发菜多糖的提取、纯化及生物活性研究进展

朱蓉静，陈雪峰，刘 欢，孟广燕，党 玥

（陕西科技大学食品与生物工程学院，陕西西安 710021）

多糖在自然界分布较为广泛，其不仅是动物、植物、藻类等有机体的重要组成成分，还具有抗炎、抗氧化、抗辐射、抗病毒、抗肿瘤、降血糖血脂、免疫调节、保肝、美容等多种活性功能[1-2]。近年来，藻类多糖的抗病毒、抗氧化和降血糖等功能逐渐被人们所发现。发菜（Nostoc flagelliforme，发状念珠藻）与地木耳、葛仙米同属于蓝藻（Cyanobacteria），且都是陆生念珠藻（Nostoc），既可食用，也可作为药用[3]。从《野菜博录》等古书中可了解到，发菜历来就是我国的传统珍肴[3]，而且还具有消热解毒、调理肠胃和降血压等药用功效[4]。发菜中含有多糖，钾、钙等元素以及蛋白质等多种成分[5]。其中，多糖作为发菜中的重要活性成分之一，具有抗氧化、免疫调节、抑菌抗炎、抗病毒、抗肿瘤等活性功能，因此，具有良好的开发应用前景[6-7]。本文主要对发菜多糖的提取、分离和纯化、分析鉴定、生物合成以及生物活性的相关研究进展进行了综述，以期为发菜多糖的深入研究和开发利用提供理论依据。

1 发菜多糖的提取、分离纯化和分析鉴定

1.1 发菜多糖提取

为了进一步研究发菜多糖的结构、性质和活性功能，首先需要采取合适且高效的方法提取发菜多糖。目前，发菜多糖的提取方法主要有热水浸提法、超声波法、絮凝纯化法及酶法等。

1.1.1 热水浸提法 热水浸提法是一种传统的多糖提取方法，也是研究中被使用最多的方法。由于发菜多糖易溶于热水，故可利用该方法从发菜细胞中提取得到发菜多糖[8]。提取过程中，料水比、提取温度和提取时长等条件均会影响提取的效果。陈雪峰等[9]采用该方法提取发菜细胞中的发菜多糖时筛选出最佳实验条件，即料水比为1:120（g/mL），80 ℃条件下提取4 h，最终发菜多糖得率为5.8%。林永贤等[8]探究了不同料水比、提取温度和时间以及提取次数条件下发菜多糖得率的大小，最终确定最佳工艺条件，即料水比为1:90（g/mL），在80 ℃条件下提取70 min，共提取3次，得到的发菜多糖得率为14.1%。对比研究发现，在料水比、温度条件相近的情况下，通过减少每次提取的时间而增加提取的次数能使得发菜多糖的得率有所提高。但由于发菜中含有大量的叶绿素、藻蓝素、小分子糖类和脂类物质等杂质，因此直接用热水浸提法提取容易造成多糖得率总体较低，故可先利用石油醚脱除色素等杂质分子，并用乙醇去除可溶性的小分子糖，再采用热水浸提法，从而进一步提高发菜多糖得率[10]。

1.1.2 酶解法 酶解法是利用蛋白酶等破坏细胞结构来促进多糖的释放，从而使得多糖提取率得以提高的一种多糖提取方法[11]。刘鼎阔等[12]在提取发菜多糖时，将发菜干粉脱脂后，先后利用胰蛋白酶和碱性蛋白酶对发菜样品进行水解。酶解法不仅提高发菜多糖的水解度，而且得到的多糖分子量较小，也避免化学法提取过程中产生的化学物质残留和污染。

1.1.3 超声波法 超声波法是一种新型天然物质提取方法，利用该方法提取发菜多糖的原理是利用超声波的强烈振动使发菜细胞的细胞壁结构被破坏[13]，使多糖等物质在短时间内被释放出来，从而提高多糖的提取效率。尽管与其他方法相比较超声波法具有低能耗、高效率的优点[14]，但研究发现提取过程中超声时间越长越容易使多糖降解[15]，不但会导致多糖提取率降低，还会影响多糖的生理活性，因此，利用超声波法提取多糖时还应尽量减短时间[16]。李卓等[17]在提取发菜多糖时采用超声波法，并用水为提取溶剂，通过探究料液比、提取温度和时间以及超声波功率四种因素对发菜多糖提取率的影响，确定了最适条件，即料液比为1:50（g/mL），在100 W的超声波功率和60 ℃的温度条件下提取20 min后，发菜多糖的提取率为7.369%。

1.1.4 絮凝纯化技术 絮凝纯化技术主要通过高分子絮凝剂对固体微粒及大分子杂质进行沉淀，从而同时达到提取和纯化目的[18]。使用该方法不仅能够降低生产成本，而且提取步骤简易方便、安全，效率较高[19]，还能有效去除蛋白质等杂质分子，有效保留所需成分[20]。作为一种新型技术，絮凝纯化技术近年来被广泛应用于多糖等有效成分的提取纯化中。其中，壳聚糖是絮凝纯化过程中较为常用的一种絮凝剂，其来源广泛，安全无毒性，且同时具备吸附絮凝和电中和絮凝作用[21]。张喜峰等[18]利用壳聚糖作絮凝剂，对样品溶液进行絮凝提取纯化，探究在不同的多糖提取液pH、壳聚糖用量以及絮凝温度和时间条件下发菜多糖保留率的大小，并最终确定了最佳条件，即多糖提取液pH为7，壳聚糖用量为1.5 mg/mL，40 ℃条件下提取60 min，发菜多糖的保留率达到了90.3%，蛋白质去除率达到了75.1%，且与传统的热水浸提法得到的多糖相比，絮凝提取纯化的多糖在一定浓度范围内对体外自由基的清除能力有所提高。由此可见，使用该方法的提取纯化效果较为理想。

1.2 发菜多糖的分离和纯化

经过初步提取得到的粗多糖中通常含有多种杂质分子，因此还需要进行蛋白质、色素、脂类物质及无机盐等杂质的去除，并采用柱层析法达到进一步纯化的目的。

1.2.1 除蛋白 去除发菜粗多糖中的蛋白质最常用的方法是Sevag法和三氯乙酸法[9]。Sevag法较三氯乙酸法更加温和，需要重复多次才能达到较好的除杂效果，且多次处理还容易造成多糖损失。陈雪峰等[9]采用Sevag法除蛋白时，共重复处理4次才使得CHCl3与水的界面无蛋白质沉淀。梁文裕等[10]比较两种方法时发现Sevag法试剂用量大，重复次数多，耗时耗力，故最终采用了更快速简便的三氯乙酸法，使发菜粗多糖的蛋白质含量由7.508 mg/mL降至0.173 mg/mL，蛋白质去除率为97.7%，达到了较好的除杂效果。三氯乙酸法相对Sevag法除蛋白作用更强，但在采用该法时应注意控制三氯乙酸的浓度，防止其对发菜多糖的结构产生破坏作用。

1.2.2 除色素、脱脂 发菜粗多糖中的藻蓝素、叶绿素等色素分子可利用石油醚除去[10]，此外，利用柱层析法也可在纯化的过程中去除色素分子[9]。对于脱脂，石油醚除了能脱色素外还具有脱脂的作用[10]。CO2超临界萃取技术作为一种新型分离纯化技术，也能够高效分离脂类物质，该方法不但具有简单易操作、高效率、高选择性等优点，还能有效保留发菜多糖的有效成分，是一种理想的发菜粗多糖脱脂除杂方法[22]。刘鼎阔等[12]采用CO2超临界萃取技术对发菜多糖进行脱脂时，将萃取温度设置为58 ℃，萃取压强设置为35 MPa，该条件下静态萃取l0 min后设置CO2流量为15 L/h，再动态萃取125 min，除杂效果较好。

1.2.3 透析法 利用透析法分离纯化时需要选择一种合适的透析膜[23]，陈雪峰等[9]在利用该方法纯化发菜多糖时，对大小适宜的选择性半透膜中的多糖样品浓缩液用去离子水进行透析、除杂，经过48 h后得到了纯化后的发菜多糖。利用透析法在去除无机盐的同时，还可除去像单糖等小分子杂质，从而提高发菜多糖的纯度[11]。

1.2.4 柱层析法 常用于分离纯化发菜多糖的柱层析法主要有离子交换柱层析法和凝胶柱层析法。陈雪峰等[9]在研究中将发菜胞外粗多糖依次通过DEAE-52纤维素离子交换柱和Sephadex G-100凝胶柱，最终分离纯化得到一种酸性多糖，并对荚膜粗多糖用同样的方法进行了分离纯化，得到了两种酸性多糖和一种中性多糖。秦韶燕[24]对自养发菜的多糖进行分离纯化时，以多糖得率和蛋白质含量为评价指标比较了发菜多糖分别经过4种不同类型的树脂的（DEAE-Cellulose、DEAE52、DEAE01和DEAESephroseCL-6B）分离纯化效果，结果显示，相对于其他三种树脂，DEAE-Cellulose对发菜多糖的分离纯化效果是最理想的。除了树脂类型之外，洗脱剂和洗脱方式的差异也都会造成离子交换树脂分离纯化效果的不同，因此，秦韶燕等[25]在采用DEAE-Cellulose对发菜多糖进行分离纯化时探究了DEAE离子交换色谱纯化的最佳条件。结果表明，采用OH-型离子交换树脂，并在洗脱剂NaCl浓度为0.2 mol/L时，多糖纯度达到81.02%，较原来提高了近50%，效果最佳。

1.3 发菜多糖的分析鉴定

1.3.1 含量测定 在发菜多糖含量测定的研究中通常使用的方法为苯酚-硫酸法和蒽酮-硫酸法[9-10]。相对于其他方法，这两种方法具有操作简易、检测速度快的优点，因此在各类研究中被广泛应用[26-27]。白雪娟等[28]为确定合适的水溶性发菜多糖含量测定方法，对比了苯酚-硫酸法和蒽酮-硫酸法。结果表明，这两种方法的测定结果的准确性和稳定性均较好，但在一定程度上均会受发菜培养基中添加的无机盐离子的影响，因此在测定培养液中多糖的含量前应先去除盐离子。此外，相对于蒽酮-硫酸法，苯酚-硫酸法更适用于多糖含量较少的样品的测定。

1.3.2 纯度鉴定 多糖作为高分子化合物，即便是纯品，其微观结构相对来说也无法达到均一程度，因此在纯度鉴定过程中，无法用常用的化合物纯度标准来判断多糖纯度的大小[29-30]。一般用于鉴定多糖纯度的方法有柱色谱法、超离心法、紫外检测法、比旋度和电泳法等[26]。发菜多糖的纯度鉴定常用的方法为凝胶柱层析法和紫外光谱分析法。例如，秦韶燕[24]将纯化得到的发菜多糖进行凝胶过滤，得到的凝胶柱洗脱曲线是单一的对称峰，则说明该发菜多糖的分子量大小是相对均一的。于海峰等[31]对纯化得到的发菜多糖进行紫外光谱分析，且紫外光谱图显示在260以及280 nm处均无吸收峰，则说明该多糖样品没有蛋白和核酸杂质包含其中，纯度相对较高。

1.3.3 分子量测定 在多糖分子量测定研究中一般采用高效液相色谱法、凝胶色谱法以及渗透压法[26]。测定发菜多糖的分子量时通常采用高效液相色谱法[32]。此外，采用凝胶过滤法也可以方便快捷地测定发菜多糖的分子量[33]。目前已确定的部分发菜多糖分子量见表1。于海峰等[31]采用高效液相色谱法对分离纯化得到的两种多糖的表观分子量进行了测定和分析，结果如表1中所示，其中野生发菜多糖NFPS0的表观分子量与液体悬浮培养发菜多糖NFPS2的表观分子量在同一数量级范围内，差异很小，且与Kenji等[32]报道的野生发菜多糖Nostoflan分子量也在同一数量级范围内。

1.3.4 结构测定 多糖的结构是其活性功能的基础，因此多糖结构的测定对于研究其生物活性具有重要作用。对于多糖的初级结构（即一级结构）和高级结构（包括二级、三级、四级结构），在测定时所采用的方法是不同的。一级结构的测定主要有三个方面，即糖苷建的构型、单糖的组成和数量（或比例）[35-36]。通常可利用三氟乙酸将发菜多糖完全酸水解后，再采用高效液相色谱或气相色谱法进行单糖组成的测定和分析[36]。目前已确定的部分发菜多糖的单糖组成及比例见表1。如表1所示，于海峰等[31]、Kenji等[32]以及Huang等[34]测得的野生发菜多糖组成均一致。此外，发菜多糖的结构与培养环境有密切联系。路苗等[35]研究盐胁迫对发菜多糖结构的影响时，利用柱前衍生高效液相色谱定性定量分析了发菜胞外多糖的单糖组成和摩尔比例，通过比较发现，正常培养条件和盐胁迫培养条件下，发菜细胞多糖的单糖组成种类一致，但对应的比例差异明显，如表1所示，盐胁迫培养条件下葡萄糖和木糖的含量降低，而甘露糖、鼠李糖、半乳糖及葡萄糖醛酸含量提高。逆境条件下发菜多糖的单糖组成比例发生改变，这实际上也是发菜细胞对逆境胁迫的一种抵御方式。对于发菜多糖的糖苷键构型，通常需要经过酶解、高碘酸氧化、刚果红实验、元素分析及红外光谱分析等来进行研究分析[24]。秦韶燕等[24]在分析发菜多糖的糖苷键时，通过刚果红实验证明了发菜多糖具有有序的三螺旋结构，并采用高碘酸钠氧化法证明了该发菜多糖中包含了1→6、1→2或1→4糖苷键，同时也可能有1→3糖苷键。此外，还通过酶解反应证明了发菜多糖中有 β-(1→4)糖苷键，而没有α-糖苷键，此结果与于海峰[31]通过红外光谱分析得到的发菜多糖只含有β-糖苷键的结果一致。通常具β-螺旋型立体结构的多糖其活性要高于α-螺旋型立体结构，而且发菜多糖的抗肿瘤活性也与其β-螺旋型的立体结构特征有关。对于高级结构，通常采用核磁共振（Nuclear Magnetic Resonance，NMR）、原子力显微镜（Atomic Force Microscope，AFM）等进行测定。其中，利用AFM可进行多糖分子表面形貌的观察，用于观察发菜多糖的三维结构[31]。

表1 发菜多糖的单糖组成及分子量Table 1 Monosaccharide composition and molecular weight of Nostoc flagelliforme polysaccharides

2 发菜多糖的生物合成研究进展

在我国，发菜主要分布于西北地区，且主要生长在干旱和半干旱区域[37]，具有防风固沙的作用，是沙漠地区的主要生物固氮资源和生态系统的重要维护者。研究表明，发菜生长环境的生态因子很有特性，光照条件、温度、营养物质等因素均会影响发菜的生长[37-38]。而发菜多糖作为发菜生长代谢过程中分泌的一种重要抗性物质，其产量也会随环境因素改变而发生变化[39]。尽管发菜对辐射、干旱等有很强的抗逆性，但在自然条件下生长极为缓慢，年生长率不高于10%[40]。再加上为获取经济利益而对发菜的过度开采，使得发菜的自然资源越来越少，无法满足市场需求。因此，为了提高发菜多糖的产量，研究者采用多种人工培养方式，对发菜多糖合成的影响因素及生物合成机制进行了研究，并取得了一定的进展。

2.1 发菜多糖合成的影响因素

2.1.1 温度 温度作为发菜生命活动的一个重要限制因子，能够直接影响发菜细胞的生长代谢过程，从而影响多糖的合成[39]。毕永红等[39]和于海峰等[41]在研究中发现，发菜细胞的生长速率受温度变化的影响极大，同时，温度对发菜胞外多糖的合成和分泌量也有显著影响，且高温和低温条件均不利于细胞的生长，但能够提高单位质量发菜多糖的产量。Yu等[42]发现发菜细胞在25 ℃条件下生长良好，但相对较低和较高的温度条件更有利于发菜多糖的积累。

2.1.2 光照条件

2.1.2.1 光照强度 在发菜培养过程中，光照强度能够直接影响其光合作用，从而影响发菜的生物量和多糖合成[43-45]。郭伟[43]研究不同光照强度对发菜细胞的生长和发菜多糖产量的影响，结果表明，光照强度的增加有利于发菜细胞的生长和发菜多糖的合成，且将光强设置为60 μmol·m-2·s-1时，发菜多糖的产量最高，为0.7 mg/L。

2.1.2.2 光照周期 光照周期的变化通过影响细胞对营养物质的吸收和细胞内有机物的代谢等来影响胞外多糖的合成[44]。郭伟[43]通过研究不同光照周期对发菜细胞的生长和发菜多糖产量的影响发现，连续光照更有利于发菜细胞生长速率的提高和多糖的积累。

2.1.2.3 光质 不同种类微藻对不同光质的敏感程度不同，使得合成和分泌的多糖量也不同，例如，研究发现螺旋藻（Spirulina platensis）在绿光条件下多糖产量最高，在其他光照条件下产量相对较少[46]，而对于发菜，Han等[47-48]在研究不同种类光源对发菜多糖合成的影响时发现，相对于白色荧光，发菜细胞在红光、蓝光和红蓝混合光三种条件下能产生更多的发菜胞外多糖。

2.1.3 主要营养物

2.1.3.1 碳源 发菜是一种光合自养型生物，自然条件下可以以大气中的CO2和碳酸盐为碳源[49]。研究发现，发菜还可在异养条件下生长，即在无光照的环境中，发菜可通过分解代谢培养基中外加的葡萄糖来满足其生长活动所需[49]。Yu[50]在BG-11培养基中分别添加了四种不同的碳源，即果糖、葡萄糖、木糖和蔗糖，且通过比较发现，当发菜处于只有葡萄糖碳源时，且同时添加了乙酸盐的条件下时，细胞生长量和多糖产量均显著提高。此外，韩培培等[49]研究发现，将葡萄糖设为发菜细胞培养基中的唯一碳源，并采用异养流加的培养方法，能够有效提高发菜细胞的生长量和多糖的产量。

2.1.3.2 氮源 氮元素是藻类生长代谢所需的重要营养因子，不同种类和浓度的氮源会影响藻类蛋白质、多糖等物质的合成[51]。于海峰等[41]在探究不同氮盐条件对发菜胞外多糖累积的影响时发现，硝酸钠较硫酸铵和尿素更有利于发菜细胞的生长和胞外多糖的合成，且提高培养基中硝酸钠的浓度可使发菜多糖的产量增加，但在硝酸钠的最佳浓度（2.5 g/L）条件下，多糖的产量与无氮条件下基本一致。汤俊等[51]也通过研究发现，氮源的缺乏虽然不利于细胞的生长，但会在一定程度上促进胞外多糖的合成。毕永红等[39]通过对照试验却发现，氮元素的缺乏会导致发菜胞外多糖的合成和分泌量下降。总之，尽管发菜具有一定的固氮能力，也能在氮源缺乏的条件下通过促进细胞胞外多糖的分泌实现自我保护，但从长远的细胞培养角度考虑，适宜、足够的氮源对于细胞的生长、代谢是必需的。

2.1.3.3 磷源 磷元素同样是微藻生长代谢所需的一种营养成分，一定浓度的磷源有利于细胞的生长和胞外多糖的合成[39]。Yu[50]通过研究发现，尽管磷酸盐对特定细胞胞外多糖的产量影响很小，但在BG-11培养基中加入KH2PO4时，发菜细胞的生长速度和胞外多糖的积累量均有所提高。

2.1.3.4 其他因素 采用不同的人工培养方式培养发菜，其细胞的生长和多糖的合成会受到不同因素的影响。目前，发菜的人工培养按照培养基形式的不同可分为液体培养和固体培养[6]。对于液体培养，除了以上提到的温度、光照、碳源和氮源外，培养基的pH[42]、搅拌速率[52]等其他因素也会影响发菜的细胞生长和胞外多糖的合成[53]；对于固体培养，除了营养成分、温度等因素外，固体基质的材料、湿润性等因素也会对发菜多糖的合成和分泌产生影响[54-56]。

2.2 发菜多糖的生物合成机制

发菜多糖的合成是由多种因子共同参与完成的[57]，其合成机制较为复杂。因此，对发菜多糖的生物合成途径、相关酶和基因等的研究对于其合成机制的全面揭示具有重要作用。

2.2.1 生物合成途径 研究表明，尽管不同种类多糖的结构形式有差异，但其合成过程几乎相同[58]，主要包含前体核苷酸糖的合成、糖重复单元的组装延伸和聚合、多糖的修饰和输出三步[6]。

当细胞将培养基中的碳源物质吸收至体内后，能通过多条代谢途径生成能量ATP和多种前体物质等供细胞生长代谢利用[59]。其中，细胞在代谢过程中对于葡萄糖-6-磷酸的利用量很大，且利用其生成的各种核苷酸糖，经活化后可作为前体物质参与合成细胞胞外多糖[6]。通常，糖核苷酸供体在糖基转移酶的作用下能与细胞膜上的受体物质结合，形成Und-PP-己糖，再在多种特异性糖基转移酶的作用下完成对糖重复单元的组装过程[6]。其中，糖基转移酶既是多糖组装过程中的一个关键酶，同时也是整个多糖合成过程中的关键酶，目前已经在多种生物体内发现了大量不同种类的糖基转移酶，而且相关的研究还在进行当中。李欧[59]通过分析发现了Paenibacillus elgiiB69中的六个糖基转移酶基因，并确定了这六种糖基转移酶各自的催化功能，为多糖生物合成机制的进一步研究提供了基础。

组装后，重复单元开始进行延伸和聚合。在大多数胞外多糖的合成过程中，糖重复单元的延伸和聚合都是最关键的一个步骤[58]，其按机制可分为Wzy途径、合酶途径以及ABC-转运蛋白途径[6]。但是大多数为Wzy途径[59]，即Und-p-p-重复单元在Wzy聚合酶的作用下聚合形成长链多糖后，便会从与其相连的载体上按一定顺序转移到新的Und-p-p-重复单元上，再进行聚合。而且在Wzy途径中，多糖的运输是在Wzx、Wzy等酶的共同作用下完成的。

2.2.2 生物合成途径的相关酶和基因的研究 研究表明，高盐度[60]、高光强[39]等逆境条件能够刺激发菜细胞产生和分泌胞外多糖，甚至能使得发菜细胞通过改变多糖的单糖组成来抵抗逆境胁迫[61-62]。随着基因工程等技术的发展，一些研究者为了探究逆境条件下发菜多糖产量提高的内在调节机制，改变了发菜细胞的培养条件来刺激多糖的产生，并与正常条件下的发菜样品进行比较，再经转录组学和蛋白质组学等分析，从而筛选出与发菜多糖合成相关的差异表达基因或蛋白，分析这些差异表达基因和蛋白质对发菜多糖合成调控的作用对于发菜多糖合成机制的进一步研究具有十分重要作用[6]。

陈雪峰课题组的前期相关研究表明，在盐胁迫条件下时，发菜细胞通过提高胞外多糖的分泌量来抵御高盐离子渗入和水分渗出，并保护细胞[5,60]。据此，范华[6]、陈雪峰等[57]在研究中发现盐胁迫条件下糖基转移酶基因转录水平提高，促进了发菜多糖前体物质的合成，从分子层面证明了盐胁迫下发菜胞外多糖产量的增加。范华[6]分别对盐胁迫条件和正常培养条件下的发菜进行了转录组学分析，共筛选出了五种基因，分别为多糖输出蛋白基因（PEP）、GDP-甘露糖4,6-脱水酶基因（GMD）和三种糖基转移酶相关基因（GT1、GT2、GT3），再利用基因工程技术对这五个基因进行克隆与表达，为发菜多糖合成机制的继续研究提供了一定的理论基础。

Han等[47-48]研究发现，相对于白色荧光，发菜细胞在红光、蓝光和红蓝混合光三种条件下能产生更多的胞外多糖，并采用蛋白质组学的方法获得大量差异表达蛋白。对参与多糖合成的差异表达蛋白分析后发现，三种光照条件下多糖合成的调节机制相同，即通过促进糖核苷酸的合成来促进多糖的产生[63]。而且转录组学等分析结果表明，这三种光照条件下的糖核苷酸酶和糖基转移酶相关基因的转录水平均有所提高，故说明发菜细胞在这三种条件下通过促进糖核苷酸和糖重复单元的合成来促进多糖的产生[64]。

目前，发菜细胞的抗逆境响应机制和多糖的合成机制还在进一步研究中。全面了解发菜多糖合成相关的酶和基因有助于构建高产多糖的发菜藻种，从而实现发菜多糖的大规模批量生产，以满足消费者不断增长的食用、医用等需求[63]。

3 发菜多糖的生物活性

近年来的多项研究表明，发菜多糖具有抗氧化、抑菌抗炎、抗病毒、抗肿瘤以及免疫调节等多种活性功能。因此，发菜多糖在食品、医药等领域逐渐被开发、应用，有着良好的发展前景[33]。

3.1 抗氧化

正常条件下，机体能够使得自由基的产生与清除过程维持在一种动态平衡状态中，但是一旦当机体遇到有害刺激时，这种平衡状态就会被破坏，使得自由基增多，便会对机体造成伤害甚至导致多种疾病出现，例如引起炎症、形成肿瘤等[11]。多项研究发现，发菜多糖可以有效清除多种自由基，具有较好的体外抗氧化活性。汤俊等[65]就发菜多糖、葛仙米多糖和地木耳多糖对三种不同自由基的清除能力大小分别进行了研究。结果表明，三种多糖对超氧阴离子自由基和羟自由基的清除作用均较明显，但是对DPPH自由基的清除作用均不明显，其中发菜多糖对羟自由基的清除效果较其他两种多糖是最强的，清除率最高为74.3%。陈雪峰等[66]分别研究了发菜的胞外多糖和荚膜多糖的抗氧化性。通过对比发现，超氧阴离子自由基、DPPH和羟自由基均能被发菜胞外多糖与荚膜多糖有效清除，而且胞外多糖较荚膜多糖的清除能力更强。研究还发现，野生型发菜的胞外多糖与人工液体培养的发菜多糖纯化物相比抗氧化性更强，这可能与发菜多糖的空间结构在经过分离、纯化等操作后发生了改变有关，而且纯化后的发菜多糖失去了原来不同多糖化合物之间的协同作用，因此使得抗氧化活性降低[67]。目前对发菜多糖体外抗氧化的研究较多，而对发菜多糖体内抗氧化的研究还较少。符宏磊等[68]利用小鼠实验，通过检测小鼠血清中的CAT、SOD等酶类的活性来评价发菜多糖的体内抗氧化性，研究发现高剂量的野生发菜多糖与低剂量的人工培养发菜多糖均能显著提高CAT和SOD的活性，说明发菜多糖可通过增强体内的抗氧化系统来发挥其抗氧化作用。

3.2 免疫调节

近年来研究发现，发菜多糖能够提高免疫细胞和免疫器官的功能，因此，对体内、体外免疫均具有一定的调节作用[69]。

3.2.1 体外免疫调节 脾脏作为机体的一大重要器官，能够直接反映出机体免疫功能的好坏。因此，体外试验经常通过检测脾脏中脾淋巴细胞的体外增殖、转化活性来评价机体免疫水平的高低，故可作为体外免疫活性的评价指标[70]。杜洁[70]通过研究发现，发菜多糖在一定范围内能够作用于小鼠的脾淋巴细胞，从而提高其体外免疫功能。朱蓓茹[69]将发菜多糖纯化物进行了硫酸化修饰和硒化修饰，且脾淋巴细胞增殖指数等评价指标显示，分子修饰后发菜多糖的体外免疫活性较分子修饰前有所提高，且硫酸化修饰的发菜多糖较硒化修饰多糖而言，免疫调节活性更强。

3.2.2 体内免疫调节 体内免疫调节包括特异性和非特异性免疫，是免疫系统所包含的脾脏、胸腺等各个环节相互配合的过程。体内免疫调节过程中的每一个环节都对免疫调节和维持机体健康有重要作用[71]。且胸腺和脾脏能够直接影响机体免疫功能的好坏，因此，可以利用胸腺指数和脾脏指数来评价机体免疫能力的好坏[69]。杜洁[70]经过研究发现，一定浓度的发菜多糖能够显著提高小鼠的脾脏指数和胸腺指数，说明发菜多糖能在一定程度上提高机体的免疫功能。侯茂霞等[72]研究发现，发菜多糖对小鼠特异性免疫功能的提高没有显著作用，但可通过作用于非特异性免疫细胞来间接提升小鼠的免疫能力。

3.3 抑菌抗炎

目前，已经有多种藻类多糖被证明具有抑菌性和抗炎作用[73]。杜洁[70]和郭金英等[73]研究发现，发菜多糖能在一定浓度范围内对沙门氏菌、大肠杆菌以及红曲霉等多种微生物菌种的活性起到抑制作用。此外，研究发现，发菜多糖能够对由二甲苯和角叉菜胶引起的小鼠耳部和足部炎症起到一定的减缓作用[73]。目前，对发菜多糖抗炎作用的相关研究相对较少，还在进一步的研究当中。

3.4 抗病毒

研究表明，发菜多糖具有一定的抗病毒性，能够通过阻断病毒对宿主细胞吸附的过程，从而保护宿主细胞避免受到病毒的攻击。Kenji等[32]发现分离纯化得到的发菜多糖能阻止HSV-1、HSV-2和甲型流感病毒等包膜病毒与细胞的识别和吸附，起到较强的抗病毒作用。而且尽管发菜多糖不能阻断已经结合在宿主细胞上的病毒的渗透[74]，但在病毒对宿主细胞作用的初期，病毒与细胞的结合过程能够被发菜多糖阻断，从而降低细胞被感染的概率。此外，由于该发菜多糖不具有抗凝血酶活性，因而不会对细胞产生副作用[32]。因此，发菜多糖将来可作为一种有效的抗病毒药物被开发利用。

3.5 抗肿瘤

发菜多糖作为一种新型生物活性多糖，具有一定的体外肿瘤抑制活性[75]。苏振宏等[76]研究发现，发菜原植体和细胞产生的胞外多糖对人肝癌细胞HepG2都具有抑制作用，而且在作用过程中Caspase-3酶活性明显得到了提髙，由此可说明发菜多糖很可能是通过使线粒体发生凋亡而达到抑制肿瘤细胞活性的目的的[76]。路苗[60]在探究盐胁迫条件对发菜胞外多糖抗肿瘤活性的影响时，考虑到胞外多糖主要在人体肠道中发挥功能的特点，选择了人结肠癌HT-29和LoVo细胞进行实验，结果表明，盐胁迫和正常培养条件下的发菜胞外多糖都能有效阻止肿瘤细胞的增殖过程，且盐胁迫条件较正常条件的发菜多糖作用更强。

4 展望

近年来，发菜多糖抗氧化、抗病毒和抑菌抗炎等生物活性逐渐被发现，在食品、药品等领域具有良好的开发应用前景。虽然国内外研究者已经对发菜多糖进行了一系列研究，但还存在一些问题，例如：发菜多糖的提取率较低；不同培养条件下发菜多糖的组成各异，生物活性也有一定的差异；对于发菜多糖的合成机制还未完全了解。因此，还需要通过结合新型技术等方式提高发菜多糖的提取率，深入研究发菜多糖结构与功能活性的关系，探究发菜多糖降血糖血脂以及调节肠道菌群的功能，并继续筛选与发菜多糖合成相关的蛋白质和基因，不断了解发菜多糖的整个代谢调控机制，为发菜多糖在食品、化妆品以及医药等方面的开发应用提供更加全面、系统的理论基础。