沙化和人工植被重建对高寒草地土壤细菌群落特征的影响

王亚妮 ，胡宜刚 ，王增如 ，李以康 ，张振华 ，周华坤

（1. 中国科学院西北生态环境资源研究院沙坡头沙漠研究试验站，甘肃 兰州 730000；2. 中国科学院西北高原生物研究所，青海 西宁 810008；3. 中国科学院大学，北京100049）

高寒草地是青藏高原的典型生态系统类型之一，在畜牧业生产、水源涵养、生物多样性保护、水土保持、生态系统“碳汇”等诸多方面发挥着不可替代的生态和生产功能［1］。由于青藏高原海拔高且气候寒冷的自然地理环境，高寒草地的生态系统脆弱性和敏感性特点非常突出［2］。近几十年来，由于全球气候变暖、过度放牧、开垦等人类活动的多重作用，青藏高原高寒草地出现了以植物物种减少、植被覆盖度下降、初级生产力降低、优质牧草比例下降、土壤肥力衰减等为主要特征的不同程度的草地退化，局部地区甚至出现草地完全沙化、“黑土型”次生裸地等极端退化现象［3-4］。这种草地退化也引发了草地生产力降低、水土流失加剧、生物多样性丧失等一系列生态环境问题，严重影响了当地的社会、经济和生态环境的可持续发展乃至青藏高原生态安全屏障作用的发挥［1］。

近年来，如何对青藏高原退化的高寒草地进行有效治理和恢复备受人们的关注。采用围栏封育、划区轮牧、补播、施肥等措施可对轻度退化的草地进行植被恢复，而针对完全沙化的草地和“黑土型”次生裸地，合理又科学地进行人工植被重建是其必经之路［5-6］。在多种措施综合应用的情况下，评价不同措施的恢复效果是指导人们科学地开展退化草地的恢复与治理工作的关键。目前，一些学者从土壤肥力特征、植被功能属性等方面研究了退牧还草、草地围封、禁牧、补播、施肥［7］、适生树种和优良牧草间种［8］、多年生禾本科牧草混播人工种草［9-10］等不同恢复措施对高寒草地的影响及其恢复效果。研究发现，这些措施不同程度地促进了退化草地的植被群落结构、植物生产力和土壤养分的恢复，但不同措施的恢复效果存在较大差异［11］。然而，由于大多数的相关研究主要关注土壤肥力、草地生产力等方面，往往忽视了土壤微生物群落结构的恢复，其评价指标体系并不完整，因此，也影响了评价结果的准确性。

土壤微生物通过参与生物固氮、凋落物分解、养分循环和周转等多个生态过程直接或间接地影响着草地生态系统的结构和功能［12-13］。生物量、多样性和群落结构是度量土壤微生物群落特征的主要指标。由于土壤微生物对环境因子的变化非常敏感，其生物量、多样性和群落结构如何响应环境因子的变化及其机理成为土壤微生物生态学研究的重要方向。细菌是土壤微生物的主要群落之一，在土壤微生物中的占比较高，部分地区甚至在82%以上［14］。许多研究发现，土壤细菌群落生物量、多样性及其结构与土壤pH、含水量、有机碳、全氮、植被类型等因子密切相关［15-17］。草地沙化显著降低了土壤含水量、养分水平和植物多样性［18-19］，相反，人工植被重建则有效地促进了植物的定居与繁殖、土壤物理特性和养分水平的提高和改善［20］。因此，这些因素的改变势必会促使土壤细菌群落朝着不同方向演替。然而，目前对高寒草地土壤细菌群落演变的研究主要集中在单方面的退化或恢复过程，缺少对沙化和人工植被重建这两个相反生态过程的对比研究，对土壤细菌群落如何响应沙化和植被重建及其机理尚不清楚。况且，有关利用草本物种和灌木物种进行人工植被重建如何影响土壤细菌群落结构的研究几乎未见报道，从而导致人工植被重建对于植物物种选择的科学依据不够充分。

本研究采用qPCR 和Illumina MiSeq 高通量测序技术研究高寒草地沙化和人工植被重建后土壤细菌群落生物量、多样性及其结构的变化特征。结合植被群落和土壤属性的变化，剖析驱动高寒草地退化和恢复过程中土壤细菌群落的关键因素及其贡献量，旨在从土壤微生物的角度为高寒退化草地的人工植被重建与生态恢复提供科学依据。

1 材料与方法

1.1 研究区概况

研究区位于青海省贵南县过马营镇（101°6′2″E，35°48′49″N），平均海拔3107 m。该区域属于高原大陆性气候，全年干旱少雨，气候干燥而寒冷。气温年较差小而日较差大，年平均气温2.3 ℃，最高气温29.3 ℃，最低气温-29.2 ℃，年均降水量391 mm，多集中在6-9月，年蒸发量在1300 mm 以上，年均日照时数为2703 h。自然植被类型为高寒草原，主要以早熟禾（Poa annua）、矮嵩草（Kobresia humilis）、丛生黄耆（Astragalus confertus）、多色苦荬（Ixeris chinensissubsp.versicolor）为优势种，局部地区地表部分沙化或完全沙化。近30年来，在沙化草地通过播种草本植物早熟禾和丛生黄耆或栽植灌木植物柠条（Caragana korshinskii）进行了人工植被重建。

1.2 试验样地与植被群落调查

选择青海省贵南县过马营镇沙沟小流域，位于同一坡面相同海拔的天然草地（natural grassland，NG）、沙化草地（desertified grassland，DG）、草本人工恢复草地（grass-based artificial grassland，AG）和灌木人工恢复草地（shrub-based artificial grassland，AS）4个草地类型为试验样地（图1）。在每个试验样地，设置1 条100 m 的样线，沿每条样线每隔10 m 设置1个10 m×10 m 的大样方。每个大样方内，沿对角线均匀设置3个1 m×1 m 的小样方。2020年7月，现场调查样方内的植被盖度（plant coverage，PC）和植物物种组成。调查结束后，刈割植物地上部分，带回实验室在80 ℃下烘干后称重，作为植物地上生物量（aboveground biomass，Abs）。采用环刀（100 cm3）采集每个1 m×1 m 的小样方内的0～10 cm 土壤，带回实验室后80 ℃下烘干至恒重后称重，测定其土壤容重（soil bulk density，BD）。

图1 不同草地类型景观和稀释曲线Fig.1 The view of different alpine grasslands and rarefaction curves

1.3 土壤样品的采集与处理

2020年7月，在每个样地的1 m×1 m 的样方内，采用5 点混合采样法钻取0～10 cm 的土壤样品，迅速转移至冰盒中，带回实验室内过2 mm 筛后充分混合，人工拣出植物根系等杂物。从中取适量土壤样品在105 ℃下烘干至恒重后测定土壤水分（soil moisture，SM）。采用2 mol·L-1KCl 浸提（土∶水=1∶5）土壤中的无机氮。剩余土壤样品分为两份，一份在-20 ℃下存贮用于土壤DNA 的提取；另一份在室内自然风干，用于土壤理化性质的测定。

1.4 土壤理化性质的测定

采用电位法（土∶水=1∶2.5）测定土壤pH；采用电导法测定电导率（electrical conductivity，EC）；采用Costech元素分析仪（ECS 4010，美国）测定土壤总有机碳（total organic carbon，TOC）和全氮（total nitrogen，TN）；采用酸溶-钼锑抗比色法［21］测定全磷（total phosphorus，TP）；采用NaHCO3浸提-钼锑抗比色法进行测定土壤有效磷（available phosphorus，AP）；采用NH4OAc 浸提-火焰光度计法［22］测定速效钾（available potassium，AK）；利用分段式连续流分析仪（Skarlar Analytical，荷兰）测定硝态氮（NO3--N）和铵态氮（NH4+-N）［23］。

1.5 土壤DNA 提取与qPCR

采用E.Z.N.A.®soil DNA 试剂盒（Omega Bio-tek，美国）提取土壤样品中的总DNA。用1%的琼脂糖凝胶电泳和 Nanodrop®ND-2000 紫外分光光度计（NanoDrop Technologies，美国）测定260/280 nm 和 260/230 nm 的吸光值来检测DNA 的纯度和浓度。提取的DNA 稀释后保存于TE 缓冲液中（10 mmol·L-1Tris-HCl，1 mmol·L-1EDTA，pH 8.0），并保存在-20 ℃下备用。

采用StepOne 实时荧光PCR 仪（ABI 7500，美国）测定细菌16S rRNA 基因的绝对丰度。细菌的一对扩增引物分别为 Eub338（5′-ACTCCTACGGGAGGCAGCAG-3′）和 Eub806（5′-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3′）。反应体系由10 μL 高灵敏性染料法定量PCR 检测试剂（Vazyme Biotech Co.，Ltd，中国）、正向和反向引物各 0.8 μL（5 μmol·L-1）、1 μL DNA 模板和 7.4 μL 等离子水组成。扩增条件为 95 ℃下预变性 5 min，95 ℃下变性30 s，55 °C 下退火 30 s，72 ℃下延伸 1 min，共 40个循环，所有 qPCR 均重复 3 次。标准曲线由含有扩增子引物和一组含有质粒10 倍系列的稀释液构建。细菌16S rRNA 基因拷贝数由回归方程中的转换拐点（cycle threshold，Ct 值）和已知的标准曲线中的拷贝数计算得到。

1.6 PCR 扩 增和 Illumina MiSeq 测 序

用与qPCR 相同的引物构建细菌群落基因文库。具体来说，以10 ng DNA 样品为模板在GeneAmp®9700 PCR 扩增仪（Applied Biosystems，美国）上扩增细菌 16S rRNA 基因。20 μL 的反应体系包括 4 μL FastPfu Buffer溶液、2 μL 2.5 mmol·L-1脱氧核糖核苷三磷酸（deoxyribonucleoside triphosphate，dNTPs）、正向和反向引物各0.8 μL（5 μmol·L-1）、0.4 μL FastPfu 聚合酶、10 ng DNA 模板，加等离子水至 20 μL。扩增条件如下：95 ℃预变性3 min，95 ℃变性 30 s，循环 29 次，55 ℃下退火 30 s，72 ℃下退火 45 s，72 ℃下延伸 10 min。PCR 产物用 2% 的琼脂糖凝胶和AxyPrep DNA 凝胶试剂盒回收（Axygen Biosciences，美国），用QuantiFluor™-ST 微型荧光剂进行定量（Promega Corporation，美国）。纯化后的PCR 产物混合后在Illumina MiSeq 高通量测序平台上（Illumina，美国）从两端进行测序，测序工作由上海美吉生物科技有限公司完成。原始测序数据上传到美国国家生物技术信息中心（National Center for Biotechnology Information，NCBI）（https：//www.ncbi.nlm.nih.gov/），SRA（Sequence ReadArchive）数据库，登录号为SRP311564。

1.7 数据处理与统计分析

采用丰富度实际观测值（the observed richness，Sobs），香农指数（Shannon-Wiener index），谱系多样性指数（phylogenetic diversity index，PD）［24］，Ace 指数和 Chao1 指数［25］来衡量细菌 α 多样性。其中，Shannon-Wiener 指数计算公式如下：

式中：Pi表示第i个物种重要值与群落物种总重要值之比，S为植物种数。

高通量测序数据的原始序列fastq 文件使用FLASH、Trimmomatic 软件进行数据去杂和质控过滤以获得优化序列。使用UPARSE 软件（7.1 版，http：//drive5.com/uparse/）对有效序列以97%的相似度进行聚类分析生成操作分类单位（OTUs）。使用BLAST 软件与NCBI 中的GenBank 数据库比较进行分类学分析。使用R 3.4.3分析Illumina MiSeq 测序数据。采用主坐标分析（principal coordinate analysis，PCoA）可视化样本之间的Bray-Curtis 距离，以判定不同草地类型之间细菌群落结构的相似性。采用LEfSe 分析在门和纲分类水平上的差异显著性。采用 Mantel tests、冗余分析（redundancy analysis，RDA）和方差分解分析（variance partitioning analysis，VPA）分析细菌群落结构与植被和土壤属性之间的相关性。

2 结果与分析

2.1 植被和土壤特征

不同草地类型的植物群落结构具有明显差异。NG 以矮嵩草、早熟禾、多色苦荬、丛生黄耆、狗娃花（Heteropappus hispidus）为优势种；AG 以早熟禾和丛生黄耆为优势种；AS 以柠条、紫大麦草（Hordeum violaceum）和雾冰藜（Bassia dasyphylla）为优势种。4个样地中，NG 的PC、植物物种丰富度（plant richness，PR）和植物香农指数（plant Shannon Wiener index，PS）最高，与 DG 有显著差异。NG、AG 和 AS 3个样地的PC、PS 指数和Abs 差异不显著。然而，AS 的物种丰富度显著高于AG（表1），表明利用灌木进行沙化高寒草地的恢复与治理，将更有助于物种的定居。

草地沙化显著（P＜0.05）降低了土壤SM（35.2%），而增加了BD（20.0%）。相反，人工植被重建则具有相反效果（表 1），AG 和 AS 的 SM 分别是 DG 的 1.5 和 1.4 倍，而其 BD 分别降低了 6.2% 和 5.0%。同时，草地沙化促使土壤pH 和NH4+-N 含量显著增加，分别是 NG 的 1.1 和 2.2 倍，也导致土壤 EC、TOC、TN、TP、AK 和 NO3--N含量显著下降。人工植被重建显著提升了沙化草地的土壤EC、TOC 和NO3--N 水平。AG 土壤 TOC、TN、AP、AK 和NH4+-N 含量显著低于AS 土壤，而其TP 和 NO3--N 含量显著高于AS 土壤。

表1 不同草地类型植被和土壤特性Table 1 Vegetation and soil physiochemical properties in different grasslands

2.2 细菌群落生物量和多样性

基于qPCR 的细菌群落生物量估计发现，NG、AG 和AS 这3个样地土壤细菌群落的基因拷贝数均显著高于DG，而这3个样地之间差异不显著（图2）。类似地，DG 土壤的Sobs 和PD 指数显著低于NG、AS 和AG。Shannon、Ace 和 Chao1 多样性指数在 4个草地类型之间的差异不显著，P值分别为 0.482、0.520 和 0.522，其在DG 土壤中均为最低，AG 和 AS 的 Ace 和 Chao1 多样性指数与 NG 十分接近。AG 和 AS 的 Shannon、Ace 和 Chao1多样性指数比DG 分别增加了5.4%、66.4%、64.7%和4.3%、63.8%、61.9%，表明人工植被重建有效地促进了沙化高寒草地土壤细菌群落生物量和α 多样性的恢复。

图2 不同草地类型土壤细菌群落生物量和多样性指数Fig.2 Soil bacterial community biomass and diversity indices in different alpine grasslands

基于Bray-Curtis 距离的PCoA 分析结果显示，DG、NG 与AG 和AS 的细菌群落结构在空间上明显分离，而AG 和AS 相互分离不明显（图3），表明DG、NG 与AG 和AS 的细菌群落结构相似性不高，而AG和AS 则高度相似。这也反映了草地沙化和人工植被重建显著（P=0.001）改变了高寒草地的土壤细菌群落结构，利用草本或灌木进行人工植被重建对土壤细菌群落结构的影响不大。

图3 不同草地类型土壤细菌群落PCoA 分析Fig. 3 PCoA of soil bacterial communities in different grasslands

2.3 细菌群落结构与组成

Illumina Miseq 高通量测序总共得到616560 条有效 序 列 ，共 计 5505个 OTU，4个 样 地 共 有 1831个OTU，160、182、262 和 553个 OTU 分别在 AS、AG、NG 和 DG 中是特有的（图 4）。所有 OTU 分属于 35个细菌门、108个细菌纲、270个细菌目、432个细菌科和763个细菌属。如图4所示，放线菌门（Actinobacteriota）、变形菌门（Proteobacteria）、绿弯菌门（Chloroflexi）、酸杆菌门（Acidobacteriota）为优势细菌，在NG、DG、AG 和AS中的平均相对丰度分别为36.3%、25.1%、11.7% 和11.7%。芽单胞菌门（Gemmatimonadota）、拟杆菌门（Bacteroidota）、厚壁菌门（Firmicutes）、粘球菌门（Myxococcota）、浮霉菌门（Planctomycetota）、蓝细菌门（Cyanobacteria）和未分类门（Unclassified-k—norank）细菌的平均相对丰度较低（0.5%～4.3%）。

图4 不同草地类型土壤细菌OTUs Venn 图和门水平群落组成Fig.4 Venn and histogram of soil bacterial community composition at OTUs and phylum level in different grasslands

如图5 所示，4 种草地类型有9个门和27个纲的细菌相对丰度存在显著差异（LDA≥3.0）。相对于AG 和AS，有更多的细菌门和纲在NG 和DG 土壤中明显富集。其中，浮霉菌门、Entotheonellaeota 和Desulfobacterota 在NG 土壤中显著（P＜0.05）富集，其 LDA 值分别为 3.3、3.0 和 3.0；芽单胞菌门、放线菌门和 Methylomirabilota 在DG 土壤中明显富集，其 LDA 值为 3.2～4.2；AG 土壤中则富集了变形菌门细菌（LDA 值=4.44）；AS 土壤中富集了拟杆菌门和蓝细菌门，其LDA 值分别为3.8 和3.4。从纲分类水平看，嗜热油菌纲（Thermoleophilia）、Vicinamibacteria、红色杆菌纲（Rubrobacteria）、厌氧绳菌纲（Anaerolineae）、浮霉菌纲（Planctomycetes）、Entotheonellia等 10个细菌纲在 NG 土壤中富集；芽单胞菌纲（Gemmatimonadetes）、酸微菌纲（Acidimicrobiia）、全噬菌纲（Holophagae）、Methylomirabilia、迷踪菌纲（Elusimicrobia）、纤线杆菌纲（Ktedonobacteria）、Longimicrobia、Omnitrophia 等11个细菌纲富集于 DG 土壤中；α-变形菌纲（Alphaproteobacteria）、γ-变形菌纲（Gammaproteobacteria）和 Polyangia 3个细菌纲显著富集在AG 土壤中；放线菌纲（Actinobacteria）、拟杆菌纲（Bacteroidia）和蓝细菌纲（Cyanobacteria）在AS 土壤中明显富集。

图5 不同草地类型土壤细菌群落门和纲水平LEfSe 分析Fig.5 LEfSe analysis of soil bacterial communities in different alpine grasslands at phylum and class levels（LDA≥3.0）

分别以NG 和DG 为对照，计算相对丰度＞1%的细菌门的退化程度和恢复效果，结果如表2 所示。4个样地放线菌门、变形菌门、芽单胞菌门、拟杆菌门和浮霉菌门的相对丰度差异达到显著水平（P＜0.05），粘球菌门的相对丰度达到近显著水平（P=0.06）。沙化后芽单胞菌门的相对丰度比NG 显著增加了234%，而变形菌门和浮霉菌门的相对丰度则比NG 降低了23%和73%。人工植被重建后，变形菌门、拟杆菌门、粘球菌门和浮霉菌门的相对丰度门恢复程度达37%～81%。AG 和AS 的绝大部分细菌门的相对丰度与NG 的差异不显著，表明人工植被重建22年后土壤优势细菌门的相对丰度基本恢复到未退化前的水平。

表2 不同草地类型优势细菌门（＞1%）相对丰度比较Table 2 Comparison of relative abundance of dominant bacterial phyla（＞1%）in different grasslands

2.4 细菌群落结构与植被和土壤属性的关系

Mental test 分析结果显示，细菌群落结构与植被属性（PC、PR、PS 指数和Abs）、土壤物理属性（SM、BD、pH和EC）和化学属性（TC、TN、AP、AK 和NO3--N）存在显著相关性（P＜0.05）。相比而言，细菌群落结构与植物属性的相关性比土壤物理和化学属性更高（表3）。植被和土壤属性二者结合解释了细菌群落结构70.8%的细菌群落结构变异（图6A）。VPA 方差分解发现，植被属性对细菌群落结构变化的解释度最高（10.0%），土壤物理属性次之（6.3%），土壤化学属性最小（1.9%）。植被属性与土壤物理属性、植被属性与土壤化学属性、土壤物理属性与化学属性二者共同分别解释33.7%，41.3%和51.9%的细菌群落结构的变化，上述所有指标共同解释了72.0%的细菌群落结构变化。

图6 土壤细菌群落结构与植物特性（V）、土壤物理（P）和化学（C）性质的RDA 和VPA 分析Fig. 6 RDA and VPA for relationships among soil bacterial community structure and vegetation（V），and soil physical（P）and chemical（C）properties

表3 土壤细菌群落结构与植被和土壤性质的相关性Table 3 Mantel tests of correlations between soil bacterial community structure and vegetation，and soil properties

3 讨论

3.1 草地沙化与土壤细菌群落结构

草地退化是一个植被、土壤和微生物相互作用的复杂生态过程，伴随着植被群落的逆向演替、物种的消亡、土壤养分状况的恶化及其循环特征的改变等［14，26］；相对于植被群落和土壤质量，土壤微生物能够快速而敏感地感知和响应环境的变化。因此，常被作为指示环境变化的预测指标［27］。本研究发现，沙化后的高寒草地土壤细菌群落生物量和α 多样性都显著降低，表明高寒草地的极端退化导致了土壤细菌群落数量和多样性的严重衰退。许多研究发现，土壤细菌群落结构和多样性与植被群落结构和丰富度正相关［28-30］。植被根系分泌物和凋落物是供给土壤细菌生长和繁殖所必需的底物［25］。高寒草地沙化后，由于地上植被的衰退和消亡导致根系分泌物和凋落物的数量和多样性锐减，致使供给土壤细菌群落的营养物质、能量和底物有效性显著降低［31］，一些土壤和根际细菌群落的数量和种类逐渐减少和消失。同时，土壤是土壤细菌群落维持其生命活动的主要场所，其理化性质显著影响土壤细菌群落结构及其多样性［32］。其中，土壤pH 值是决定土壤细菌群落结构和多样性的重要指标，细菌群落的多样性峰值往往出现在接近中性的土壤中［32-34］。另外，土壤养分有效性和水分状况通过影响微生物细胞的代谢过程和生存策略而直接或间接地影响细菌群落结构及其多样性。通常，细菌群落多样性与土壤养分水平呈正比［35-36］，在土壤水分适中时达到最高值［37-38］。草地沙化过程不仅降低了土壤养分水平和水分，也显著提高了其盐碱性，导致细菌群落生存和繁殖的环境恶劣，势必导致细菌种群生物量及多样性的明显下降。再者，沙化后土壤容重的增加导致土壤通气状况变差，可能导致一些好气型细菌的生长和繁殖受限。

4 种类型的草地土壤优势细菌均为放线菌门、变形菌门、绿弯菌门和酸杆菌门，这与Zhou 等［39］对青藏高原不同退化高寒草地土壤细菌群落的研究报道基本一致。沙化后放线菌门和芽单胞菌门的相对丰度显著增加。已有研究报道放线菌门最适生长在偏碱性的土壤环境中，且比其他细菌更耐干旱［17，40-41］；芽单胞菌门更偏好土壤水分含量较低的环境［42］。本研究结果也印证了以上研究结论，同时也说明高寒草地沙化并未明显改变土壤细菌群落的优势分布模式，但通过显著改变其相对比例影响其群落结构。

3.2 人工植被重建与土壤细菌群落结构

人工植被重建明显提升了土壤细菌群落生物量和物种多样性，22年后基本达到NG 的水平（图2），说明在沙化草地进行人工植被重建对促进高寒草地土壤细菌数量和多样性的恢复具有很好的效果，但仍需要较长的一段时间。与草地沙化相反，人工植被重建22年后，土壤养分水平、植被群落结构都得到了明显提高（表1），这些土壤养分水平的提升为土壤细菌群落的生长和繁殖提供了更为多样而丰富的底物［43-45］，土壤水分状况的改善也有益于细菌群落的生长和繁殖。同时，土壤通气状况也因土壤容重的下降而得到改善，为部分好气型细菌的定居和繁殖创造了更为优越的环境条件。然而，历经22年后，AG 和AS 的土壤细菌群落与NG 的相似性很差（图3），表明沙化草地土壤细菌群落结构要想恢复到未退化前的状态可能还需要更长的时间，这也充分彰显了保护高寒草地、防止草地退化对保证青藏高原高寒草地土壤细菌群落结构的完整性和原真性具有重要生态意义。同时，也反映了仅仅用微生物生物量和物种多样性并不能准确地评判草地质量和健康状况，还需要考虑微生物的群落结构。

有学者认为植物的特性比植物丰富度对细菌群落结构的影响更大［30］。相比于AG，AS 草地的植物凋落物中富含来自灌木凋落物难分解的纤维素，需要拟杆菌门的大量积聚以分解纤维素［46］；AS 中富集了蓝细菌门（图5）细菌，因其固氮作用［47］在一定程度上更有利于突破高寒草地生态N 限制作用，促进植被的正向演替。AG 土壤中富集了具有反硝化作用的变形菌门，能够截留和转化土壤中的氮素［48］，有利于通过增加土壤N 的有效性促进植被正向演替。然而，AG 和AS 土壤细菌群落结构具有高度相似性特点（图3），意味着在对沙化草地进行人工植被重建时，选择草本物种还是灌木物种对高寒草地表层土壤细菌群落结构并无明显影响。其可能的原因是两种草地类型的大多数植被和土壤属性并无显著性差异（表1）。另外，柠条作为一种深根系灌木，其根系分泌物对表层土壤细菌群落的影响并不显著，而对深层土壤细菌群落结构的影响程度还需要进一步深入研究。

3.3 植被和土壤属性与土壤细菌群落结构

植被、土壤与微生物群落之间的相互关系一直是学者们探索的一个焦点。植物性状的变化可以解释部分土壤微生物群落组成的变化［49］。更多的植物促进了资源异质性，并以更丰富的根系分泌物和凋落物的形式为土壤细菌群落的生长和繁殖提供碳源和氮源。因此，植物多样性越高，土壤细菌群落多样性也越高［44-45，50］。同时，草地土壤细菌群落还会受到碳、氮等养分可利用性的显著影响［51-52］。许多研究发现，土壤细菌的群落结构与土壤养分水平显著正相关［35-36，52］。本研究发现，土壤细菌群落结构与绝大多数植被属性、土壤物理属性和化学属性显著正相关（表3），这一结果与其他研究报道相一致［30，35-36，53］。另外，土壤pH 值是影响土壤细菌群落结构的主要因子［32］，而本研究中土壤pH 值与细菌群落结构的相关系数不高，其可能的原因是不同草地类型之间的pH 值变化不大所致。植被属性对土壤细菌群落结构的解释度高于土壤物理属性和化学属性各自的解释度，说明植被群落对高寒草地土壤细菌群落结构具有主导作用，暗示着积极开展高寒草地植被保护和退化草地的人工植被恢复对土壤细菌群落结构的保护和恢复的重要性。此外，本研究中植被和土壤属性（物理属性和化学属性）对土壤细菌群落结构变化的解释度远高于各自的解释度（图6B），这也更加证实了植被和土壤之间通过相互作用共同决定了高寒土壤细菌的群落结构，意味着加强土壤和植被保护对高寒草地细菌群落结构同样重要。

4 结论

1）草地沙化后，土壤向贫瘠化和干旱化方向发展，土壤容重显著增加。相反，人工植被重建显著提升了植被的丰富度和物种多样性、土壤养分水平，改善了水分状况，土壤容重明显下降。22年后绝大多数植被和土壤理化属性基本恢复到未退化前的水平。

2）草地沙化显著降低了土壤细菌群落的生物量和α 多样性，人工植被重建则具有相反的效果。22年后其生物量和α 多样性基本与未退化前的水平相持平。

3）草地沙化和人工植被重建均显著改变了土壤细菌群落结构。其中，草地沙化后优势细菌芽单胞菌门的相对丰度显著增加，变形菌门和浮霉菌门则显著降低；在人工植被重建后22年，绝大多数优势细菌的相对丰度基本达到天然草地的水平。灌木人工恢复草地和草本人工恢复草地土壤细菌群落结构高度相似，但二者与天然草地的相似性不高。

4）相比而言，植被属性比土壤物理属性和化学属性单独对土壤细菌群落结构的解释度更高，反映了其在驱动高寒草地土壤细菌群落结构演变中的主导作用。然而，植被和土壤二者通过相互作用共同决定青藏高原高寒草地土壤细菌群落结构。