水稻半育突变体sfp10的生理特征分析及基因定位

李秋平 张春龙 杨 宏 王 拓 李 娟 金寿林 黄大军 李丹丹,2, 文建成,

水稻半育突变体的生理特征分析及基因定位

李秋平1张春龙1杨 宏1王 拓1李 娟1金寿林1黄大军1李丹丹1,2,*文建成1,*

1云南农业大学稻作研究所, 云南昆明 650201;2云南省作物生产与智慧农业重点实验室, 云南昆明 650201

以水稻花粉半育性突变体与籼稻93-11构建的高世代回交导入系()为研究对象, 与野生型93-11相比, 突变体在在株高、叶长、叶宽、分蘖数、花粉数量等农艺性状上均未发现显著差异, 但花粉育性却显著下降。花粉镜检及花粉发育后期的扫描电镜观察结果显示,突变体部分花粉在发育后期淀粉积累减少并最终败育。花粉发育相关生理指标检测结果表明, 突变体花药中脯氨酸和淀粉的含量显著下降; 蔗糖在突变体穗部上游组织(源叶、库叶、茎)中积累量显著增加, 但穗部含量却明显减少, 说明蔗糖到穗部的运输过程受到影响。遗传分析表明,突变体性状受1对隐性核基因控制, 基因初定位将突变位点定位于水稻10号染色体RM25389和RM25404之间的398 kb区间内, 该区间包含3个与蔗糖转运相关的基因和1个与淀粉合成相关的基因。本研究为进一步开展花粉半育性调控基因的精细定位、基因功能及调控机制的深入研究奠定基础。

水稻; 半育性植株;; 基因定位; 淀粉积累

花粉发育是水稻生殖发育的重要过程, 其育性高低是水稻育种和衡量经济产量的关键[1]。水稻花粉发育调控是一个十分复杂的生物学过程, 从小孢子母细胞形成到花粉粒的最终成熟, 每个阶段都需要特定基因的协同作用, 任何参与水稻花粉发育的基因发生突变, 都有可能导致花粉的异常发育[2]。

根据雄性细胞的发育特点及药壁组织的形态变化, 冯九焕等[3]将水稻花粉发育的过程划分为8个时期。孢子体和配子体的转录组数据表明, 约有7200个基因在成熟的花粉中特异性地高量表达, 参与水稻花粉发育后期的调控机制[4], 这些调节基因又被称为“晚期”基因[5]。目前, 已有大量的“晚期”基因被克隆鉴定, 例如,基因通过影响花粉后期淀粉的合成导致花粉育性降低[6]; 将基因敲除后, 小孢子减数分裂受到抑制, 花粉中的淀粉粒减小甚至消失, 致使水稻花粉育性和结实率显著降低[7];基因则通过影响己糖激酶的活性降低花粉中淀粉的利用效率, 最终导致花粉不能成熟和萌发[8]。因此, 水稻花粉后期发育过程中淀粉的快速合成、利用和积累对于花粉的育性及萌发有重要影响。

水稻花粉中大量积累的淀粉粒, 不仅是花粉成熟的标志, 还是花粉萌发必须的能量储藏[9], 然而目前对于调控水稻花粉中淀粉积累的相关基因及分子机制的研究还十分有限。但在另一个异养器官——种子, 淀粉的持续合成已经基本被研究清楚[10], 即蔗糖通过筛管被运输到异养组织(种子)附近, 再通过一些跨膜蛋白, 如蔗糖转运蛋白(SUTs)、糖转运大蛋白(SWEET)等, 被卸载转运到胚乳细胞[11-13], 随后在蔗糖合酶(SUS)的作用下, UDP和蔗糖一起被水解成为UDP-Glc和果糖[14], UDP-Glc在UGP酶的作用下被磷酸化, 成为Glc-1-P[15], 后经过AGP酶的催化,生成ADP-Glc[6], 成为淀粉的基本组成单元[16]。与种子类似, 花粉也属于异养器官, 因此, 上述淀粉合成机制也可作为研究花粉中淀粉积累调控的重要参考, 同时水稻花粉后期发育不良突变体也是研究花粉淀粉合成机制的突破口。

根据贺和初对水稻单株育性的定义, 花粉育性在35.0%～74.9%之间的水稻植株成为半育株[17]。由于水稻花粉在发育过程中受环境因素的影响较大, 半育株在水稻种植和生产中较为常见。然而, 也有一些半育株突变体不受环境的影响, 其花粉受核基因的调控育性一直偏低, 这将为水稻花粉发育机制的深入研究提供良好的材料。例如,基因转录后调控机制受到损害致使水稻花粉发育不良, 结实率显著下降[18];基因则通过调控花粉管的生长影响水稻结实率[19]。但总体上, 有关水稻半育株突变体分子机制的研究还非常有限。

本课题组前期筛选到一个水稻半育株突变体。以该突变体为研究对象, 对花粉后期发育过程中蔗糖、淀粉、脯氨酸含量等生理指标进行初步研究, 并对其花粉发育不良目标基因进行了初定位, 以期为发现影响花粉后期发育的新基因、深入了解其分子调控机制及在杂交水稻育种中的应用提供种质资源和理论基础。

1 材料与方法

1.1 试验材料

供试材料包括云南农业大学稻作研究所提供的籼稻花粉半育性突变体, 及其构建的突变体群体。该突变体发现于云南省红河州元阳县地方栽培品种冷水麻(Lengshuima, Lsm)中, 具体表现为花粉育性、结实率显著降低, 经多年栽培观察性状稳定, 由云南农业大学稻作研究所种质库保存。定位群体构建: 以突变体为母本与93-11为父本进行杂交产生杂种F1, F1自交产生F2定位群体。突变体的群体构建: 以为母本, 野生型籼稻93-11为父本杂交获得F1, 用亲本93-11连续回交3代, 获得回交BC3F1群体。所有材料均在4月至9月种植于云南农业大学稻作研究所昆明温室中, 田间管理与大田生产相同。

1.2 性状考察

在成熟期连续调查突变体和野生型93-11各20株的农艺性状, 包括株高、株有效穗数、每穗粒数、结实率、千粒重。

1.3 花粉育性检测

在抽穗期选取和93-11各5个单株穗子, 置于75%酒精中保存。镜检时, 每株取即将开花的3朵颖花(花药长达颖壳2/3), 每朵小花取3枚花药放入1% I2-KI染液中, 夹碎花药, 剔除药壁组织, 置于普通光学显微镜下(80倍)观察花粉染色情况。随机选取3个不同的视野照相记录, 并统计花粉粒。正常花粉粒为圆形深蓝色, 败育花粉粒为圆形浅染色或畸形不染色。

1.4 花粉电镜扫描

选取花粉发育六、七、八期的和93-11植株, 剥取主茎幼穗置于2.5%戊二醛溶液中, 在冰上抽真空后置于4℃冰箱中过夜固定, 用0.1 mol L–1的磷酸缓冲液冲洗样品3次, 每次10 min。之后, 分别用30%、50%、70%、80%、90%、95%的乙醇溶液对样品进行梯度脱水处理各10 min, 再用无水乙醇处理30 min, 待颖花干燥后, 用镊子挑出完整的6枚花药, 轻夹碎花药释放花粉粒, 剔除残余药壁, 用导电胶固定样品, 在日立FlexSEM-1000型扫描电子显微镜下观察和照相。

1.5 花药脯氨酸和淀粉含量测定

选取花粉发育八期的和93-11植株, 剥取幼穗置于冰盒中, 用镊子挑出完整花药, 用液氮预冷处理的离心管, 收集1 g花药, 置于-80℃冰箱保存。采用脯氨酸含量测定试剂盒(G0111F, 苏州格锐斯生物科技有限公司)和淀粉含量测定试剂盒(G0507F)分别测定和93-11花药中脯氨酸和淀粉含量, 测定方法参见说明书。

1.6 蔗糖含量测定

取不同生育时期(孕穗期、抽穗期、开花期、灌浆期)和93-11各5株的源叶、库叶、穗和茎, 分装于已作标记的取样袋中, 放于烘箱烘干(110℃杀青15 min, 70℃过夜)。将烘干材料放入研钵, 加入液氮研磨, 过100目筛, 取0.1 g样品, 保存于-80℃冰箱备用。

参照蒽酮硫酸法[20]检测不同时期各个组织中蔗糖含量。利用蔗糖标准品配置不同梯度浓度溶液, 于620 nm波长测定吸光度, 获得标准曲线。准确称取50 mg样品, 通过提取蔗糖、脱色等一系列反应, 并通过标准曲线最终获得各组织中的蔗糖含量。

1.7 遗传分析及基因定位

对F1代群体单株花粉育性进行调查和半育性性状遗传分析。并利用F2代群体对半育性性状基因进行定位。采用改良的CTAB法[21]提取野生型93-11、突变体和F2群体单株的全基因组DNA。基因定位采用集体分离分析法(BSA法), 选取F2代群体中育性正常表型和半育性表型株各20株的DNA, 等量混合构建正常表型和突变表型基因混池, 并用来自水稻的494对SSR标记进行PCR检测, 从中筛选到76对平均分布于水稻12条染色体上的多态性标记(标记信息见附表1, 以、93-11和2个DNA混池作为模板进行连锁分析, 利用800个F2代单株进行初步定位。PCR反应体系为: 模板DNA 2 μL、上下游引物(10 μmol L–1)各0.8 μL、2×PCR Mix 5 μL、ddH2O 3.4 μL。PCR程序: 94℃预变性4 min, 94℃变性30 s、55℃退火30 s、72℃延伸45 s, 共30个循环; 最后72℃下延伸5 min。PCR产物经8.0%非变性聚丙烯酰胺凝胶电泳, 0.1% AgNO3染色后在3‰的甲醛和NaOH中显色, 照相并统计基因型。

1.8 定位区间基因的信息分析

根据水稻基因组注释计划数据库(https://rapdb. dna.affrc.go.jp/viewer/gbrowse/irgsp1)中的基因注释信息对定位区间的基因功能进行查阅分析, 并利用本课题组已有发育后期水稻花粉转录组数据(野生型93-11开花前2～3 d花粉组织的转录组数据)对定位区间的基因进行GO富集分析和KEEG富集分析。

2 结果与分析

2.1 突变体sfp10的表型分析

突变体与野生型93-11相比, 在株高、叶长、叶宽、分蘖数4个性状上无差异, 生物产量、经济产量、主穗着粒数、结实率、千粒重5个经济性状上存在明显差异, 差异达到极显著水平(图1-A～C和表1)。突变体主穗的着粒数降低幅度最大, 仅为野生型的46.05%; 其次为结实率, 为野生型的63.92%; 经济产量和生物产量分别为野生型的64.51%和71.18%。花粉发育第八期的镜检结果显示, 野生型花药内的花粉粒饱满圆形, 被I2-KI染成深蓝色, 育性正常; 突变体花药内的正常花粉数量明显减少, 存在不被染色或染色浅的败育花粉(图1-B), 其花粉育性仅为野生型的68.44%, 育性显著降低(图1-C), 为半育株。

2.2 花粉扫描电镜形态观察

为进一步研究花粉后期的发育特点, 通过扫描电镜对野生型93-11和突变体发育第六、七、八期的花粉形态及数量进行了观察、比较和分析。结果显示, 在花粉发育后期的整个过程中, 突变体异常花粉体积要明显小于野生型(图2), 而正常花粉在野生型和突变体中形态却无明显差异(附表2)。其中, 在发育六期观察到野生型和突变体花粉的外壁都比较皱缩, 但突变体的皱缩程度更大(图2-A, B); 在发育七期, 野生型花粉的皱缩程度相对降低, 而突变体花粉仍有明显的皱缩(图2-C, D); 在发育八期, 野生型花粉粒表现圆形饱满, 突变体花粉粒则为干瘪状态(图2-E, F)。通过对各个时期花粉粒的长宽进行比较, 在长度上仅七期存在差异, 野生型长于突变体(图2-G); 在宽度上各个时期都存在差异, 突变体显著短于野生型(图2-H)。上述结果表明突变体中花粉后期发育受损, 花粉粒充实度和花粉壁干瘪是导致突变体花粉育性下降的主要原因。

2.3 花粉发育相关生理特征分析

在花粉成熟期(八期), 与野生型93-11相比, 突变体花药中脯氨酸和淀粉的含量明显下降, 降幅分别为39.09% (图3-A)和36.47% (图3-B), 淀粉积累减少影响花粉后期的发育, 最终影响花粉育性。对野生型与突变体4个时期(孕穗期、抽穗期、开花期、灌浆期)的源叶、库叶、茎秆和穗部4个器官中的蔗糖含量进行检测分析, 结果表明, 源叶中, 野生型和突变体在孕穗期、抽穗期和开花期的蔗糖含量无差异, 在灌浆期突变体的含量显著增加, 增加了82.73% (图3-C); 库叶中, 在孕穗期的含量无

差异, 但在抽穗期、开花期和灌浆期均发现突变体的含量显著增加, 分别增加了476.02%、100.71%和147.62% (图3-D); 茎秆中, 在孕穗期和抽穗期的含量无差异, 在开花期和灌浆期突变体的含量显著增加, 分别为37.90%和19.14% (图3-E); 穗中4个时期都存在差异, 突变体的含量均显著低于野生型, 在孕穗期、抽穗期、开花期和灌浆期分别降低了85.04%、70.87%、62.84%和19.86% (图3-F)。

图1 野生型93-11和突变体sfp10的表型分析

A: 93-11和灌浆期的植株; B: 93-11和的花粉镜检形态; C: 93-11和的花粉数量、花粉育性比较,**表示在0.01水平差异显著; D: 93-11和成熟期的小穗和单穗籽粒(上: 实粒; 下: 空瘪粒)。

A: single plant of 93-11 andat filling stage; B: I2-KI staining of pollen grains of 93-11 andC: comparison of pollen number and pollen fertility between 93-11 and,**:< 0.01. D: spikelet and grains of single panicle of 93-11 andat mature stage (above: solid grains; below: empty grains).

表1 野生型93-11和突变体sfp10主要农艺性状的比较

**表示在0.01水平差异显著。**:< 0.01.

图2 野生型93-11和突变体sfp10花粉发育后期的扫描电镜观察

A, B: 分别为93-11和花粉发育六期的花粉粒; C, D: 分别为93-11和花粉发育七期的花粉粒; E, F: 分别为93-11和花粉发育八期的花粉粒; G: 93-11和的花粉粒长; H: 93-11和的花粉粒宽。S6、S7、S8分别表示花粉发育六、七、八期,**表示在0.01水平差异显著。

A, B: pollen grains at the stage 6 of pollen development in 93-11 and, respectively; C, D: pollen grains at the stage 7 of pollen development in 93-11 and, respectively; E, F: pollen grains at the stage 8 of pollen development in 93-11 and, respectively; G: pollen grain lengthsof 93-11 and; H: pollen grain widths of 93-11 and. S6 and S7, S8 respectively pollen development stage 6, 7, 8.**:< 0.01.

图3 野生型93-11和突变体sfp10花粉发育相关生理指标

A: 93-11和花药中脯氨酸含量; B: 93-11和花药中淀粉含量; C～F: 93-11和源叶(C)、库叶(D)、茎部(E)、穗部(F)蔗糖含量。1: 孕穗期; 2: 抽穗期; 3: 开花期; 4: 灌浆期;**表示在0.01水平差异显著。

A: proline content in anthers of 93-11 and the; B: starch content in anthers of 93-11 and the; C–F: sucrose content of source-leaves (C), sink-leaves (D), stem (E), panicle (F) of 93-11 and1: booting stage; 2: heading stage; 3: flowering stage; 4: filling period;**:< 0.01.

2.4 遗传分析

对突变体和野生型93-11正反交F1代花粉育性考察, 都表现正常。对其F2代分离群体单株的花粉育性考察, 有736株表现花粉育性正常, 有257株表现半育性, 经过卡方检验, 正常和半育的遗传分离比符合3∶1 (表2), 表明突变体的半育性状是受1对隐性核基因控制。但正交和反交的分离比相差甚远, 分别为1.5∶1和9∶1, 都严重偏离3∶1, 说明决定半育性状的候选等位基因在其配子中的比例并不符合1∶1。

2.5 花粉半育性性状的基因定位

选用/93-11的F2群体作为定位群体, 用花粉育性正常和半育性2个基因池进行连锁筛选, 并用100个单株进行连锁验证, 发现位点与水稻10号染色体的6个SSR标记紧密连锁, 将目的基因定位于RM25164与RM25741之间, 物理距离为11.91 Mb (图4-A)。随后, 扩大分析群体, 将目的基因定位在一个1.79 Mb区间内(图4-B)。进一步将群体扩大到800个单株, 最终将目的基因定位在RM25389和RM25404之间(图4-C)。根据水稻注释数据库(https://rapdb.dna.affrc.go.jp/)显示, 该区间共有31个预测基因(图4-D)。

表2 sfp10突变位点的遗传分析

图4 sfp10突变表型的基因初定位

A:定位在10号染色体上11.91 Mb范围内; B:定位在1.79 Mb范围内; C:定位在398 kb范围内; D: 定位区间有31个预测基因。

A:was located in the interval of 11.91 Mb on chromosome 10; B:was located in the interval of 1.79 Mb; C:was located in the interval of 398 kb; D: 31 genes was predicted in the localization interval.

2.6 定位基因的信息分析

为了解定位区间基因的生物学功能, 按照错误发现率(FDR)＜0.05的标准对这些基因进行基因本体论(gene ontology, GO)富集分析。对31个基因进行GO功能注释和分析发现, 在3类注释生物学过程(biological process)、细胞组分(cellular component)和分子功能(molecular function)中所占的比例分别为32.11%、44.04%和23.85% (图5-A)。在生物学过程中, 以细胞过程(cellular process)和代谢过程(metabolic process)的基因数最多, 其次为单一有机体过程(metabolic process)。细胞组分注释的基因大部分集中在细胞(cell)、细胞组分(cell part)、细胞器(organelle)、膜脂(membrane)以及膜组分(membrane part)等。在分子功能中, 结合(binding)和催化活性(catalytic activity)组拥有的基因数最多。此外, 结合突变体与野生型的生理检测结果, 分析定位区间的基因功能注释, 发现有4个基因参与氨基酸的合成和代谢, 3个基因参与蔗糖的转运, 1个基因参与淀粉的合成(表3)。

通过KEGG对定位区间基因进行富集分析, 发现这些基因主要集中在新陈代谢(metabolism)途径, 所占比例为77.78% (图5-B)。其中, 氨基酸的生物合成(biosynthesis of amino acids)、其他多糖降解(other glycan degradation)以及硒­化合物代谢(selenocompound metabolism)途径达到显著富集水平, 说明这些代谢途径在花粉后期发育中非常重要。

图5 sfp10定位区间基因的信息分析

A:定位区间基因的GO富集分析; B:定位区间基因的KEGG富集分析。

A: GO enrichment of genes in the localization interval of mutant; B: KEEG enrichment of genes in positioning interval of mutant.

表3 主要候选基因及功能注释

3 讨论

属于花粉不完全败育, 育性在35.0%～ 74.9%的半育性突变体。遗传分析发现, 突变体与野生型杂交F1代花粉育性与野生型相当, 表明突变性状受隐性基因控制; F2代的花粉育性分离比经卡方检验符合3∶1 (表2), 说明的雄性不育性状是受单基因控制的隐性遗传。然而, 正反交组合的F2代花粉育性分离比却严重偏离3∶1, 说明在将突变体的细胞质换成野生型的细胞质时, 能显著提高花粉的育性, 推测花粉育性受核质互作的影响或隐性纯合半致死。

花粉的镜检表明, 与野生型相比, 突变体中花粉数量无明显差异, 但花粉育性却显著下降, 说明花粉前期的形态、数量发育没有受到显著影响, 但在后期发育过程中, 花粉积累淀粉量明显降低, 致使败育率增加(图1)。扫描电镜也进一步证实, 在花粉后期的发育中, 野生型随着淀粉粒的填充, 花粉逐渐趋于饱满成熟, 而突变体中淀粉填充明显受阻, 进而使部分花粉体积减小、外壁皱缩、呈干瘪状态, 极大影响了花粉的育性(图2)。

淀粉积累是花粉后期发育和成熟的关键阶段, 然而此阶段的具体调控机制还不十分清楚。根据之前转录组和蛋白组报道的数据, 有大量基因和蛋白参与水稻花粉后期发育的淀粉合成和蔗糖代谢, 其调控机制异常复杂[22-24]。目前, 已从部分水稻雄性不育突变体中鉴定并克隆出参与花粉中淀粉积累过程的几个重要基因, 例如()基因通过编码L型凝集素类受体蛋白激酶影响花粉中蔗糖、淀粉代谢关键酶的活性, 调控花粉中淀粉的积累, 最终影响育性[25]。此外, 还有的其他等位基因[26]、[27]和[28]都对花粉中淀粉的积累有不同程度的影响。

蔗糖作为碳水化合物的物质基础, 与花粉中淀粉的合成和积累密切相关[9]。通过沉默水稻的基因, 阻止UDP-葡萄糖降解, 不能产生淀粉合成的碳骨架Glc-1-P, 使花粉中淀粉合成中断, 最终导致花粉不育[29]。本研究通过检测水稻各个组织中蔗糖的含量, 发现在源叶、库叶、茎等穗部上游部位, 突变体中蔗糖含量要普遍高于野生型, 而穗部的蔗糖含量却显著降低(图3), 说明蔗糖到穗部的转运机制可能受到阻碍, 致使蔗糖在穗部上游部位积累, 而穗部蔗糖含量明显不足。另外, 脯氨酸作为α-酮戊二酸的上游转化氨基酸, 参与植物中糖类的代谢[30-31], 而突变体穗部脯氨酸含量的降低, 也可能是导致花粉中淀粉积累减少、育性降低的重要原因。

综上, 造成水稻半育性状的因素很多, 大多与花粉的育性和萌发相关。本研究中半育突变体主要表现为花粉育性显著下降, 最终导致结实率降低。通过对突变体位点基因定位, 将候选基因定位于在10号染色体398 kb区间内, 在31个候选基因中共发现4个与蔗糖、淀粉合成的相关基因(、、和), 这些基因主要参与水稻植株中蔗糖的转运[32]和发育种子中淀粉的合成[33]; 4个与氨基酸合成相关的基因(、、和), 这些基因主要参与各种氨基酸的合成[34-35], 影响蛋白激酶的活性[36-37]。这与之前水稻半育株突变体在8号染色体上的候选基因位点相差甚远, 说明水稻半育性状可能受多种分子调控机制的影响。通过对的基因定位和候选基因区间的信息分析, 为后期此突变体的精细定位、候选基因克隆以及水稻花粉后期发育过程中淀粉积累调控机制的深入研究奠定理论基础。

4 结论

本研究通过对花粉半育性突变体花粉形态、育性及相关生理指标的检测分析, 表明是一个花粉发育后期淀粉合成、积累受阻, 导致部分花粉不育的半育性突变体, 其突变表型受1个隐性单基因控制。通过遗传连锁分析和染色体步移技术将控制花粉半育性的基因定位于398 kb区间内。本研究结果将为进一步开展花粉半育性调控基因的精细定位、基因功能及调控机制的深入研究和育种利用奠定基础。

附表1 用于sfp10基因定位的分子标记

(续附表1)

附表2 93-11与sfp10正常花粉粒形态分析

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Physiological characteristics analysis and gene mapping of a semi-sterility plantmutantin rice (L)

LI Qiu-Ping1, ZHANG Chun-Long1, YANG Hong1, WANG Tuo1, LI Juan1, JIN Shou-Lin1, HUANG Da-Jun1, LI Dan-Dan1,2,*, and WEN Jian-Cheng1,*

1Rice Research Institute of Yunnan Agricultural University, Kunming 650201, Yunnan, China;2Key Laboratory of Crop Production and Intelligent Agriculture of Yunnan Province, Kunming 650201, Yunnan, China

In this study, the advanced backcross population of() mutation constructed by rice pollen semi-fertile mutantandrice cultivar 93-11 (wild-type, WT) was used as the research subjects. Compared to the WT, there were no significant differences in plant height, leaf length, leaf width, tiller number, pollen number and other agronomic traits, but pollen fertility reduced significantly. Pollen microscopy and scanning electron microscopy (SEM) at the late stage of pollen development showed that starch accumulation in some pollen ofdecreased observably, eventually led to pollen abortion. Physiological indexes related pollen development revealed that the contents of proline and starch in pollen of themutant decreased significantly. Sucrose accumulation generally increased in the upstream tissues (source leaf, sink leaf, and stem) of panicle, but sucrose content decreased significantly in panicle, indicating that transport from sucrose to panicle was affected. Genetic analysis indicated that thephenotype was controlled by a pair of recessive nuclear genes. Gene preliminary mapping located the mutant site into a 398 kb interval between RM25389 and RM25404 on rice chromosome 10, which contained 3 genes related to sucrose transport and 1 gene related to starch synthesis. This study laid a foundation for further research on fine mapping, gene function, and regulation mechanism of pollen semi-fertility regulation genes.

rice; semi-plant;; gene mapping; starch accumulation

10.3724/SP.J.1006.2023.22005

本研究由云南省重大科技专项(202102AE090017), 云南省基础研究计划面上项目(202201AT070263), 云南省教育厅科学研究基金项目(2022J0280)和云南省作物生产与智慧农业重点实验室开放基金课题(20210101)资助。

This study was supported by the Major Science and Technology Project of Yunnan Province (202102AE090017), the Basic Research General Program of Yunnan Province (202201AT070263), the Science Research Fund Project of Yunnan Education Department (2022J0280), and the Open Fund Project of Key Laboratory of Crop Production and Intelligent Agriculture of Yunnan Province (20210101).

通信作者(Corresponding authors):李丹丹, E-mail: lidanzaizhe@163.com; 文建成, E-mail: jcwen1117@163.com

E-mail: qiupingyouxiang@163.com

2022-01-21;

2022-06-07;

2022-07-05.

URL: https://kns.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20220704.1718.004.html

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