摘除花蕾对林下参不同部位中人参皂苷和植物激素含量的影响

罗嘉仪，罗旖璐，韩红亮，Galina Ramskaya，徐 娟，林学镁，申玲玲，何 新*，纪瑞锋*

摘除花蕾对林下参不同部位中人参皂苷和植物激素含量的影响

罗嘉仪1，罗旖璐1，韩红亮1，Galina Ramskaya2，徐 娟3，林学镁3，申玲玲4，何 新1*，纪瑞锋1*

1. 广东药科大学，广东 广州 510006 2. 莫斯科国立谢东诺夫第一医科大学，莫斯科 119991 3. 拉芳家化股份有限公司，广东 汕头 515041 4. 岛津企业管理（中国）有限公司广州分公司，广东 广州 510640

考察摘除花蕾对林下参叶片、叶柄、茎顶端、茎中部、茎基部、芦头、根皮、根心、侧根及须根主要人参皂苷和植物激素水杨酸、脱落酸含量的影响，研究人参皂苷含量变化与植物激素的相关性，为林下参的种植方式优化提供依据。基于UPLC-MS/MS技术分别建立含量测定方法，对林下参10个部位主要人参皂苷和植物激素进行测定，运用单因素分析评价林下参摘蕾与否的质量差异，并采用Spearman相关性分析方法探讨植物激素与人参皂苷含量的相关性。所建立的含量测定方法稳定可行；摘蕾组林下参地下部位中参皮（＜0.05）和侧根部位（＜0.001）中人参总皂苷含量显著增加，地上部位包括林下参叶、叶柄与茎总人参皂苷含量均显著降低（＜0.001）；摘蕾组人参皂苷Rd在芦头（＜0.05）、根皮（＜0.01）中的含量显著上升。摘蕾组参皮和参心中水杨酸含量显著降低（＜0.001）。水杨酸与人参皂苷Rb1、人参皂苷Rg1含量呈正相关，与人参皂苷Rg3、人参皂苷F1含量呈负相关。摘除花蕾可显著提高林下参除须根外地下部位主要人参皂苷总含量，并使地上部位人参皂苷含量降低，提高林下参综合经济价值。摘除花蕾可引起内源性水杨酸含量变化，且该变化人参皂苷含量与人参皂苷含量变化有相关性。

林下参；摘蕾栽培；人参皂苷Rb1；人参皂苷Rg3；人参皂苷Rd；水杨酸；脱落酸；UPLC-MS/MS

人参为五加科人参属植物人参C. A. Meyer的干燥根和根茎，人参叶为其干燥叶，两者均具有补气、益肺、生津的功效[1]。播种或移栽于森林之下的人参称之为林下参，林下参全株均含有人参皂苷，其种类和含量是影响林下参药理作用和药材质量的主要因素，其中人参皂苷Rb1、人参皂苷Re和人参皂苷Rg1为《中国药典》2020年版规定的林下参药材质量控制的重要指标[1]。

在中药栽培生产实践中，摘除花蕾可以节约药用植物生殖活动所消耗的能量及物质使其更多地被用于营养生长，从而提高药用植物的总生物量[2-3]。20世纪80～90年代[4-5]，我国即有摘蕾可以提高人参产量10%～30%，西洋参摘蕾有效提高单产37%的报道，在国家标准《人参优质种植技术规范》中明确规定园参的种植“除留种田外，应及时掐掉花蕾”，但是对于林下参现有的国家标准、地方标准及团体标准中并无摘蕾的规定[6-9]。近年来在林下参的栽培生产过程中，出现了摘蕾以进一步提高产量的现象，但是摘蕾对林下参不同部位人参皂苷含量影响的研究尚不多[10]。

植物激素是植物体内的小分子化合物，调控着植物的休眠、生殖以及次生代谢物合成[11]等几乎所有生命活动。水杨酸、脱落酸是目前研究较为深入的影响植物次生代谢物合成的植物激素，已有研究表明外源水杨酸、脱落酸可引起人参、西洋参中人参皂苷含量变化[12-13]。因此，外界刺激引起的人参皂苷含量变化可能与水杨酸、脱落酸等植物激素的含量变化呈现较高的相关性，即外界刺激可能通过影响水杨酸、脱落酸等植物激素含量，继而引起人参皂苷的含量变化。

综上所述，目前摘蕾对林下参不同部位人参皂苷和植物激素影响的研究尚不多，本实验基于UPLC-MS/MS技术探讨摘蕾引起的林下参不同部位主要人参皂苷含量和植物激素的变化，并初步探讨了人参皂苷与水杨酸、脱落酸2种植物激素含量变化的相关性，为林下参栽培过程中是否摘蕾提供参考依据。

1 材料、仪器与试剂

1.1 仪器

QUINTIX125D-1CN型十万分之一电子分析天平，北京赛多利斯仪器系统有限公司；岛津LC-40D X3plus四元泵，岛津SIL-40C X3自动进样器，岛津CTO-40S柱温箱，岛津LCMS-8045三重四极杆质谱仪，日本岛津公司；Sigma 3-30K型高速台式离心机，德国默克公司；MD200-2氮吹仪，杭州奥盛仪器有限公司；ZQTY-50V台式全温振荡培养箱，上海知楚仪器有限公司；SB-5200DTD超声波清洁仪，宁波新芝生物科技股份有限公司。

1.2 材料

将同一年播种且生长环境及日常管理完全一致的林下参分为2组，其中未摘蕾（CK）组林下参种植年限为21年，自然生长，无额外干预；摘蕾（BR）组林下参在种植的第15年开始连续摘蕾7年直至其年限为21年。本研究所用上述2组药材于2021年8月采自吉林省集安市，经广东药科大学纪瑞锋博士鉴定为五加科人参属植物人参C. A. Meyer林下参鲜样，所有样品留样于广东药科大学中药学院。

1.3 试剂

对照品人参皂苷Rb1（批号DSTDR000601）、人参皂苷Rd（批号DST200703-015）、人参皂苷Re（批号DSTDR001401）、人参皂苷F1（批号DST200302-025）、人参皂苷Rg1（批号DST200722-009）、人参皂苷Rg2（批号DST200518-010）、人参皂苷Rg3（批号DST191107- 011），均购自成都曼思特生物科技有限公司，质量分数均≥98%；水杨酸（批号H31A10B96366）、脱落酸（批号A09N11L130206），购自上海源叶生物；质谱级甲醇（批号I1101035028），购自德国Merck公司；甲酸（批号L2300107，质量分数≥98%）购自上海安谱实验科技股份有限公司。

2 方法

2.1 样品前处理

CK组和BR组各3个生物学平行，全株采挖，快速擦拭表面泥土，切分为10个部位，分别为地上部位：叶片、叶柄、茎顶端（自叶柄开始的茎上段部位，约为茎总长度的1/3）、茎中部（茎中间部分的1/3）、茎基部（自芦头开始的茎下段部位，约为茎总长度的1/3），地下部位：芦头、根皮、根心、侧根、须根。以上10个部位锡箔纸包裹后放入液氮，备用。

2.2 供试品溶液的制备

2.2.1 人参皂苷溶液[14]林下参样品快速液氮研磨，精密称取0.1 g研碎的样品，加入2 mL 70%甲醇水溶液，超声提取30 min（100 Hz、50 ℃），超声后补足损失体积，过0.22 µm微孔滤膜，取续滤液，即得。

2.2.2 植物激素溶液[15]林下参样品快速液氮研磨，精密称取50 mg研碎的样品，平行3份，分别加入500 µL提取溶液（异丙醇-纯水-浓盐酸2∶1∶0.002），摇床振摇提取（100 r/min、30 min，4 ℃）；加入1 mL二氯甲烷，摇床振摇萃取（100 r/min、30 min、4 ℃）；离心机离心（13 000 r/min、5min，4 ℃）；吸取900 µL有机相至2 mL离心管；氮吹仪吹干，150 µL初始流动相复溶，过0.22 µm微孔滤膜，取续滤液，即得。

2.3 对照品溶液的制备

分别称取人参皂苷Rb1、人参皂苷Rd、人参皂苷Re、人参皂苷F1、人参皂苷Rg1、人参皂苷Rg2、人参皂苷Rg3对照品，精密称定，加入色谱甲醇配制成人参皂苷检测成分混合对照品溶液，质量浓度分别为0.162、0.185、0.075、0.110、0.077、0.050、0.050 mg/mL，加入色谱甲醇逐级稀释，配制成7种质量浓度梯度的标准曲线工作溶液。

分别称取水杨酸和脱落酸对照品，精密称定，加入色谱甲醇配制成植物激素检测成分混标溶液，水杨酸和脱落酸的质量浓度分别为2.00 µg/mL和2.16 µg/mL；加入色谱甲醇逐级稀释制成7个质量浓度梯度的标准曲线工作溶液。

2.4 色谱与质谱条件

2.4.1 人参皂苷检测条件 （1）色谱条件 Waters ACQUITY UPLC ACQUITY BEH色谱柱（100 mm×2.1 mm，1.7 µm）；流动相为0.1%甲酸水（A）-甲醇（B），洗脱梯度为0～1 min，10%B；1～9 min，10%～60% B；9～12 min，60%～65% B；12～14 min，65%～70% B；14～23 min，70%～80% B；23～26 min，80%～85% B；26～29 min，85%～95% B；体积流量为0.5 mL/min；柱温为40 ℃，进样量为1 µL。

（2）质谱条件 ESI离子源；扫描模式为正负离子切换，多反应监测（multiple reaction monitoring，MRM）模式检测；雾化气流量3.0 L/min；干燥气流量10.0 L/min；加热气流量10L/min；接口温度300 ℃；去溶剂管温度（desolvation line，DL）250 ℃；加热块温度 400 ℃；碰撞诱导解离电压（collision induced dissociation，CID）270 kPa。人参皂苷成分MRM参数见表1。

2.4.2 植物激素检测条件 （1）色谱条件 Waters ACQUITY UPLC ACQUITY BEH色谱柱（100 mm×2.1 mm，1.7 µm）；流动相为流动相为0.1%甲酸水（A）-甲醇（B），洗脱梯度为0～1 min，10% B；1～6 min，10%～15% B；6～16 min，15%～66% B；16～19 min，66%～95% B；体积流量为0.5 mL/min；柱温为40 ℃，进样量为5 µL。

（2）质谱条件：ESI离子源；扫描模式为正负离子切换，MRM模式检测；雾化气流量3.0 L/min；干燥气流量10.0 L/min；加热气流量10 L/min；接口温度300 ℃；DL温度250 ℃；加热块温度400 ℃；CID270 kPa。植物激素成分MRM参数见表1。

2.5 方法学考察

2.5.1 线性关系考察 取“2.3”项下制备的梯度质量浓度混合对照品工作溶液，按上述色谱质谱条件进行样品分析，记录色谱图及峰面积。以峰面积为纵坐标（），质量浓度为横坐标（），进行线性回归；结果表明，在考察范围内，7种人参皂苷成分与2种植物激素的浓度与峰面积呈良好的线性关系，均大于0.990，见表2。取上述混合对照品适量，用70%甲醇稀释成浓度为梯度由高到低的系列溶液，进样，取信噪比（/）为3和/为10的混合对照品溶液作为待测成分的检测限（LOD）和定量限（LOQ）。

表1 植物激素与人参皂苷的MRM优化结果

表2 人参皂苷成分与植物激素的回归方程、r、线性范围、LOD和LOQ

2.5.2 精密度试验 精密吸取同一混合对照品溶液，按“2.4”项下条件连续进样6次，记录待测成分的峰面积，并计算峰面积的RSD值，考察精密度。人参皂苷Rb1、人参皂苷Rd、人参皂苷Re、人参皂苷F1、人参皂苷Rg1、人参皂苷Rg2、和人参皂苷Rg3的精密度分别为4.77%、1.25%、1.20%、2.96%、1.19%、1.9%、3.89%；水杨酸、脱落酸的精密度为2.99%、1.72%。

2.5.3 稳定性试验 取CK组林下参叶样品，按按“2.2”项下植物激素以及人参皂苷供试品制备方法分别平行制备6份供试品，室温放置，分别于0、2、4、6、12、24 h按“2.4”项下条件进样，记录待测成分的峰面积，并计算峰面积的RSD值，考察稳定性。人参皂苷Rb1、人参皂苷Rd、人参皂苷Re、人参皂苷F1、人参皂苷Rg1、人参皂苷Rg2、和人参皂苷Rg3分别为2.23%、1.84%、2.55%、4.22%、1.09%、2.37%、2.61%；水杨酸和脱落酸分别为2.87%、2.89%。

2.5.4 重复性试验 取CK组林下参叶样品，按“2.2”项下植物激素以及人参皂苷供试品制备方法分别平行制备6份供试品，按“2.4”项下条件进行测定，记录待测成分的峰面积，并计算峰面积的RSD值。人参皂苷Rb1、人参皂苷Rd、人参皂苷Re、人参皂苷F1、人参皂苷Rg1、人参皂苷Rg2、和人参皂苷Rg3分别为1.81%、2.41%、1.31%、1.58%、3.43%、2.54%、2.79%；水杨酸和脱落酸分别为2.99%、1.72%，表明重复性良好。

2.5.5 加样回收率试验 称取已测定的液氮研碎样品（CK组林下参叶）6份，每份约0.05 g，精密加入一定量的混合对照品溶液，分别按“2.2”项制备供试品，按“2.4”项条件进样测定各成分含量，计算其回收率。人参皂苷Rb1、人参皂苷Rd、人参皂苷Re、人参皂苷F1、人参皂苷Rg1、人参皂苷Rg2、和人参皂苷Rg3的平均回收率分别为101.83%、114.69%、109.51%、105.53%、104.70%、103.95%、98.23%；RSD分别为2.3%、1.3%、4.3%、2.3%、5.3%、2.3%、1.3%；水杨酸和脱落酸的平均回收率分别为94.26%和100.57%；RSD分别为2.3%、1.3%。

2.6 数据处理

采用Labsolutions 工作站进行测定物浓度计算，用Excel进行数据整理，用 SPSS 24.0 进行统计分析，用R 语言（ggplot2 package、corrplot package）进行图表绘制。

3 结果与分析

3.1 UPLC-MS/MS定量分析结果

2种UPLC-MS/MS定量分析方法可分别使7种人参皂苷（图1-A）和2种植物激素分离（图1-B），可用于林下参不同部位人参皂苷及植物激素的含量检测。

图1 目标化合物总离子流图

3.2 摘除花蕾对林下参质量的影响

3.2.1 摘除花蕾对林下参不同部位主要人参皂苷含量的影响 按“2.1”项下方法处理样品，“2.2”项下方法制备人参皂苷供试品，“2.4”项下色谱质谱条件进行检测。人参皂苷Rg1、人参皂苷Rb1和人参皂苷Re为人参药材质量的主要指标成分[1]，三者含量之和计为主要人参皂苷，2组样品主要人参皂苷见图2-A；所测7种人参皂苷含量之和计为总人参皂苷，2组样品中总人参皂苷比较见图2-B。

BR组林下参地下部位中主要人参皂苷和总人参皂苷含量均高于CK组林下参，其中根皮（＜0.05）、须根（＜0.05）2个部位具有显著性差异，芦头及根心部位无显著性差异；然而，对于地上部位而言，BR组主要人参皂苷和总人参皂苷含量均显著低于CK组（0.0001)。2组林下参根皮中的人参皂苷含量均明显高于根心（＜0.05）。

3.2.2 摘除花蕾对林下参不同部位单体人参皂苷含量的影响 林下参各部位人参皂苷含量见图3及表3，与CK组比较，BR组人参皂苷Rb1在芦头和侧根中含量显著增加（＜0.05），在须根和叶中显著降低（＜0.05）。BR组人参皂苷Rg1在侧根以及须根中含量显著升高（＜0.01），在叶中的含量显著降低（＜0.05）。BR组中，人参皂苷Re在芦头、叶、叶柄以及须根中均显著下降（＜0.05），均少于CK组的50%。BR组人参皂苷Rd在芦头（＜0.05）、根皮（＜0.01）中的含量显著上升，其中芦头中的Rd增至CK组的12倍以上。与CK组比较，BR组人参皂苷Rg2含量在侧根、须根和叶中的含量显著升高（＜0.05）。BR组人参皂苷Rg3在叶中的含量显著升高，增至CK组（＜0.01）的10倍以上，在其他部位无显著性差异。2组间人参皂苷F1含量无显著性差异。

LT-芦头 GP-根皮 GX-根心 CG-侧根 G-须根 Y-叶 YB-叶柄 JL-茎基部 JM-茎中部 JH-茎顶端 BR与CK组比较：*P＜0.05 **P＜0.01

LT-芦头 GP-根皮 GX-根心 CG-侧根 G-须根 Y-叶 YB-叶柄 JL-茎基部 JM-茎中部 JH-茎顶端

表3 林下参不同部位单体人参皂苷含量(, n = 3)

与CK组比较：*＜0.05**＜0.01

*< 0.05**< 0.01CK group

3.3 摘蕾对人参影响的机制

3.3.1 摘蕾对林下参不同部位植物激素含量的影响 取“2.1”项下同样的林下参植株，按“2.2”项下制备方法制备植物激素供试品，按“2.4”项下色谱质谱条件进行检测，BR组和CK组不同部位植物激素的含量分布结果见表4和图4。

2组林下参中的水杨酸在参皮、参心间含量无显著差异性，其他部位均具有显著性差异（＜0.05）。CK组林下参中脱落酸在不同部位间的分布无显著性差异，但在BR组中，地上部位与地下部位含量分布具有显著性差异（＜0.05），须根与其他部位的脱落酸含量均具有显著性差异（＜0.05）。林下参茎中每段间的植物激素含量无显著性差异。

表4 CK组与BR组中不同部位植物激素的含量分布(, n = 3)

“—”表示含量低于检测限；同列数据不同字母表示显著性差异（＜0.05）

The symbol“—”means below LOQ; Different letters in the same column indicate significant difference (< 0.05)

LT-芦头 GP-根皮 GX-根心 CG-侧根 G-须根 Y-叶 YB-叶柄 JL-茎基部 JM-茎中部 JH-茎顶端；BR组与CK组比较：*P＜0.05 **P＜0.001

相比于CK组，BR组根皮、根心水杨酸含量显著降低（＜0.05）；CK组中，叶柄和茎中水杨酸含量低于检测限，BR组中水杨酸含量显著升高；其他部位水杨酸含量在两组间无显著性差异。2组间林下参不同部位脱落酸含量变化无显著性差异。

3.3.2 水杨酸、脱落酸与人参皂苷含量分布相关性 采用IBM SPSS 26和R Studio软件，对2组样品人参皂苷以及植物激素含量进行Spearman相关性分析、双尾显著性检验，从而分析林下参中脱落酸和水杨酸与人参皂苷的含量分布相关性，结果见图5。

水杨酸与人参皂苷Rb1（＝0.467，＜0.01）、人参皂苷Rg1（＝0.294，＜0.05）呈正相关，与人参皂苷Rg3（＝−0.257，＜0.05）和人参皂苷F1（＝−0.355，＜0.01）呈负相关。脱落酸与人参皂苷Re（＝0.257，＜0.05）、人参皂苷F1（＝0.258，＜0.05）呈正相关。水杨酸与总人参皂苷含量（＝0.266，＜0.05）呈正相关，与主要人参皂苷含量（＝0.304，＜0.05）呈正相关。

4 讨论

4.1 色谱条件考察

高效液相色谱质谱联用法具有专属性强、定量限低和分析时间短等优点，近年来越来越多地用于人参药材中人参皂苷和植物激素的含量测定[16-17]。人参体内植物激素水杨酸与脱落酸含量极低，数量级约为10−8～10−7，因此适合使用高效液相色谱质谱联用法进行测定。针对人参皂苷和植物激素检测，本实验比较了甲醇-水、甲醇-水（0.05%甲酸）、甲醇-水（0.1%甲酸）洗脱系统，结果表明采用甲醇-水作为洗脱系统时，人参皂苷及植物激素的离子化效果差；采用甲醇-0.1%甲酸水溶液作为洗脱系统时，人参皂苷时离子响应效果最好；而采用甲醇-0.05%甲酸水溶液与甲醇-0.1%甲酸水溶作为液洗脱系统，植物激素响应效果无差别，因此选用甲醇-0.1%甲酸水溶液进行洗脱。

左下角数值为P值，右上角颜色表示r值

本实验成功建立了可用于人参皂苷含量测定及人参內源植物激素含量测定的UPLC-MS/MS方法，并对林下参10个不同部位中的7种人参皂苷Rb1、人参皂苷Rg1、人参皂苷Rg3、人参皂苷Rg2、人参皂苷Rd、人参皂苷Re、人参皂苷F1及2种植物激素水杨酸、脱落酸进行了含量测定，所建立的方法稳定可行。

4.2 林下参不同部位人参皂苷的分布规律及摘蕾对其的影响

研究表明摘蕾可显著提高园参、三七及西洋参的产量及人参皂苷含量[4-5, 18]。为了考察摘蕾对林下参品质的影响，本实验对未摘蕾及摘蕾林下参中7种人参皂苷含量进行测定。人参皂苷含量部位间分布差异大[19]，且分布差异与运输密切相关[20-21]，Schramek等[20]用13C标记的同位示踪法发现，人参皂苷合成的前体存在从叶子转移到根中的现象。Kim等[22]与Han等[23]研究小组发现，人参皂苷分布与基因表达并不一致，由此可以推测，人参皂苷含量在叶片、叶柄、茎顶端、中部、基部、芦头、根皮、根心、侧根与须根的空间分布可能呈依次递增或递减规律。因此本实验将林下参切分为10个部位并对其含量分别进行检测。本实验结果表明，正常生理状态下，地上部分人参皂苷总含量叶＞叶柄＞茎顶端＞茎中部＞茎基部，即人参皂苷总含量在叶、叶柄与茎中呈递减规律，这可能是人参皂苷由叶片合成然后运输到根造成的，与前期文献报道相符[22-23]。摘蕾后人参皂苷在地上部位的含量均降低，但其含量递减现象与正常组基本一致。

与未摘蕾组相比，摘蕾组林下参地下部位除须根部位外中主要人参皂苷和总人参皂苷含量均上升，地上部位主要人参皂苷和总人参皂苷含量均显著降低。考虑到须根在林下参植株总生物量中占比较少，因此摘除花蕾可提高林下参药材整体质量，但是林下参来源的人参叶药材品质却有所下降。

4.3 摘除花蕾对林下参影响的植物激素相关机制

研究表明外源水杨酸及脱落酸处理对人参皂苷的含量有显著影响，例如，外源水杨酸处理可以提高林下参根中人参皂苷Rb1、人参皂苷Rg1、人参皂苷Re等人参皂苷的含量[12]。

研究表明水杨酸及脱落酸均参与调控植物人参皂苷的生物合成，例如水杨酸通过提高人参合成酶活性，促进人参皂苷积累[12]，脱落酸通过上调人参皂苷合成酶相关基因启动子的表达，影响西洋参人参皂苷的积累[13, 24]。因此，本实验对林下参不同部位水杨酸及脱落酸的含量进行了检测。摘蕾对不同部位水杨酸的含量变化有显著影响。植物在受到外界环境刺激时可通过调控水杨酸、脱落酸等植物激素，促进次生代谢物的合成来抵御环境胁迫[25]。水杨酸通过影响关键酶活性、关键酶基因差异表达、调控转录因子和启动子活性、植物激素间协同交互影响人参皂苷的生物合成和积累[26]。因此，摘蕾改变林下参中内源性水杨酸的含量，可能通过调控三萜类化合物在生物合成中的关键酶活性或基因差异表达，进而影响人参皂苷的合成与运输。

摘除花蕾可提高林下参除须根外地下部位人参皂苷含量，并使地上部位人参皂苷含量降低，因此摘除花蕾可提高林下参药材整体质量，但是林下参来源的人参叶药材品质却有所下降。但林下参根和根茎经济价值更高，因此摘除花蕾可以提高林下参的综合经济价值。摘除花蕾可能通过改变内源性水杨酸的含量，从而调控林下参的生理活动，最终引起人参皂苷的含量变化。本研究阐明了摘除花蕾对林下参中人参皂苷和植物激素含量的影响，为林下参种植方式选择提供理论依据。

利益冲突 所有作者均声明不存在利益冲突

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Influence of buds removal on content of ginsenosides and phytohormones in different part of similar wild

LUO Jia-yi1, LUO Yi-lu1, HAN Hong-liang1, Galina Ramskaya2, YU Juan3, LIN Xue-mei3, SHEN Ling-ling4, HE Xin1, JI Rui-feng1

1. Guangdong Pharmaceutical University, Guangzhou 510006, China 2. I.M. Sechenov First Moscow State Medical University, Moscow 119991, Russia 3. Lafang China Co., Ltd., Shantou 515041, China 4. Guangzhou Analytical Applications Center, Shimadzu (China) Co., Ltd., Guangzhou 510640, China

To provide basis for the optimization of planting mode of, and investigate the effects of buds removal on the contents of main ginsenosides and plant hormones like salicylic acid and abscisic acid in various parts of similar wild ginseng, including aerial part: leaf, petiole, stem tip, middle part stem base, and underground part: rhizome, root bark, root heart, lateral root and fibrous root. Moreover, the further study focus on the correlation of content between ginsenosides and plant hormones.The major ginsenosides and plant hormones ofin 10 parts were accurately quantified using UPLC-MS/MS technology. The quality ofaffected by buds removal was evaluated using one-way ANOVA, and the correlation between the content of plant hormones and ginsenosides was investigated using Spearman correlation analysis.The methodologies that had been established were reliable and practical. Total ginsenosides in root bark (＜0.05) and lateral root (＜0.001) of similar wild ginseng in the buds removed group were significantly increased, whereas total ginsenosides in aboveground parts of similar wild ginseng, including leaves, petioles, and stems, were significantly decreased (＜0.001). The contents of ginsenoside Rd in rhizome(＜0.05) and root bark (＜0.01) in buds removed group were significantly increased. The contents of salicylic acid in the root bark and root heart of ginseng in buds removed group were significantly decreased (＜0.001). Salicylic acid was positively correlated with ginsenoside Rb1and Rg1, and negatively correlated with ginsenoside Rg3and F1contents.Removal of buds significantly increased the content of total ginsenosides in the underground parts ofexcept fibrous roots, but decreased in the above-ground part, leading to an increase in the comprehensive value of forest cultivated ginseng. Furthermore, buds removal can cause changes in salicylic acid content, which was correlated to the change of ginsenoside contents.

C. A. Meyer; buds removal; ginsenoside Rb1; ginsenoside Rg3; ginsenoside Rd; salicylic acid; abscisic acid; UPLC-MS/MS

R286.2

A

0253 - 2670(2023)04 - 1243 - 09

10.7501/j.issn.0253-2670.2023.04.025

2022-08-06

2022年广东省科技创新战略专项资金（“攀登计划”专项资金）（pdjh2022a0260）；2021年汕头市精细化工企业引进科技领军人才团队及进口替代攻关专项资金项目（STLT2021007）；广东省中医药局科研项目（20212125）；2021年度广东省科技创新战略专项资金（“攀登计划”）（pdjh2021b0262）

罗嘉仪（1997—），女，在读硕士，从事中药分析及药效物质基础研究。E-mail: logaga2@163.com

何 新，博士生导师，教授，从事中药药理与中药药动学研究。E-mail: hexintn@gdpu.edu.cn

纪瑞锋，博士，讲师，从事中药物质基础与质量控制研究。E-mail: jiruifeng@edpu.edu.cn

[责任编辑 时圣明]