛木耳发酵料堆细菌群落多样性分析

袁滨1黄艺宁2连燕萍1柯丽娜1吴振强1邓优锦3

（1. 漳州市农业科学研究所 福建漳州 363005；2. 漳州职业技术学院 福建漳州 363000；3. 福建农林大学菌物研究中心 福建福州 350002）

为了探究毛木耳培养料发酵过程中，微生物群落的多样性变化以及各时期标记物种，为揭示发酵机制提供依据，从而为筛选发酵过程的有益细菌提供参考。将栽培毛木耳的发酵培养料混匀建堆，自然发酵，发酵周期35 d，从初始开始，每次翻堆前采用5点取样法取5个平行样本，一共5组25个样本；对样本进行16S rDNA扩增子建库及测序，并进行数据分析。结果表明：毛木耳发酵堆中的微生物多样性丰富，每个时期的OTU样本，数目分别为2 807、 2 271、2 553、2 465和2 106个，建堆期最多，第4次翻堆最少；PCA分析结果显示，同一时期的样本聚集，不同时期的样本分开；UPGM聚类显示，每个时期的不同重复在同一个分支内，每个时期形成独立分支。根据丰度的占比，在属水平，发酵堆中的菌群演化规律为尿素芽孢杆菌属从发酵初期到发酵完成，相对丰度依次为0.53%，18.51%，20.31%，37.10%和40.85%；嗜热共生杆菌属相对丰度依次为2.90%，4.69%，6.88%，7.22%和18.27%，占比逐渐提高；嗜热双孢菌属与己酸菌属在D0期的相对丰度分别为14.55%与13.42%，发酵一个月后下降为1.82%与0.08%。随着发酵的进行，微生物的α多样性呈下降趋势，局部在第二次翻堆有反弹；PCA及UPGM聚类能将各个时期发酵堆有效分开；在属水平，发酵堆的微生物群落从建堆期的嗜热双孢菌属与己酸菌属演变成发酵成熟期的尿素芽孢杆菌属与嗜热共生杆菌。

毛木耳；发酵料；16S rDNA扩增子测序

毛木耳（）隶属于担子菌亚门、层菌纲、木耳目、木耳科、木耳属，曾用学名和，子实体呈韧胶质的口感，被称为“树上的海蜇皮”，食药用价值高[1-3]。目前毛木耳普遍采用熟料袋栽荫棚出耳技术[4]，但各地具体操作存在较大差异，如山东、江苏、河南、广西等地以木屑、玉米芯、木糖醇渣等为主要原料，培养料搅拌均匀后立即装袋、灭菌；四川什邡等地以棉籽壳、玉米芯、木屑各30%为主要原料，培养料搅拌均匀后堆积12～16 h，再装袋、灭菌；福建闽南地区自20世纪80年代开始栽培毛木耳，以木屑等为主要原料，早期菇农都是将培养料搅拌均匀后立即装袋、灭菌，后来将培养料搅拌均匀后堆积发酵一定时间，发展至今，闽南地区菇农普遍将培养料堆积发酵约35 d，期间翻堆4～5次，再装袋、灭菌，开放式接种，大棚养菌、出耳[5-7]，发酵模式栽培的毛木耳单产高，品质好，病害少。闽南地区毛木耳一般每年7月后开始堆料，8月下旬开始装袋、接种，规模较大的农户需连续生产至国庆前后，菌包接种后直接上架养菌。菇农在生产实践中选择培养料先发酵较长时间，再灭菌、接种，符合当地气候特征和栽培条件。培养料堆积发酵过程是微生物生长代谢过程中分泌的酶分解有机物的过程，为适应营养和环境的动态变化，发酵料中的微生物群落也在动态变化，某些微生物的出现可以反映发酵料的腐熟程度[8]。单一微生物不能完全有效降解长链高分子化合物，相对复杂的微生物群落更有利于培养料中纤维的降解及营养素的释放[9]。因此，研究毛木耳培养料发酵过程，有助于了解培养料理化性质和微生物群落的变化，预测发酵过程中的有益菌，能为进一步改善发酵效果提供理论依据。近年来，高通量16S rDNA测序被广泛应用于细菌群落多样性分析。Katarzyna等[10]利用该技术对双孢蘑菇发酵料堆渗滤液的微生物群落进行分析，发现其中丰度最高的为嗜热栖热菌（）。高晓静等[11]对双孢菇的堆肥期杂草培养料进行16S rDNA测序发现，堆肥期的优势菌为普氏菌属、芽孢杆菌、属，属，属，属，假黄单胞菌属等。隽加香等[12]研究发现，在麦草双孢菇发酵料3次发酵过程中优势菌为栖热菌门、绿弯菌门、变形杆菌门、厚壁菌门和放线菌门。闽南地区由于特殊气候条件，菇农种植毛木耳时最终选择较长时间堆料发酵的模式，现实需求和理论依据是什么，在发酵过程中何种微生物对发酵起作用，到目前为止相关研究依然比较有限，使得对其发酵过程中起主要作用的菌群知之甚少。本研究对毛木耳发酵堆料中的微生物群落进行16S rDNA测序，从而鉴定出各个时期属及以上分类水平的指示物种信息，明确发酵期间起作用的微生物菌群，为进一步改善发酵效果提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料

栽培毛木耳的培养料配方为82%的杂木屑（杂木屑粒度≤0.5 cm的占比20%，0.5～1.0 cm占比约35%，1.0～2.0 cm的占比约45%），12%麸皮，3%豆粕，3%轻质碳酸钙，含水量约63%。

1.2 方法

1.2.1 试验设计 将毛木耳的发酵培养料混匀建堆，堆高1.5～1.8 m，宽约5 m，长约10 m。间隔10、8、7、5、5 d各进行1次翻堆，共发酵35 d，取样5次，分别为D0，D10，D20，D30和D40。每次在翻堆前取样，取样位置在料堆表面50 cm深度，采用五点取样法选取5个点取样混匀为1个样本，设置5个生物学重复。堆积发酵及翻堆过程中不再添加其它物质。

1.2.2 微生物群落16S rDNA扩增子测序分析（1）DNA提取 采用HiPure Soil DNA Kits（型号D3142，公司广州美基生物科技有限公司，产地中国）对样品总DNA进行提取，具体步骤参照试剂盒的使用说明。样品DNA浓度采用NanoDrop 微量分光光度计ND2000进行检测。

（2）PCR扩增、建库及测序 研究发现，物种间16S rRNA序列既有物种间高度相似保守区，也有物种之间有差异的高变区-V区，呈交替排列，原核16S rRNA序列包含9个高变区[8]。Niv等[13]基于SILVA数据库筛选获得27 013条高质量全长16S rRNA序列，在不考虑测序平台、测序质量等条件下，模拟对比6个常用连续扩增区域发现，V3-V4区和V4-V5区在各分类层级鉴定的准确性最高。在微生物多样性的分析时，可优先选择V3-V4区。因此，本研究拟采用16S rDNA的V3-V4区进行发酵料微生物多样性分析。

PCR扩增条件如下：94℃ 2 min，然后98℃ 10 s，62℃ 30 s (16S V4 区时，为55℃ 30 s)，68℃ 30 s进行30个循环，最后68℃ 5 min。使用扩增引物341F: CCTACGGGNGGCW GCAG；806 R: GGACTACHVGGGTATCTAAT，产物片段长度约为466 bp。PCR 反应进行一式3份。扩增体系：50 μL 混合物，包含5 μL 10×KOD 缓冲液，5 μL 2 mmol/L dNTPs，3 μL 25 mmol/L MgSO4，1.5 μL下游引物（10 μmol/L），1 μL KOD 聚合酶，100 ng模板DNA。从2%琼脂糖凝胶中搜集扩增子，使用AxyPrep DNA凝胶提取试剂盒（Axygen Biosciences，Union City，CA，USA）按照制造商的说明进行纯化，并使用ABI StepOnePlus实时PCR系统（Life Technologies，Foster City，USA）进行定量。纯化后的扩增子根据Illumina平台进行PE250模式上机测序。该项工作委托广州基迪奥生物科技有限公司完成。

（3）OTU聚类与PCA分析 使用Uparse(Edgar, 2013)软件将测序获得的Clean tags进行聚类，设置相似度≥97%聚类为同一个操作分类单元（Operational taxonomic units, OTU）。采用UCHIME算法对Clean tags存在的嵌合体进行检查和过滤，获得的Effective tags进行OTU丰度统计和其他后续分析。选取丰度最高的Tag作为每个OTU的代表序列，计算每个OTU在各个样品中的tags丰度信息。基于OTU列表的物种丰度信息，进行主成分分析（PCA，Principal Component Analysis）；基于欧式距离（Euclidean distances）进行方差分解，对多维数据进行降维，从而提取出数据中最主要的元素和结构，研究样本间的组成距离关系。分析结果中，样品微生物组成越相似，反映在PCA 图中的距离越近。

（4）稀释曲线及α多样性分析 稀释曲线（Rarefaction curve）用于评价测序量是否足以覆盖所有类群。不同阶段的发酵料ACE指数的稀释曲线，反映物种丰富度的变化趋势，ACE指数越大，表明物种丰富度越高。采用α多样性指数Shannon、Simpson和Pielou分析样品中微生物群落多样性与复杂度，指数越高表明群落多样性越高。采用UPGMA 2.2.1（非加权组平均法）展现各个样品的关系和样品分组。

（5）物种组成分析 利用注释软件RDP 2.2 (Edgar, 2013)将OTU代表序列比对到SILVA数据库，进行物种分离注释，设置阈值为0.8～1.0。根据不同样品的微生物物种组成分布，采用R语言ggplot 2包绘制物种丰度堆叠图。

（6）指示物种分析 采用R语言labdsv包计算比较组各个样品中丰度值>0且总占比>0.1%的物种在每个分组的indicator value，找出各个组的指示物种。使用cross-validation进行统计检验，获得值。

2 结果与分析

2.1 培养料发酵效果与营养成分变化情况

培养料刚堆积发酵时升温较慢，36 h后料堆50 cm深处料温达到52℃，之后逐渐上升，至第3天后料温达到65～73℃，保持约3 d，之后料温逐渐下降，料温降至约60℃前开始翻堆，翻堆后当天料温即可达50℃以上，并快速上升，2 d后料温达到65～70℃。毛木耳培养料发酵后期，料堆高温保持的时间逐渐减少，料温下降速度增加，若没有及时翻堆，料堆表面温度过低，可能会出现墨汁鬼伞，浪费培养料营养，而且料堆底部会因缺氧而局部厌氧发酵，因此后期翻堆间隔时间逐渐缩短。发酵成功的培养料，颜色由本色逐渐变为灰褐色，pH约7.5，有大量白色放线菌等有益菌的生长，料堆没有刺鼻的氨味，而是有一股清香味。

发酵前后，培养料营养成分发生较大的变化。从表1可以看出，培养料全氮含量从发酵前的0.43%提高至发酵后的0.83%，C/N从88.0降低至43.92；粗纤维含量从45.88%减少至39.56%，可溶性糖含量减少更加显著，从1.95%减少至0.52%。发酵前后，全氮含量增加了93.02%，粗纤维和可溶性糖含量分别减少了13.78%、73.33%。真菌是喜糖生物，在形成菌落初期主要利用葡萄糖、果糖等可溶性糖类，发酵料不容易感染链孢霉可能与可溶性糖等物质的减少有关。

表1 发酵料营养成分分析

2.2 扩增子16S rDNA测序数据分析

2.2.1 OTU聚类与α多样性分析 对每个时期的16S rDNA进行测序数据及质控后，共获得2 768 296条有效序列，平均每份样品获得106 473条。每个时期的OTU平均数目分别为2 807、2 271、2 553、2 465和2 106个。ACE指数稀释曲线如图1显示，所有样本的测序深度趋于平台期，曲线趋于平缓，已覆盖了大部分微生物，表明测序数据足够符合分析要求。从不同阶段的OTU数目可以看出，随着发酵与翻堆次数的增加，微生物的丰富度整体呈现逐渐降低趋势，第4次发酵与翻堆的OTU数目最低，平均为2 106个（表2），局部在第2次翻堆有细微反弹。

图1 发酵料堆不同阶段的ACE指数稀释曲线

ACE稀释曲线中，横坐标为从某个样本中随机抽取的测序条数，纵坐标为基于该测序条数能构建的OTU数量的指数，用来反映测序深度是否达到饱和的情况，不同的样本使用不同颜色的曲线表示。

表2 基于细菌16S rDNA测序的发酵料堆不同阶段的细菌群落文库构建引物及OTU信息

注：有效标识.不同发酵阶段测序质控后的平均有效数据，后续分析用该数据进行；操作分类单元总数.不同发酵阶段测序质控后的OTU总数量。

α多样性是指特定生态系统内的多样性情况，通常利用物种丰富度（种类情况）与物种均匀度（分布情况）2个重要参数来计算。α多样性指数（Shannon、Simpson、Pielou，图2-A、2-B、2-C）的组间差异性统计检验表明，D0时期微生物物种丰富度较高，D30与D40时期的微生物多样性会显著低于D10与D20时期。据多样性指数分析显示，在建堆前期微生物种类和数量有上升，这可能是由于堆肥初期营养比较丰富，培养料中易被降解的有机质的存在使得一些竞争性菌滋生，微生物数量升高。随着发酵的进行，嗜热微生物的大量繁殖进一步消耗了这些易于降解的碳源，这些竞争性菌大量死亡，于是微生物多样性指数下降[14]。

2.2.2 各发酵时间样本聚类及主成分分析 不同发酵料堆阶段的样品都具有阶段性特性，往往可能表现出各自聚集的分布情况。如图3-A所示，不同阶段的发酵料堆微生物群落有所不同，每个阶段的组内重复样本聚类在一起，不同的阶段分开，表明组内重复性好，组间区分度较好。同时，UPGMA聚类树也显示，每个时期的样本能够较好分开，每个时期内部聚集（图3-B）。PCA分析及聚类树分析均将各个时期有效分开，表明利用发酵堆中的微生物信息将发酵堆进行区分具有可行性。

图2 发酵料堆不同阶段的微生物群落α多样性指数

A.主成分分析PCA，展现每个样本的距离关系与聚类情况；B.UPGMA聚类树。

2.2.3 微生物门、属分类水平上的组成与丰度 根据OTU物种注释结果，全部序列共注释到了35个门，其中厚壁菌门（Firmicutes）、放线菌门（Actinobacteria）、变形菌门（Proteobacteria）、拟杆菌门（Bacteroidetes）是最主要的4个门（图4-A），并在不同的发酵阶段具有明显的变化。厚壁菌门在所有阶段中占有绝对优势，相对丰度分别为46.13%，62.78%，66.51%，78.81%与84.34%，各时期中在D0期的相对丰度最低，并随翻堆次数与发酵时间的增加而升高，在D40期的相对丰度达到最高值。放线菌门在D0期相对丰度最高，为22.77%，在D30与D40期分别为2.78%与2.97%。变形菌门（Proteobacteria）在D0期相对丰度最高，为13.09%，在D40期最低，为2.25%。拟杆菌门（Bacteroidetes）在D0期的相对丰度最高，为10.59%，在D40期最低，为0.22%。放线菌门、变形菌门与拟杆菌门的相对丰度都随着翻堆次数与发酵时间的增加而下降，趋势一致。

从属水平分析显示，尿素芽孢杆菌属、嗜热共生杆菌、嗜热双孢菌属、瘤胃梭菌属、己酸菌属Caproiciproducens是属水平优势菌种（图4-B），在不同阶段的发酵料堆变化幅度大。尿素芽孢杆菌属在不同时期的相对丰度依次为0.53%，18.51%，20.31%，37.10%和40.85%。其中，在D0期比例最低，不占优势，却随着翻堆次数与发酵时间的增加而显著提高，在D40期为最高比例的优势菌属。嗜热共生杆菌属相对丰度依次为2.90%，4.69%，6.88%，7.22%和18.27%，占比逐渐提高。瘤胃梭菌属相对丰度依次为3.56%，1.62%，9.04%，8.79%和6.52%，在发酵后期呈现增长。嗜热双孢菌属与己酸菌属，在D0期的相对丰度分别为14.55%与13.42%，发酵1个月后，相对丰度下降为1.82%与0.08%。

利用堆叠图能直观展示发酵不同阶段群落中的物种组成情况。挑选在所有样本中的丰度均值排名前10的物种详细展现，其他已知物种归为others。

图4 发酵料堆样品在门（A）和属（B）分类水平上细菌种类和相对丰度

2.2.4 微生物指示物种（Indicator）分析、与在发酵前期所占丰度非常高，成熟的发酵料却非常低，可以作为发酵不充分的指示物种。

嗜热厌氧菌科的，芽孢杆菌科的，芽孢杆菌属，假黄单胞菌，在发酵中期D10和D20期含量丰富，可作为发酵主体物种，其对培养料的分解及利用，以及所产生的可能对有害菌抑制的次生代谢产物可进行深入研究。在高温有氧条件下，可利用葡萄糖和木糖快速生长[15]，在发酵D10时期生长温度适宜，生长较快，因此，在D10期测得丰度最高，随着竞争菌群的增殖以及自身对易降解的C源的消耗，其生长速度降低，丰度减小。

为异氧硝化、好氧反硝化菌，在高温阶段产生抗生素抑制致病菌的同时产生木质纤维素胞外酶分解木质纤维素。在高浓度有机碳环境下，假黄单胞菌属自身好氧代谢会大量产热，热量一部分用于细胞合成和代谢，多余部分则以热的形式散发，其表现在宏观上使得外界温度升高，因此其在D10期升温期丰度较高，后期由于氧气的消耗而增长停滞，逐渐减少[12]。

从图5可以看出，越靠近发酵后期（D40），尿素芽孢杆菌属与嗜热共生杆菌属会显著变高，可以作为发酵后期、发酵料堆成熟的指示物种。尿素芽孢杆菌作为一种芽孢杆菌，是一类防治植物病害的重要生物资源，广泛存在于土壤、植物内部及表面，对环境无影响，对人和动物无毒害，且具有广谱抑菌活性。芽孢杆菌对病原微生物的生长及代谢抑制作用主要源于其自身产生的代谢产物，如酶类、细菌素、脂肽类及成分复杂的挥发性物质等[16]。嗜热双孢菌在发酵前期丰度高，嗜热细菌具有十分丰富的酶系，对纤维素、木质素等复杂碳水化合物具有较强的生物转化功能[17]。

图5 发酵料堆样品在属水平指示物种（Indicator）分析

Indicator分析基于物种在样本中的丰度和出现频率，计算各物种在每个分组的indicator value (IndVal)，数值越大表示物种作为该分组指示物种的可能性越大，即越有可能是该分组的指示物种。

3 讨论与结论

笔者调研发现，尽管毛木耳培养料长时间的堆积发酵后原料会损失，一般体积减少约30%，但发酵质量过关的培养料，即便是开放式接种，接种后基本不出现不吃料、绿霉感染等情况，整个栽培周期菌包不会感染链孢霉，毛木耳单产高，品质好。试验表明，发酵好的培养料装袋、常压灭菌后，单独接种链孢霉后该菌丝不能正常生长；菌包两头分别接种毛木耳、链孢霉时，毛木耳菌丝正常生长，最终覆盖整个菌包，并正常出耳。未发酵培养料直接常压灭菌时，较易出现灭菌不彻底等问题，养菌、出耳期间感染链孢霉的风险很大，且一旦感染，扩散速度极快，最终往往造成“全军覆灭”；未发酵培养料参照杏鲍菇菌包高压灭菌时，基本未出现灭菌不彻底等现象，恒温养菌，在适温条件下出耳，其第一潮木耳产、质量稍优于发酵后常压灭菌菌包的第一潮耳；未发酵培养料高压灭菌的，若接种后直接大棚内上架、养菌，闽南地区9月当地平均温度26～34℃，菌包极易出现“烧菌”，严重影响菌包质量，且容易感染链孢霉，最终严重影响产量和质量。本研究表明，毛木耳培养料经过较长时间发酵后，全氮含量较未发酵料提高了90.02%，C/N从88.0降至43.92，而粗纤维和可溶性糖则分别降低了13.78%、73.33%，毛木耳发酵料不容易感染链孢霉，可能与可溶性糖等物质的减少有关[7]。

本文对毛木耳发酵堆料中的微生物群落进行16S rDNA测序，能够有效利用该方法将各发酵时期分开，并得到各个时期属及以上分类水平的指示物种信息。笔者检测到木耳堆料发酵的优势菌中有放线菌门、厚壁菌门等。张丽丽[18]发现，主导秸秆木质纤维素降解的功能微生物包括细菌中的放线菌门（Actinobacteria）、厚壁菌门（Firmicutes），这与本研究结果一致。宏基因组学的运用确立了嗜热放线菌在木质纤维素生物降解方面的关键地位，及其产生降解酶的工业开发潜力[19]。笔者还发现，在发酵过程中，噬热菌是堆肥过程中的优势菌，在培养料发酵中升温和维持高温有重要的作用，这些微生物群落将培养料生物质转变为简单的无机物，可供菌丝生长利用，同时在降解过程中释放热量，使堆肥内部产生高温，在加速堆肥熟化过程中同时灭杀了病原微生物，即使堆肥完成后的灭菌不完全，在此阶段也减少了有害菌的增殖[20]。在D10时期，假黄单胞菌属可作为该时期的指示物种，Anna等[21]研究发现，堆肥过程中，该菌属与纤维素的迅速降解相关。Angolucci等[22]在以橄榄枝废料为原料的堆肥中加入芽孢杆菌和假黄单胞菌剂，提高了对橄榄枝的降解能力。

由于16S rDNA测序本身的局限性，本研究并不能精确定位到具体的物种信息，为更全面地了解微生物群落的多样性，使测定结果更准确科学，未来的研究应更多地运用宏基因组[8]，对指示物种进行更加精确的检测，以便对特定物种进行深入研究，科学指导堆肥发酵。同时，本研究的样本量有待进一步扩大来确证本文检测到的信息真实可靠，为毛木耳发酵料质量把控提供更可靠、具体的参考指标。由于微生物菌群动态受到培养料透气性、pH、C/N等理化性质的影响[23]，在后续的深入研究中，有必要针对不同来源的培养料，细化监测相关指标，针对特定培养料优化出最佳的发酵条件，进一步提高发酵料质量。黄保敬[24]在研究蘑菇发酵料选择性成因时指出，发酵后的培养料含有微生物残体及代谢物、微生物多糖、木质素蛋白质复合体、木质素腐殖质复合体等，这些物质有利于蘑菇菌丝的生长。闽南地区菇农在毛木耳栽培的生产实践中选择培养料先发酵较长时间，再灭菌、接种，是符合当地气候特征和栽培条件的。发酵料对毛木耳的影响是全方位的、综合的。本研究初步显示，毛木耳发酵料不容易感染链孢霉可能与可溶性糖等物质的减少有关，是否还与发酵过程中产生的其他物质如微生物残体及代谢物等有关，具体是哪些物质起作用，对发酵料质量影响的重要性如何，这些均有待深入研究。

毛木耳木屑培养料经过较长时间发酵后，全氮含量较未发酵料提高了90.02%，C/N从88.00降至43.92，而粗纤维和可溶性糖则分别降低了13.78%、73.33%。在发酵过程中，放线菌门、变形菌门与拟杆菌门的相对丰度都随着翻堆次数与发酵时间的增加而下降，噬热菌是堆肥过程中的优势菌，在培养料发酵中升温和维持高温有重要的作用，尿素芽孢杆菌属随着翻堆次数与发酵时间的增加而显著性提高，是发酵后期的优势菌属。另外，尿素芽孢杆菌属与嗜热共生杆菌属越靠近发酵后期其丰度会显著变高，可以作为发酵后期、发酵料堆成熟的指示物种。

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The Dynamics of Bacterial Community in Fermentation Pile of

YUAN Bin1HUANG Yining2LIAN Yanping1KE Lina1WU Zhenqiang1DENG Youjin3

(1. Zhangzhou Institute of Agricultural Sciences, Zhangzhou, Fujian 363005, China; 2. Zhangzhou Vocational and Technical College, Zhangzhou, Fujian 363000, China; 3. Mycological Research Center, Fujian Agriculture and Forestry University, Fuzhou, Fujian 350002, China)

Explore the diversity of microbial communities and marker species during the fermentation process of thecultures. Mix the fermented culture material to build a pile. After it was done, it would be naturally fermented. The fermentation cycle was 40 days. From the beginning, five parallel samples were taken every ten days using the 5-point sampling method, five groups of up to 25. 16S rDNA amplicon libraries construction and sequencing were performed on these samples and then subject to data analysis. The experimental results showed that the fermentation pile had abundant microbe, and there were 2 807, 2 271, 2 553, 2 465 and 2 106 OTUs in each group, and the pile build-up time had the most abundant OTUs, and the fermentation terminal had the least. PCA analysis revealed that samples in the same group were located closer, while those from different groups separated. UPGM clustered samples from the same group in one clade. In the genus level, the abundance ofandwas getting higher, with the relative one of 0.53%, 18.51%, 20.31%, 37.10%, and 40.85% for, and 2.90%, 4.69%, 6.88%, 7.22%, and 18.27% for. However, the abundance ofanddeclined during the fermentation, from 14.55% and 13.42% in the beginning to 1.82% and 0.08% after the fermentation was completed. The α diversity of the fermentation pile microbial has a downward trend with a partial rebound in the D20. PCA and UPGM data analysis can distinguish every fermentation time point. In the genus level, the fermentation pile microbes were dominant byandin the beginning, changed toandin the end.

; fermented material; 16S rDNA Sequencing

TS235.1

A

10.12008/j.issn.1009-2196.2023.09.008

2022-10-26；

2022-12-19

财政部和农业农村部“国家现代农业产业技术体系”（No.CARS—20）；福建省科技计划项目农业引导性（重点）项目（No.2019N0054）。

袁滨（1984—），男，硕士，副研究员，研究方向为食药用菌育种和栽培，E-mail：yuanbin07031@163.com。

邓优锦（1980—），男，博士，副教授，研究方向为食用菌遗传育种与栽培技术，E-mail：dengyoujin1980@163.com。

（责任编辑 龙娅丽）