烟管头草水提物对前列腺癌PC3细胞增殖、迁移与侵袭的影响

刘波 余佳 王坤 晏晨 黄丽荣 骆衡

摘 要 目的：研究烟管头草水提物（AECC）对前列腺癌PC3细胞增殖、迁移与侵袭的影响。方法：将细胞分为对照组和AECC不同质量浓度组（5、10、20、40、80 μg/L），加入相应药物或培养基培养不同时间（24、48、72 h）后，检测细胞存活率。将细胞分为对照组和AECC低、中、高质量浓度组（20、40、80 μg/L），同法培养24 h后，采用Hoechst 33258染色法和流式细胞仪检测各组细胞的凋亡情况;采用Transwell实验检测细胞迁移数和侵袭数;采用实时荧光定量聚合酶链式反应和Western blot法检测AECC低、中质量浓度组细胞中β-连环蛋白（β-catenin）信号通路相关迁移与凋亡蛋白[β-catenin、基质金属蛋白酶7（MMP-7）、髓细胞瘤病毒致癌基因（c-Myc）、胱天蛋白酶3（caspase-3）、B细胞淋巴瘤-2（Bcl-2）、Bcl-2相关X蛋白（Bax）]的mRNA和蛋白表达水平。结果：随着给药浓度的增加和作用时间的延长，AECC不同质量浓度组细胞存活率均显著低于对照组（P<0.05或P<0.01），且呈不断降低趋势。与对照组比較，AECC各质量浓度组细胞的早期凋亡率（中质量浓度组除外），细胞迁移数和侵袭数，以及AECC低、中质量浓度组细胞中MMP-7、c-Myc（低质量浓度组除外）、Bcl-2（低质量浓度组mRNA除外）的mRNA和蛋白表达水平均显著降低（P<0.05或P<0.01）;AECC各质量浓度组细胞的晚期凋亡率，AECC低、中质量浓度组细胞中β-catenin、caspases-3（低质量浓度组除外）、Bax（低质量浓度组mRNA除外）的mRNA和蛋白表达水平均显著升高（P<0.05或P<0.01）。结论：AECC可抑制PC3细胞的增殖、迁移与侵袭，其作用机制可能与调控β-catenin信号通路相关的迁移与凋亡因子的表达有关。

关键词 烟管头草;前列腺癌PC3细胞;β-连环蛋白;增殖;迁移;侵袭

ABSTRACT   OBJECTIVE： To study the effects of the water extract from Carpesium cernuum （AECC） on the proliferation，  metastasis and invasion of prostate cancer PC3 cells. METHODS： Cells were divided into control group and different concentration groups of AECC （5， 10， 20， 40， 80 μg/L）， and then treated with relevant medicine or medium for different time （24， 48， 72 h）. The survival rates of cells were detected. Cells were divided into control group， and AECC low， medium and high concentration groups （20， 40， 80 μg/L）. After cultured for 24 h， Hoechst 33258 staining and flow cytometry were used to detect the apoptosis of cells. The number of cell metastasis and invasion were detected by Transwell assay. RT-qPCR and Western blot assay were applied to detect the mRNA and protein expression of β-catenin signaling pathway related migration and apoptosis proteins （β-catenin， MMP-7， c-Myc， caspase-3， Bcl-2 and Bax） in AECC low and medium concentration groups. RESULTS： With the increase of the concentration and culture time， the survival rates of cells in AECC different concentration groups were significantly lower than control group （P<0.05 or P<0.01）， and showed a decreasing trend. Compared with control group， the early apoptosis rate （except the medium concentration group） and the number of cell metastasis and invasion in AECC groups， the mRNA and protein expression of MMP-7， c-Myc （except for the low concentration group） and Bcl-2 （except for mRNA of the low concentration group） in AECC low and medium concentration groups were decreased significantly （P<0.05 or P<0.01）. Late apoptosis rate of AECC groups， the mRNA and protein expression of β-catenin， caspases-3 （except for the low concentration group）， Bax （except for mRNA of the low concentration group） in AECC low and medium concentration groups were increased significantly （P<0.05 or P<0.01）. CONCLUSIONS： AECC could inhibit the proliferation， metastasis and invasion of PC3 cells; the mechanism of which may be associated with regulating the expression of β-catenin signaling pathway related migration and apoptotic factors.

KEYWORDS   Carpesium cernuum; Prostate cancer PC3 cells; β-catenin; Proliferation; Metastasis; Invasion

前列腺癌是发病率较高的男性恶性肿瘤之一。随着我国社会人口老龄化，前列腺癌发病率和病死率正逐年上升，严重影响男性的生活质量和生命安全[1]。世界卫生组织统计报告显示，2020年全球范围内前列腺癌患者有141万例，死亡病例为37.5万例[2]。前列腺癌的发展进程快、易发生转移，后期可形成去势抵抗性前列腺癌，给患者的预后和治疗带来挑战[3]。目前，临床常用的治疗方法为雄激素剥夺疗法，其中阿比特龙、恩杂鲁胺等一线治疗用药可延长患者总生存期，但在临床上表现出明显的副作用和耐药等问题，影响其临床疗效[4]。因此，寻求安全有效的抗前列腺癌药物具有重要意义。

烟管头草Carpesium cernuum L.为菊科天名精属多年生草本植物，别名烟袋草、杓儿菜，民族药中也称为野烟叶，广泛分布于我国西南、华中等地，常药用其秋季采摘的干燥全草[5]。烟管头草味辛，具有清热解毒、破瘀止血、消肿止痛等功效，主要用于治疗感冒发热、牙痛、咽喉肿痛、尿路感染、淋巴结核、皮肤瘙痒、毒蛇咬伤、血淋、乳腺炎等病症[6-7]。贵州省土家族地区的中医常将烟管头草以水煎煮，用于治疗前列腺癌、乳腺癌、胃癌、直肠癌、肺癌、肝癌等多种癌症，且均具有一定疗效[8]。本课题组前期研究发现，烟管头草水提物（以下简称“AECC”）对前列腺增生细胞具有显著的抑制作用[9]，但其对前列腺癌细胞的增殖、迁移与侵袭的影响及作用机制并不明确。

肿瘤细胞的黏附能力是影响前列腺癌增殖、侵袭与迁移的重要因素，其中β-连环蛋白（β-catenin）是肿瘤细胞中一类重要的黏附分子，其可抑制迁移相关蛋白基质金属蛋白酶7（MMP-7）和骨髓瘤病毒癌基因（c-Myc）的表达，从而促进胱天蛋白酶3（caspases-3）和B细胞淋巴瘤2（Bcl-2）相关X蛋白（Bax）等凋亡蛋白的表达，进而抑制细胞增殖、迁移与侵袭[10-12]。由此可见，β-catenin信号通路与前列腺癌的增殖、迁移与侵袭密切相关。基于此，本文拟研究AECC对前列腺癌细胞增殖、迁移与侵袭的影响，以期为烟管头草的临床应用提供实验依据。

1 材料

1.1 主要仪器

本研究所用主要仪器有3111型二氧化碳细胞培养箱（美国Thermo Fisher Scientific公司）、ME204E型分析天平（瑞士Mettler-Toledo公司）、SYNERGY-H4型多功能酶标仪（美国Bio-Rad公司）、ECLIPSE TS100-F型倒置生物显微镜（日本Nikon公司）、DMI8型荧光显微镜（德国Leica公司）、AllegraX-15R型高速离心机（美国Beckman公司）、NovoCyte型流式细胞仪（美国ACEA Biosciences公司）、StepOne PlusTM型荧光定量聚合酶链式反应（PCR）仪（美国Abi公司）、JY300HE型电泳仪（北京君意东方电泳设备有限公司）、Odyssey CLX型双色红外激光扫描成像系统（美国LifeGen Technologies公司）。

1.2 主要药品与试剂

烟管头草全草采自贵州省安顺市镇宁县，经贵州中医药大学药学院孙庆文教授鉴定为菊科天名精属植物烟管头草C. cernuum L.的全草。其他药品与试剂有DEME高糖培养基（美国Thermo Fisher Scientific公司，批号8121156），胎牛血清（杭州天杭四季青公司，批号201020703），胰酶（以色列BI公司，批号2043176），Trizol提取试剂（上海沃凯生物科技公司，批号213406），Annexin V-FITC/PI细胞凋亡检测试剂盒（美国Becton Dickson公司，批号40302ES20），四甲基偶氮唑蓝（MTT）、二甲基亚砜（DMSO）、青链霉素混合液、0.1%结晶紫染色液、全蛋白提取试剂盒（北京索莱宝科技有限公司，批号分别为298931、D8370、20201203、P7630、BC3711），Hoechst 33258染色试剂盒、BCA蛋白浓度测定试剂盒、十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶配制试剂盒（上海碧云天生物技术有限公司，批号分别为C0003、PC0020、P0012AC），PCR试剂盒（北京康为世纪生物科技有限公司，批号CW2569M），兔Bcl-2单克隆抗体、兔Bax单克隆抗体（美国Abcam公司，批号分别为ab32124、ab32503），兔GAPDH单克隆抗体、兔caspase-3单克隆抗体、兔c-Myc单克隆抗体、兔MMP-7多克隆抗体、兔β-catenin單克隆抗体、DyLightTM 800标记的山羊抗兔免疫球蛋白G（H+L）二抗（美国CST公司，批号分别为5174、9665、13987、71031、8480、5151）;PCR引物由生工生物工程（上海）股份有限公司设计与合成，水为纯净水。

1.3 细胞

本研究所用前列腺癌PC3细胞购自中国科学院上海生科院细胞资源中心，保存于贵州省中国科学院天然产物重点实验室。

2 方法

2.1 AECC的制备

取烟管头草1 kg，粉碎，以2 L水加热回流提取1 h，共提取3次，过滤;合并3次滤液，浓缩，即得烟管头草浸膏（约246 g）。称取上述浸膏0.2 g，加入DMSO 1 mL溶解，然后加水49 mL，制成质量浓度为4.0 g/L的AECC母液，备用。

2.2 细胞培养

PC3细胞采用含10%胎牛血清和1%青霉素-链霉素双抗的DMEM高糖培养基（简称“完全培养基”），于37 ℃、5%CO2细胞培养箱中培养，取对数生长期的细胞进行后续实验。

2.3 PC3细胞存活率的检测

采用MTT法进行检测。取对数生长期PC3细胞，以5 000个/孔接种于96孔板中，每孔100 ?L，于37 ℃、5%CO2细胞培养箱中培养24 h;待细胞贴壁后，随机分为对照组和AECC不同质量浓度组（5、10、20、40、80      μg/L，质量浓度参考文献[9]设置），另设不含细胞只含完全培养基的空白组，每组设置5个复孔。对照组加入含0.1%DMSO的完全培养基100 μL，AECC各质量浓度组分别加入含相应药物的完全培养基100 ?L，分别于培养24、48、72 h时，向各组细胞加入MTT溶液20 μL，于37 ℃条件下孵育4 h后，以2 500 r/min离心15 min，弃上清;沉淀中加入DMSO 150 μL，采用酶标仪于490 nm波长处测定各孔吸光度（OD），然后按照文献[13]方法，计算细胞存活率[细胞存活率（%）=（OD实验组-OD空白组）/（OD对照组-OD空白组）×100%]。上述实验重复3次。

2.4 PC3细胞分组与给药

取对数生长期的PC3细胞，以5×105个/皿接种于60 mm3的培养皿中，加入完全培养基5 mL ，于37 ℃、5%CO2细胞培养箱中培养24 h;待细胞贴壁后，随机分成对照组和AECC低、中、高质量浓度组（20、40、80 μg/L，质量浓度根据“2.3”项下结果设置），每组设置3个平行皿。对照组加入含0.1%DMSO的完全培养基5 mL，AECC各质量浓度组加入含相应药物的完全培养基5 mL，培养24 h后，进行后续实验。

2.5 PC3细胞凋亡情况的检测

2.5.1 Hoechst 33258染色实验 取对数生长期的PC3细胞，按“2.3”项下方法接种、分组与给药后，收集细胞，分别取适量制成密度为1×105 mL-1的均匀细胞液;取上述细胞液10 ?L滴于载玻片上，加入固定液10 ?L，固定20 min;弃固定液，以PBS清洗3次，每次5 min;加入Hoechst 33258 染色液10 ?L，避光染色15 min;弃染色液，以PBS清洗3次，每次5 min。取洁净的盖玻片，滴加少许荧光淬灭液，盖于上述载玻片上。采用荧光显微镜进行观察，各组细胞选取3个视野，在DAPI通道下观察并拍照（镜下凋亡细胞呈蓝白色荧光）。上述实验重复3次。

2.5.2 流式细胞仪检测实验 取“2.5.1”项下收集的各组PC3细胞适量，制成密度为5×105 mL-1的均匀细胞液，按试剂盒说明书相关方法操作后，以200目细胞筛过滤，滤液采用流式细胞仪进行检测，并计数各组细胞凋亡率。上述实验重复3次。

2.6 PC3细胞迁移能力的检测

将PC3细胞以DMEM高糖培养基培养24 h，使其处于饥饿状态;然后以1×105个/孔接种于Transwell小室上层，培养24 h使细胞贴壁，同时在Transwell小室下层加入完全培养基750 ?L。按 “2.4”项下方法分组、给药后，取出小室，用棉签擦拭小室上层内侧底部细胞以清除未迁移的细胞，然后置于甲醇中固定15 min，再以0.1%结晶紫染色液染色20 min。在显微镜下选取3个视野进行观察（迁移细胞被染成紫色），计算各组细胞迁移数。上述实验重复3次。

2.7 PC3细胞侵袭能力的检测

将Matrigel胶低温解冻后，加入6倍体积DMEM高糖培养基稀释混匀。将稀释后的Matrigel胶铺于Transwell小室滤膜上层，放至凝固;然后后续操作同“2.6”项下方法。在显微镜下选取3个视野进行观察，计算各组细胞侵袭数。上述实验重复3次。

2.8 PC3细胞中β-catenin信号通路相关基因mRNA表达的检测

采用实时荧光定量PCR（RT-qPCR）进行检测。取对数生长期的PC3细胞，按“2.4”项下方法分组与给药（因烟管头草高质量浓度组细胞存活数较少，无法提取相关基因mRNA和蛋白，故后续仅进行其低、中质量浓度组的相关检测）;收集各组细胞，分别加入Trizol试剂提取总RNA，再逆转录合成cDNA，以cDNA为模板进行PCR扩增。PCR反应体系（50 ?L）为：cDNA模板2 ?L、2× UltraSYBR Mixture （High Rox） 25 ?L、上下游引物各1 ?L、ddH2O 21 ?L（PCR引物序列和产物长度见表1）。PCR扩增条件为：95 ℃预变性5 min;95 ℃变性30 s，60 ℃退火30 s，70 ℃延伸30 s，循环40次。以GADPH为内参，采用2-ΔΔCt法计算β-catenin、MMP-7、c-Myc、caspase-3、Bcl-2、Bax的mRNA表達水平。上述实验重复3次。

2.9 PC3细胞中β-catenin信号通路相关蛋白表达的检测

采用Western blot法进行检测。取对数生长期的PC3细胞，按“2.4”项下方法接种、分组与给药后，收集细胞;采用全蛋白提取试剂盒提取蛋白，以BCA蛋白浓度测定试剂盒测定蛋白浓度。蛋白经变性后进行十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺电泳，转膜，以5%脱脂牛奶封闭1 h;以TBST缓冲液洗涤10 min×3次，加入β-catenin、MMP-7、c-Myc、caspase-3、Bcl-2、Bax、GAPDH一抗（稀释比例均为1 ∶ 1 000），于4 ℃条件下孵育过夜;以TBST缓冲液洗涤10 min×3次，加入二抗（稀释比例为1 ∶ 30 000），避光孵育2 h;以TBST缓冲液洗涤10 min×3次，经双色红外激光扫描成像仪成像。采用Image J 1.8.0软件进行分析，以目标蛋白与内参蛋白（GAPDH）的灰度值比值表示目标蛋白的表达水平。上述实验重复3次。

2.10 统计学方法

采用GraphPad Prism 7.0进行数据的统计分析。数据以x±s表示，多组间比较采用单因素方差分析。检验水准α=0.05。

3 结果

3.1 AECC对PC3细胞增殖的影响

培养24、48、72 h后，与对照组比较，AECC各质量浓度组细胞存活率均显著降低（P<0.05或P<0.01）;且随AECC质量浓度的增加和作用时间的延长，细胞存活率呈下降趋势，详见表2。当AECC质量浓度为20 μg/L、作用24 h时，细胞存活率为（69.45±0.92）%，提示该质量浓度提取物对PC3细胞有显著的抑制作用，因此分别设置20、40、80 μg/L为AECC的低、中、高质量浓度，并选择24 h为其作用时间。

注：与对照组比较，*P<0.05，**P<0.01

Note： vs. control group，*P<0.05，**P<0.01

3.2 AECC对PC3细胞凋亡的影响

Hoechst 33258染色结果显示，对照组细胞形态饱满、染色面积广;烟管头草各质量浓度组随给药浓度增加，细胞数目减少，染色面积减少，凋亡细胞呈现较强蓝白色荧光，详见图1。流式细胞仪检测结果显示，与对照组比较，AECC各质量浓度组细胞早期凋亡率（中质量浓度组除外）均显著降低，晚期凋亡率均显著升高（P<0.01），详见表3、图2。

3.3 AECC对PC3细胞迁移和侵袭能力的影响

与对照组比较，AECC各质量浓度组细胞的迁移数和侵袭数均显著降低（P<0.01），详见表4、图3。

3.4 AECC对PC3细胞中β-catenin信号通路相关基因mRNA和蛋白表达的影响

与对照组比较，AECC中剂量组细胞中MMP-7、c-Myc、Bcl-2的mRNA和蛋白表达水平均显著降低（P<0.05或P<0.01），β-catenin、caspase-3、Bax的mRNA和蛋白表达水平均显著升高（P<0.01）;AECC低剂量组细胞中MMP-7的mRNA和蛋白表达水平以及Bcl-2的蛋白表达水平均显著降低（P<0.05），β-catenin的mRNA和蛋白表达水平以及Bax的蛋白表达水平均显著升高（P<0.05或P<0.01），详见表5、表6、图4。

注：与对照组比较，*P<0.05，**P<0.01

Note： vs. control group，*P<0.05，**P<0.01

注：与对照组比较，*P<0.05，**P<0.01

Note： vs. control group，*P<0.05，**P<0.01

4 讨论

前列腺癌是全球男性最常见的恶性肿瘤之一，且随着人们饮食习惯的改变，前列腺癌患者不断增多;其潜伏期长，大部分患者早期无明显症状，但当确诊病情时，却已发展至晚期[14-15]。与此同时，化疗带来的耐药性等问题也会使得前列腺癌复发，进而导致病情恶化[16]，故寻求安全有效的前列腺癌治疗药物受到广泛关注。相关研究表明，肿瘤细胞的黏附能力与肿瘤的发生发展关系密切[17]，因此抑制肿瘤细胞的黏附能力可作为肿瘤的防治的策略之一。

AECC具有清热解毒、止痛等作用[7]。本研究探讨了AECC对人前列腺癌PC3细胞增殖、迁移与侵袭的影响。MTT实验结果显示，随AECC浓质量浓度和作用时间的增加，AECC各质量浓度组细胞的存活率均显著低于对照组，且呈不断降低的趋势，说明其对PC3细胞的增殖具有抑制作用。Hoechst染色和流式细胞仪检测结果显示，AECC各质量浓度组PC3细胞的早期凋亡率（中质量浓度组除外）均显著降低，晚期凋亡率均显著升高（P<0.01），说明其具有诱导细胞凋亡的作用，且主要作用于细胞凋亡晚期。Transwell实验结果显示，AECC各质量浓度组细胞迁移数和侵袭数均显著降低，说明其具有抑制细胞迁移与侵袭的作用。

肿瘤细胞的黏附能力是评价肿瘤恶性进展的一个重要指标，其中黏附因子β-catenin的上调能促进其在细胞质中的积累，进而抑制迁移因子（如MMP-7、c-Myc等）的释放，增强细胞间的黏连，影响细胞迁移与侵袭能力[18-19]。其中，MMP-7作为基质金属蛋白酶，能降解细胞外基质蛋白;c-Myc作为一种可易位原癌基因，能影响肿瘤新血管的生成;两者下调均能抑制细胞迁移和侵袭[20-21]。线粒体途径和caspase途径能协同诱导细胞凋亡[22-23]。其中，caspase-3属于caspase家族的“明星分子”，其产生的促凋亡片段诱导细胞凋亡，现已成为肿瘤治疗的重要靶点[24]。Bcl-2和Bax作为相互拮抗的同源调控因子，两者形成二聚体后可调控线粒体膜电位，进而改变膜通透性，从而诱导细胞凋亡[25-26]。随着Bax/Bcl-2二聚体的表达量增加，其能激活caspase-3，开启凋亡级联反应，进而促进细胞凋亡[27]。有研究显示，β-catenin通路的活化能介导caspase途径和线粒体途径，影响细胞黏附，进而抑制细胞增殖[28]。由此可见，β-catenin信号通路的活化可促进肿瘤细胞的黏附作用，进而抑制细胞增殖、迁移和侵袭。本研究发现，经AECC干预后，PC3细胞中MMP-7、c-Myc（低质量浓度组除外）、Bcl-2（低质量浓度组除外）的mRNA和蛋白的表达水平均显著降低，β-catenin、caspase-3（低质量浓度组除外）、Bax的mRNA和蛋白表达水平均显著升高，说明AECC抑制PC3细胞迁移、侵袭的作用可能与调控β-catenin信号通路有关。

综上所述，AECC可抑制PC3細胞的增殖、迁移与侵袭，其作用机制可能与调控β-catenin信号通路相关的迁移与凋亡因子的表达有关。

参考文献

[ 1 ] CHEN W，ZHENG R S，BAADE P D，et al. Cancer statistics in China，2015[J]. CA Cancer J Clin，2016，66（2）：115-132.

[ 2 ] WHO. Prostate cancer[EB/OL].[2021-05-02]. https：//gco.iarc.fr/today/data/factsheets/cancers/27Prostate -factsheet.pdf.

[ 3 ] GIACINTI S，POTI G，ROBERTO M，et al. Molecular basis of drug resistance and insights for new treatment approaches in mCRPC[J]. Anticancer Res，2018，38（11）：6029-6039.

[ 4 ] WANG K，RUAN H，XU T，et al. Recent advances on the progressive mechanism and therapy in castration resistant prostate cancer[J]. Onco Targets Ther，2018，11：3167- 3178.

[ 5 ] 中国科学院中国植物志编辑委员会.中国植物志：第七十五卷[M].北京：科学出版社，1979：296.

[ 6 ] 国家中医药管理局《中华本草》编委会.中华本草[M].上海：上海科学技术出版社，1999：760.

[ 7 ] 滕崇德，李继瓒，杨懋琛，等.清热解毒药烟管头草：二[J].山西医药杂志，1976（S1）：24-25.

[ 8 ] 朱国豪，杜江，张景梅，等.土家族医药[M].贵阳：中医古籍出版社，2018：407-408.

[ 9 ] 王坤，吴琼，耿瑞，等.烟管头草粗提物体外抗前列腺增生活性及机制研究[J].天然产物研究与开发，2019，31（3） ：517-522.

[10] 李秀，聂敏海，刘旭倩，等. E-钙黏蛋白、β-连环素和基质金属蛋白酶-7与口腔鳞状细胞癌分化程度的关系[J].西南医科大学学报，2020，43（2）：124-129.

[11] YANG T W，GAO Y H，MA S Y，et al. Low-grade slightly elevated and polypoid colorectal adenomas display dif-   ferential β-catenin-TCF/LEF activity，c-Myc，and cyclin D1 expression[J]. World J Gastroenterol，2017，23（17）：3066- 3076.

[12] YE X，LIN J，LIN Z，et al. Axin1 up-regulated 1 accele- rates stress-induced cardiomyocytes apoptosis through   activating Wnt/β-catenin signaling[J]. Exp Cell Res，2017，359（2）：441-448.

[13] 张彦，祝晨蔯.雷公藤红素对体外人肝癌HepG2细胞增殖、凋亡的影响及机制研究[J].中国药房，2017，28（10）：1342-1345.

[14] 吳汉潮，张雄伟，王强.前列腺癌诊断方法研究进展[J].中外医学研究，2021，19（7）：188-190.

[15] 张凡，郭玉玮，刘广超，等.生酮饮食抗肿瘤治疗研究进展[J].癌变·畸变·突变，2020，32（3）：241-245.

[16] 杨龙雨禾，张贵福，王跃强，等.去势抵抗性前列腺癌治疗进展[J].浙江医学，2020，42（24）：2702-2704.

[17] 李珍玲，金仁顺.上皮特异性黏附分子在前列腺癌中的表达及意义[J].中华男科学杂志，2015，21（4）：320-324.

[18] 陈昌国，陈秋圆.细胞间黏附分子1及血清可溶性细胞间黏附分子1与肿瘤关系的研究进展[J].国际检验医学杂志，2018，39（11）：1370-1374.

[19] MORGAN C，JENKINS S A，KYNASTON H G，et al. The role of adhesion molecules as biomarkers for the aggressive prostate cancer phenotype[J]. PLoS One，2013，8（12）：e81666.

[20] JI Q，LIU X，FU X，et al. Resveratrol inhibits invasion and metastasis of colorectal cancer cells via MALAT1 media- ted Wnt/β-catenin signal pathway[J]. PLoS One，2013，8（11）：e78700.

[21] WANG T L，OUYANG C S，LIN L Z. β-asarone suppres- ses Wnt/β-catenin signaling to reduce viability，inhibit   migration/invasion/adhesion and induce mitochondria-  related apoptosis in lung cancer cells[J]. Biomed Pharmacother，2018，106：821-830.

[22] KOVURU N，RAGHUWANSHI S，SHARMA D S，et al. Endoplasmic reticulum stress induced apoptosis and caspase activation is mediated through mitochondria during megakaryocyte differentiation[J]. Mitochondrion，2020，50：115-120.

[23] LEE D，LEE Y H，LEE K H，et al. Aviculin isolated from induce apoptosis in breast cancer cells through mitochondria-mediated caspase activation pathway[J]. Molecules，2020，25（7）：1708.

[24] BEROSKE L，VAN DEN W T，STROOBANTS S，et al. Molecular imaging of apoptosis：the case of caspase-3 radiotracers[J]. Int J Mol Sci，2021，22（8）：3948.

[25] GIM?NEZ C A，DANIAL N N. Regulation of mitochondrial nutrient and energy metabolism by Bcl-2 family proteins[J]. Trends Endocrinol Metab，2015，26（4）：165-175.

[26] SIMONYAN L，L?GIOT A，LASCU I，et al. The substitution of proline 168 favors Bax oligomerization and stimulates its interaction with LUVs and mitochondria[J].Biochim Biophys Acta Biomembr，2017，1859（6）：1144- 1155.

[27] 李駿飞，郑小蓉，姜建伟，等.基于Bax/Bcl-2-caspase-3通路芍药软肝方抑制裸鼠肝癌生长及机制研究[J].中国现代医生，2021，59（7）：38-45.

[28] FU F，DENG Q，LI R，et al. AXIN2 gene silencing redu- ces apoptosis through regulating mitochondria associated apoptosis signaling pathway and enhances proliferation of ESCs by modulating Wnt/β-catenin signaling pathway[J].Eur Rev Med Pharmacol Sci，2020，24（1）：418-427.

（收稿日期：2021-02-11 修回日期：2021-05-03）

（编辑：唐晓莲）