香叶醇生物合成相关基因NUDX1的进化分析

周汉琛，杨霁虹，徐玉婕，吴琼，雷攀登

香叶醇生物合成相关基因的进化分析

周汉琛，杨霁虹，徐玉婕，吴琼，雷攀登*

安徽省农业科学院茶叶研究所，安徽 黄山 245000

茶树中存在2个亚细胞定位不同的基因（和），其中定位于细胞质的基因与香叶醇生物合成密切相关。为探究基因在不同茶树品种中的序列、功能差异及其在物种间的进化，通过序列比对、基因克隆、进化树构建、代谢物分析、功能验证等分析了该基因在茶树与非茶树植物中的进化以及香叶醇积累差异。结果表明，不同茶树基因库中组装的核苷酸序列存在差异；RT-PCR克隆显示4个阿萨姆变种和4个中国变种茶树中均有和的阳性克隆，且核苷酸序列存在差异。利用Phytozome网站数据进行序列比对及进化树构建，结果显示共有58个植物中存在同源基因；该基因在植物物种间较为保守，在低等植物藻类基因组中也存在；在单子叶禾本科植物中，除短柄草（）泛基因组中存在蛋白序列匹配率大于58%的目的基因，其余均较低，尤其是在部分禾本科植物中该基因存在缺失。代谢物分析表明15个禾本科植物水稻、小麦和玉米品种鲜叶中均未检测到香叶醇的合成，而4个茶树品种嫩梢中香叶醇含量为0.87～4.12 μg·g-1。此外，茶树基因在幼嫩叶片中有高表达；阿萨姆变种茶树佛香3号的同样具有合成香叶醇的功能。本研究表明，基因广泛存在植物基因组中，在茶树基因组中存在2个基因，并与茶树叶片中香叶醇的合成相关。

香叶醇；基因；进化分析；Phytozome；茶树

萜类物质是自然界最为丰富的一类化合物，包括其衍生物已经发现约80 000种，其中包含植物、细菌、真菌界等[1]。许多萜类物质参与了生物体的基础代谢，如脱落酸、赤霉素和独角金内酯等萜类激素，以及植物萜类色素物质番茄红素（Lycopene）、-胡萝卜素（-carotene）等[2]。这类萜类物质一般不具有挥发性。而许多小分子萜类物质具有挥发特性，比如拟南芥在开花过程中释放出多种类萜类物质，包含单萜类化合物芳樟醇、月桂烯、罗勒烯和柠檬烯，以及倍半萜类化合物-法尼烯、石竹烯、()-橙花叔醇、()-橙花叔醇、罗汉柏烯等[3]，这类挥发性萜类物质对植物具有重要的生物学意义，如吸引昆虫传粉，防御病原菌侵害等[4]。茶树中的研究显示，倍半萜类物质橙花叔醇，以葡萄糖苷形式储存在细胞中，参与茶树防御冷胁迫[5]。

香叶醇是一类单萜类化合物，具有玫瑰花香，在植物花器官中含量丰富，比如玫瑰花等。香叶醇在茶树叶片中大量富集，对茶叶香气形成具有重要贡献。植物中的萜类物质来源于异戊烯焦磷酸（Isopentenyl diphospthate，IPP）及其异构化合物二甲基烯丙基焦磷酸（Dimethylallyl diphosphate，DMAPP）[6]。在植物体中，一般通过质体中的甲基赤藓醇磷酸（Methylerythritol phosphate，MEP）途径和细胞质中的甲羟戊酸（Mevalonic acid，MVA）途径形成单萜类香气前体牻牛儿基焦磷酸/香叶基焦磷酸（Geranyl diphosphate，GPP）和倍半萜类香气前体法尼烯焦磷酸，再由萜类合成酶（Terpene synthase，TPS）催化生成相应萜类化合物[7]。目前植物中香叶醇生物合成途径，及相关功能基因的研究已有相关报道[8-10]。甜罗勒中的香叶醇合成酶（Geraniol synthase，GES）基因，能够直接催化香气前体物质GPP生成香叶醇，将其过量表达于番茄中，显示转基因番茄中的香叶醇积累量极显著增加[9-10]。

最近的研究表明萜类物质的生物合成还存在其他代谢途径。Magnard等[11]发现，核苷二磷酸水解酶（Nucleoside diphosphate hydrolase，Nudix）基因家族中定位于细胞质的基因可以通过催化单萜前体物质GPP生成GP（Geranyl monophosphate），再由磷酸酶去掉一个磷酸基团生成香叶醇，且此途径可能是玫瑰中香叶醇的主要生物合成途径。与TPS直接催化香气前体物质GPP相比较，NUDX1则需要其他磷酸酶参与，间接促进香叶醇的生物合成。近期研究结果显示[12]，茶树中存在2个亚细胞定位不同的同源基因，分别是和；体外酶活显示定位于细胞质的可催化GPP生成GP，而定位于质体的催化底物GPP效率较低；将过表达在本氏烟草中，能够显著促进叶片中香叶基樱草糖苷的积累，而过表达本氏烟草叶片中香叶基樱草糖苷含量只有少量增加。为进一步解析茶树中生物学功能，及基因在植物间的进化，本研究利用已发布的茶树基因组数据及Phytozome网站139个植物基因组数据，深入分析植物中基因的进化模式，并检测香叶醇在不同植物叶片中的含量，旨在为后续研究香叶醇生物合成途径及关键酶基因选择有重要指导作用。

1 材料与方法

1.1 植物材料

供试茶树品种为皖茶4号、皖茶91、舒茶早、凫早2号、中茶108、浙农117、佛香3号、云抗10号、雪芽100和紫娟取材于安徽省农科院茶叶研究所繁育基地，取样后立即置于液氮中，并于–80℃冰箱保存。本研究中供试小麦（）品种郑麦366、皖麦50、济麦22、矮抗58、烟农19；玉米（）品种烟玉604、烟玉958、烟玉601、烟玉206、迪卡517；水稻（）品种天隆优619、甬优4901、徐稻63646、圣香1826、早香粳1号为安徽省农业科学院作物所提供，以上15个禾本科植物种子在温室利用1∶1的营养土、蛭石培育1个月后，取新鲜叶片储存于–80℃冰箱，用于后续挥发物分析。

1.2 RT-PCR克隆茶树CsNUDX1s基因

利用RNA提取试剂盒[DP441，天根生化科技（北京）有限公司]提取茶树总RNA，然后使用反转录试剂盒[RR036A，宝日医生物技术（北京）有限公司]合成cDNA。利用KOD高保真PCR酶[KOD-401，东洋纺（上海）生物科技有限公司]克隆不同茶树品种中的（F：GGATCCATGGAAAGCAAGTCTCAGC，R：GAGCTCTCATTTATTATCAGCTGGG）和（F：TCTAGAATGGTGCCCAATCAGCAAGCTT，R：GAGCTCTCATTTTTGATCAGCTGGAAAGGGA）基因。PCR产物纯化后，连接克隆载体pEASY-Blunt（CB101，北京全式金生物技术有限公司）进行测序分析。

1.3 NUDX1系统进化分析

利用玫瑰（NCBI登录号：JQ820249）和拟南芥基因（AT1G68760）蛋白序列，对Phytozome（https://phytozome-next.jgi.doe.gov）网站蛋白库数据进行BLASTP分析，以获得不同植物中的同源基因；利用Figtree（http://tree.bio.ed.ac.uk/software/figtree）对获得的NUDX1蛋白序列进行进化树分析；利用ClustalW2对不同物种NUDX1的Nudix结构域进行比对分析。

1.4 香叶醇含量测定

茶树、小麦、玉米和水稻不同品种鲜叶中的挥发性化合物分析方法如下：利用液氮将新鲜样品研磨粉碎后，准确称取0.2 g样品，加入2 mL含有200 μL 300 mg·mL-1AR2000（广谱糖苷酶）的蒸馏水，于37℃水浴下反应20 min后，利用SPME萃取头（50/30μm DVB/CAR/PDMS Stableflex，USA）于60℃水浴下吸附30 min，用于气相色谱分析。

1.5 GC分析

本研究中利用岛津2010 GC（日本岛津公司）对样品中的挥发物进行分析。检测器为FID通道；色谱柱为RTX-MAX（30 m×0.25 mm×0.25 μm）。具体参数：总流量为13 mL·min-1；柱流量为1 mL·min-1；线速率为25.6 cm·s-1；分流比为9∶1；尾吹流量为30 mL·min-1；氢气流量为40 mL·min-1；空气流量为400 mL·min-1；火焰温度为280℃。吸附完成的SPME萃取头立即于250℃下解吸附5 min。柱温箱升温程序为：40℃保留2 min，以4℃·min-1上升至85℃并保留2 min；以3℃·min-1上升至110℃并保留1 min；以4℃·min-1上升至200℃并保留1 min；最后以15℃·min-1上升至250℃并保留5 min。

以香叶醇标准品（中国默克有限公司）流出时间对不同样品中的香叶醇进行鉴定，利用标准品与样品中香叶醇峰面积之比计算含量，结果表示为μg·g-1鲜重（Fresh weight，FW）。

1.6 基因表达分析

1.7 CsNUDX1-cyto功能分析

利用一步克隆试剂盒（C112，南京诺唯赞生物科技股份有限公司）将不同茶树品种的基因与植物双元表达载体PBI121连接，测序正确后转化农杆菌GV3101（上海唯地生物技术有限公司）。配制侵染缓冲液（MES 10 mmol·L-1，MgCl220 mmol·L-1，乙酰丁香酮200 μmol·L-1），将带有PBI121-质粒的农杆菌注射本氏烟草叶片。3 d后收取瞬时表达叶片并立即置于液氮中研磨，称取0.2 g并加入5 mL超纯水和200 µL 200 mg·mL-1AR2000，37℃水浴平衡20 min后，利用65 μmol·L-1PDMS/DVB SPME萃取头于70℃水浴下吸附30 min，用于GC-MS分析。

1.8 数据分析

利用SPSS 19.0软件对不同样品中香叶醇含量及基因表达水平差异进行方差分析，其中采用Duncan运算法，以检验不同样品间的显著性（<0.05，<0.01）；基因表达与香叶醇含量间的相关性分析是利用SPSS 19.0软件中的Pearson相关系数运算方法获得。

2 结果和分析

2.1 NUDX1基因进化分析

研究表明舒茶早基因组（http://tpdb.shengxin.ren）中含有2个与同源的茶树基因，分别是（）和（）（表1）。蛋白序列含有220个氨基酸，具有质体信号肽，亚细胞分析显示定位于质体中，而定位于细胞质中[12]。茶树品种碧云基因组中存在2个基因，与舒茶早基因组比对结果相似；古茶树基因组中的与栽培品种舒茶早基因组中的蛋白序列存在5个氨基酸的差异。在各基因组数据中的比对结果差异较大，例如龙井43基因组中，序列组装与舒茶早、碧云基因组中的序列存在差异；在古茶树基因组中该基因匹配到2个基因（表1）。

表1 不同茶树基因组中CsNUDX1-cyto和CsNUDX1-chlo序列比对

序列差异，结果显示4个阿萨姆变种茶树佛香3号、云抗10号、雪芽100、紫娟和4个中国变种茶树舒茶早、皖茶91、中茶108、浙农117中均有和的阳性克隆（图1-A），以测序结果为例，显示该基因5'端序列在不同茶树品种中存在差异（图1-B）；蛋白序列分析显示，8个品种的基因在N端存在差异，其中云抗10号与雪芽100中的蛋白序列完全相同；舒茶早在N端与其他7个品种中存在2～4个氨基酸的差异；酶催化位点Nudix结构域在8个茶树品种中均未有序列变异（图1-C）。

以蛋白序列为靶序列，显示Phytozome网站中共有6个植物基因组中存在定位于质体中的基因，且均分布在双子叶植物基因组中，如樟树（）和向日葵（）（图2）。

目前Phytozome网站共收录了139个植物物种的261个基因组数据。以已验证功能的基因蛋白序列为靶序列，对Phytozome网站蛋白库数据进行比对分析。结果显示，共有58个植物中目的基因蛋白序列匹配率（Identity）达到64%～100%，其中蛋白序列长度为141～192个氨基酸。值得注意的是，基因在绿藻类植物（Chlorophyte）中也广泛存在（图2），但是在禾本科植物（Grass）中，基因存在缺失，如、水稻（）、柳枝稷（）、粟（）、高粱（）、玉米（）等。

注：（A）RT-PCR克隆，（B）CsNUDX1-cyto测序序列比对，（C）CsNUDX1-cyto氨基酸序列比对

以Phytozome网站单子叶植物蛋白库为目标，结果显示，芦笋（）菖蒲（）、大叶藻（）、参薯（）和紫萍（）基因组中存在与、匹配率大于58%的目的基因；其他单子叶植物基因组中目的基因匹配率均低于50%，为26%～50%。

注：NUDX1-chlo表示预测定位于质体中的NUDX1基因

2.2 NUDX1功能结构域变异分析

Nudix功能结构域（GX5EX7REUXEEXGU）是NUDX1催化底物GPP重要位点[19]，且其中精氨酸R后面的谷氨酸E位点对NUDX1酶活性至关重要。分析显示，Nudix结构域在不同植物物种中的保守性均较高，重要活性位点E均未变异。以已鉴定功能的拟南芥的Nudix结构域为研究对象，显示双子叶植物中Nudix功能结构域变异较小，存在1～3个氨基酸位点不一致，而藻类植物中细小微胞藻（）基因的Nudix结构域与拟南芥中的差异较大，存在9个氨基酸位点的差异（图3）。

茶树基因Nudix结构域与拟南芥中的基因存在2个氨基酸位点的差异。以拟南芥基因Nudix结构域为目标序列，对禾本科植物基因组进行比对，显示短柄草（）泛基因组（pan-genome，ID:335）数据中存在Nudix结构域，且与拟南芥中的基因结构域有6个氨基酸位点差异，而重要活性位点E未变异，在Genbank中对该基因进行BLASTP比对，结果显示该基因为Nudix基因家族成员，与NUDX23蛋白序列相似度最高。

图3 植物中NUDX1功能结构域分析

2.3 茶树和禾本科植物中香叶醇含量的测定

为探究禾本科植物中香叶醇的合成，以水稻、玉米、小麦不同品种鲜叶为材料，同时分析了4个茶树品种嫩梢中的香叶醇含量。由图4可知，以香叶醇标准品保留时间为基准，显示茶树品种舒茶早、皖茶4号样品相同时间内出现明显的离子峰，而水稻品种甬优4901、徐稻63646鲜叶中相同时间内未有离子峰出现（图4-A）；相同处理下，小麦品种矮抗58、皖麦50鲜叶中也没有明显离子峰出现（图4-B）；玉米品种迪卡517、烟玉206鲜叶中也均未检测到香叶醇的合成（图4-C）。研究结果表明4个茶树品种的嫩梢中香叶醇含量为0.87～4.12 μg·g-1，而本研究中15个禾本科植物品种鲜叶中均未检测到香叶醇的合成（图4-D）。

2.4 茶树CsNUDX1s基因在叶片中的表达模式及功能分析

对茶树品种舒茶早嫩梢进行研究，结果显示（图5），2个茶树基因在嫩叶中的表达量最高，在发育成熟度高的叶片中表达量较弱。与Cs在第一叶、茎中的表达水平差异不大，在第二叶中的表达量达到显著水平（<0.05），而在第三叶中的表达量达到极显著水平（<0.01，图5-A）。香叶醇含量分析显示，其在幼嫩叶片中积累量最高，达到3.3 μg·g-1；在发育成熟度较高的叶片中含量较低，为0.7 μg·g-1（图5-B）。相关性分析表明，叶片中香叶醇的含量与茶树、2个基因的表达量存在相关性，相关系数分别为0.897和0.756。

注：（A）2个水稻品种鲜叶中酶解香叶醇与茶树嫩梢酶解香叶醇离子峰比较；（B）2个小麦品种鲜叶中香叶醇离子峰分析；（C）2个玉米品种鲜叶中香叶醇离子峰分析；（D）香叶醇含量分析。nd表示未检出

注：（A）2个茶树NUDX1基因表达分析；（B）茶树嫩梢不同部位香叶醇含量分析；（C）舒茶早和佛香3号中CsNUDX1-cyto过表达产物分析。不同大小写字母代表2个NUDX1基因在茶树嫩梢不同部位的表达差异（P＜0.05）；*、**分别代表差异显著性（P＜0.05，P＜0.01）；ns表明无显著差异

基于基因克隆及测序分析，显示阿萨姆变种茶树佛香3号和中国变种茶树舒茶早中的蛋白序列存在差异。为探究佛香3号茶树品种中的催化功能，本研究将其过表达在本氏烟草叶片中并检测香叶醇的合成（图5-C），结果显示，与对照相比（侵染液处理叶片），过量表达FX3-和SCZ-均能促进香叶醇的合成。

3 讨论

基因在植物中广泛存在，研究显示基因家族成员数量在植物中属于中等类型，在拟南芥、水稻、杨树和葡萄中分别包含32、33、53个和30个家族成员[20-21]。基因家族成员氨基酸序列一般比较短，由145～320氨基酸序列组成，一般在N-端含有金属结构域，在C-端含有催化结构域，且该基因家族成员的催化底物比较多样化，比如GPP、烟酰胺腺嘌呤二核苷酸（Nicotinamide adenine dinucleotide，NADH）以及焦磷酸硫胺素（Thiamine pyrophosphate，TPP）等。同源基因家族成员蛋白结构中含有23个保守氨基酸序列，为Nudix结构域（GX5EX7REUXEEXGU），是该酶催化底物区域[12]。

基于Phytozome网站数据，基因的进化分析表明该基因不仅在高等植物中广泛存在，在低等植物绿藻中也存在，这表示该基因较为原始，由其催化GPP生成GP，再由磷酸酶催化生成香叶醇的生物合成途径可能广泛存在植物系统中。有趣的是，部分禾本科植物中该基因存在缺失，且通过挥发性物质分析，显示香叶醇在这类植物中合成很少，或几乎没有。然而，茶树中存在2个亚细胞定位不一致的基因，一个定位于细胞质，而另一个定位于质体，且在其他双子叶植物中也出现同源的定位于质体中的基因。在植物进化过程中，存在大量的DNA复制事件，或全基因组复制事件（Whole-genome duplication，WGD）。以茶树为例，显示茶树基因组曾遭遇WGD事件，使得同源基因得到大量复制[14]，比如糖基转移酶基因家族在低等植物莱茵衣藻（）中只有1个家族成员[22-23]，而在茶树中存在307个家族成员[14]。

茶树中富含香叶醇，尤其是其嫩梢中[24]，对绿茶、红茶、乌龙茶的香气品质均有贡献[25-27]。研究显示，水稻正常生长状态和逆境下，均未检测到香叶醇的合成[28]，挥发性化合物正常生长状态下积累较少，且多为芳樟醇、柠檬烯、水杨酸甲酯、吲哚等；在秋叶蛾侵袭后，大量的倍半萜类化合物被释放，如，石竹烯、法尼烯、姜烯等。本研究显示禾本科植物水稻、玉米基因组中未匹配到基因，且本研究中15个禾本科植物品种鲜叶中也均未检测到香叶醇的合成，这可能与该基因的缺失相关。功能分析显示，阿萨姆变种茶树佛香3号中的同样具有促进香叶醇合成的功能。Takeo[29]研究显示阿萨姆变种茶树中的香叶醇含量明显低于中国变种茶树，后续研究中可通过分析的调控机制，探究香叶醇合成在两个茶树变种中存在差异的原因。

综上所述，香叶醇生物合成相关基因广泛存在于低等、高等植物中；在部分禾本科植物基因组中，该基因存在缺失；茶树基因组中存在2个基因，在茶树幼嫩叶片中表达量较高，并与香叶醇合成相关。

[1] He H, Bian G, Herbst-Gervasoni C J, et al. Discovery of the cryptic function of terpene cyclases as aromatic prenyltransferases [J]. Nature Communications, 2020, 11(1): 3958. doi: 10.1038/s41467-020-17642-2.

[2] Bian G, Deng Z, Liu T. Strategies for terpenoid overproduction and new terpenoid discovery [J]. Curr Opin Biotech, 2017, 48: 234-241.

[3] Aharoni A, Giri A P, Deuerlein S, et al. Terpenoid metabolism in wild-type and transgenicplants [J]. Plant Cell, 2003, 15(12): 2866-2884.

[4] Dudareva N, Negre F, Nagegowda D A, et al. Plant volatiles: recent advances and future perspectives [J]. Critical Reviews in Plant Sciences, 2006, 25(5): 417-440.

[5] Zhao M Y, Zhang N, Gao T, et al. Sesquiterpene glucosylation mediated by glucosyltransferase UGT91Q2 is involved in the modulation of cold stress tolerance in tea plants [J]. New Phytologist, 2020, 226(2): 362-3720.

[6] Chen F, Tholl D, Bohlmann J, et al. The family of terpene synthases in plants: a mid-size family of genes for specialized metabolism that is highly diversified throughout the kingdom [J]. The Plant Journal, 2011, 66(1): 212-229.

[7] Gutensohn M, Orlova I, Nguyen T T, et al. Cytosolic monoterpene biosynthesis is supported by plastid-generated geranyl diphosphate substrate in transgenic tomato fruits [J]. The Plant Journal, 2013, 75(3): 351-363.

[8] Dong L, Miettinen K, Goedbloed M, et al. Characterization of two geraniol synthases fromand: similar activity but difference in subcellular localization [J]. Metabolic Engineering, 2013, 20: 198-211.

[9] Iijima Y, Gang D R, Fridman E, et al. Characterization of geraniol synthase from the peltate glands of sweet Basil [J]. Plant Physiol, 2004, 134(1): 370-379.

[10] Davidovich-Rikanati R, Sitrit Y, Tadmor Y, et al. Enrichment of tomato flavor by diversion of the early plastidial terpenoid pathway [J]. Natbiotechnol, 2007, 25(8): 899-901.

[11] Magnard J L, Roccia A, Caissard J C, et al. Biosynthesis of monoterpene scent compounds in roses [J]. Science, 2015, 349(6243): 81-83.

[12] Zhou H C, Wang S J, Xie H F, et al. Cytosolicis involved in geranyl-primeveroside production in tea [J]. Front Plant Sci, 2022, 13: 833682. doi: 10.3389/fpls.2022.833682.

[13] Wei C, Yang H, Wang S, et al. Draft genome sequence ofvar.provides insights into the evolution of the tea genome and tea quality [J]. Proc Natl Acad Sci, 2018, 115: E4151-E4158.

[14] Xia E, Tong W, Hou Y, et al. The reference genome of tea plant and resequencing of 81 diverse accessions provide insights into its genome evolution and adaptation [J]. Molecular Plant, 2020, 13(7): 1013-1026.

[15] Chen J D, Zheng C, Ma J Q, et al. The chromosome-scale genome reveals the evolution and diversification after the recent tetraploidization event in tea plant [J]. Hortic Res, 2020, 7: 63. doi: 10.1038/s41438-020-0288-2.

[16] Wang X C, Feng H, Chang Y X, et al. Population sequencing enhances understanding of tea plant evolution [J]. Nature Communications, 2020, 11(1): 4447. doi: 10.1038/s41467-020-18228-8.

[17] Zhang Q J, Li W, Li K, et al. The chromosome-level reference genome of tea tree unveils recent bursts of non-autonomous LTR retrotransposons in driving genome size evolution [J]. Molecular Plant, 2020, 13(7): 935-938.

[18] Zhang W Y, Zhang H, Qiu Y, et al. Genome assembly of wild tea tree DASZ reveals pedigree and selection history of tea varieties [J]. Nature Communications, 2020, 11: 3719. doi: 10.1038/s41467-020-17498-6.

[19] Liu J, Guan Z Y, Liu H B, et al. Structural insights into the substrate recognition mechanism ofGPP-bound NUDX1 for noncanonical monoterpene biosynthesis [J]. Molecular Plant, 2018, 11(1): 218-221.

[20] Kraszewska E. The plant Nudix hydrolase family [J]. Acta Biochim Pol, 2008, 55(4): 663-671.

[21] McLennan A G. The Nudix hydrolase superfamily [J]. Cell Mol Life Sci, 2006, 63(2): 123-143.

[22] Wilson A E, Tian L. Phylogenomic analysis of UDP-dependent glycosyltransferases provides insights into the evolutionary landscape of glycosylation in plant metabolism [J]. The Plant Journal, 2019, 100(6): 1273-1288.

[23] Caputi L, Malnoy M, Goremykin V, et al. A genome-wide phylogenetic reconstruction of family 1 UDP-glycosyltransferases revealed the expansion of the family during the adaptation of plants to life on land [J]. The Plant Journal, 2012, 69(6): 1030-1042.

[24] Liu G F, Liu J J, He Z R, et al. Implementation ofin linalool biosynthesis involves transcript splicing regulation in[J]. Plant Cell Environ, 2018, 41(1): 176-186.

[25] Wang M Q, Ma W J, Shi J, et al. Characterization of the key aroma compounds in Longjing tea using stir bar sorptive extraction (SBSE) combined with gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS), gas chromatography-olfactometry (GC-O), odor activity value (OAV), and aroma recombination [J]. Food Research International, 2020, 130: 108908. doi: 10.1016/j.foodres.2019.108908.

[26] Wang H F, You X Q. Free and glycosidically bound monoterpene alcohols in Qimen black tea [J]. Food Chemistry, 1996, 56(4): 395-398.

[27] Zhu J, Chen F, Wang L, et al. Comparison of aroma-active volatiles in Oolong tea infusions using GC-Olfactometry, GC-FPD, and GC-MS [J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2015, 63(34): 7499-510.

[28] Yuan J S, Köllner T G, Wiggins G, et al. Molecular and genomic basis of volatile-mediated indirect defense against insects in rice [J]. The Plant Journal, 2008, 55(3): 491-503.

[29] Takeo T. Variation in amounts of linalool and geraniol produced in tea shoots by mechanical injury [J]. Phytochemistry, 1981, 20(9): 2149-2151.

Phylogenetic Analysis ofGene Involved in Geraniol Biosynthesis

ZHOU Hanchen, YANG Jihong, XU Yujie, WU Qiong, LEI Pandeng*

Tea research institute, Anhui Academy of Agricultural Sciences, Huangshan 245000, China

Geraniol is an acyclic monoterpene alcohol, which plays key roles in plant-environment interactions, such as pest repelling, antimicrobial activity, and pollinator attraction as well as the aroma traits for tea plants. It was reported that a cytosolic Nudix hydrolase (NUDX1) catalyzes geranyl pyrophosphate (GPP) into geranyl monophosphate (GP), followed by dephosphorylation with an endogenous phosphatase to produce geraniol. Two homologues ofwere found in tea genome (and) with different subcellular location. Searching the homologues ofon Phytozome shows that fifty-eight plant species contain the homologues of(with identities＞64%)However, no homologue ofwas found in the genomes of grass species, with the exception ofWe thus detected AR2000-enzymed geraniol in fresh leaves of rice, wheat, maize, and tea plants. The results show that free geraniol was undetectable in fresh leaves of rice, wheat and maize, where as young shoots of four tea cultivars had high levels of geraniol (0.87-4.12 μg·g-1). Twogenes were highly expressed in young tea leaves and had a positive correlation (above 0.7) with the accumulation of geraniol. This study shows thats are widely present in plant genome, which are closely related to the formation of geraniol.

geraniol,gene, phylogenetic analysis, Phytozome,

S571.1；Q52

A

1000-369X(2022)05-638-11

2021-11-02

2022-02-17

国家自然科学基金（32002096）、安徽省农业科学院青年英才计划（QNYC-202119）

周汉琛，女，博士，研究方向为茶树生物化学及分子生物学，Tuesday1011@163.com。*通信作者：lpteagle@126.com