基于生物酶法的酰基化桑椹花青素的制备与特性

2021-04-15蒋希芝辛向东ThomasAttaribo桂仲争

农业工程学报 2021年3期

蒋希芝，徐磊，张蓓，辛向东，Thomas Attaribo，桂仲争※

（1. 江苏科技大学生物技术学院，镇江 212018；2. 农业农村部长江中下游设施农业工程重点实验室，江苏省农业科学院农业设施与装备研究所，南京 210014；3. 江苏银宝农业科学研究院有限公司，盐城 224014）

0 引言

桑椹为多年生木本植物桑树（Morus albaL.）的成熟果穗，又名桑葚子、桑果、桑枣等。桑椹不仅含有丰富的维生素、氨基酸、矿物质等营养元素，而且富含多种具有生物活性的化合物，如黄酮、生物碱、多糖等多种生物活性成份[1-2]。花青素是桑椹中含量丰富的重要活性成分之一，也是天然色素的重要来源之一[3]。花青素是具有亲水性和水溶性的多酚类植物色素及其代谢产物，是重要的抗氧化剂之一[4-5]，具有广泛的药理特性，如抗氧化、抗衰老、抗炎、抗菌和抗癌[6-10]，因此，在医药、食品等领域具有巨大的应用潜力[11]。桑椹果实中花青素主要有4种存在形式，分别为矢车菊素-3-O-葡萄糖苷（C3G）、天竺葵素-3-O-葡萄糖苷（P3G）、矢车菊素-3-O-芸香苷（C3R）和天竺葵素-3-O-芸香苷（P3R）。C3G和C3R是桑椹花青素中的主要成分[12]。

然而，花青素在加工过程中很不稳定，易受多种不同外部条件影响[13-14]。温度和光照是影响花青素降解稳定性的重要因素，显著降低其稳定性和生物活性[15]。Fracassetti等[16]观察发现花青素在25和42 ℃下的前14 d降解量缓慢，为3%，而在60和80 ℃下的第3天则降解很快，分别为60%和85%。加热处理可将花青素或其结合糖苷分解成小分子，如醛类、苯甲酸衍生物或同义花青素[17]。影响花青素稳定性的另一个重要因素是pH值。Rein等[18]证明，花青素水溶液在不同的pH值下存在4种形式的相互转化，导致不同颜色的存在。特别是在弱酸性到中性范围内，稳定性大大降低。此外，金属离子[19]、糖含量[20]和过氧化氢[21]也会影响花青素的稳定性。因此，花青素相对较低的稳定性是限制其广泛有效应用的关键缺陷和主要障碍[22-24]，尽可能减少花青素的降解，提高其稳定性尤为重要。

为了提高花青素的稳定性，已报道的修饰方法有糖基酰基化[25]、糖基化[26]、微胶囊化[27]、金属螯合[28]、脂质体[29]和纳米粒子载覆[30-31]。从营养学角度分析，普通的化学修饰定向性差，而生物酶法反应过程不会对花青素分子造成破坏，具有更高的安全性，更符合农业食品安全要求，而且生物酶具有高度选择性和专有性。因此，生物酶法更适合对花青素分子进行酰基化修饰[32]。目前，有关生物酶法对桑椹花青素酰基化修饰鲜有报道。

因此，本研究选取成熟桑椹果实，提取纯化制得桑椹花青素。采用生物酶法，对制备的桑椹花青素进行酰基化反应，并与非酰基化的花青素进行对比分析，考察脂肪酶、反应溶剂、酰基供体对花青素酰基转化率的影响，并对产物进行分析。此外，进一步分别研究温度、光照、pH值等条件对酰基化花青素结构和性能的影响，测定酰基化花青素的抗氧化活性，包括清除DPPH（1,1-二苯基-2-三硝基苯肼）自由基能力、总还原能力、Fe2+鳌合能力等，并与合成前花青素进行比较，探讨酰基化对花青素稳定性和抗氧化活性的影响，从而为花青素在功能性食品、生物医药和植物源农药、日用化妆品等生产领域中的应用提供参考的理论依据和实践指导。

1 材料与方法

1.1 试验材料与试剂

供试桑椹，采自江苏省镇江市江心洲中国农业科学院蚕业研究所国家桑资源圃基地。所摘桑椹为成熟度相近，形状大小均一，无霉烂变质，无病虫害的新鲜桑椹。

矢车菊素-3-O-葡萄糖苷（C21H21ClO11）标准品由上海麦克林生化科技有限公司提供；甲醇、乙腈，均为色谱纯，购于德国默克公司；南极假丝酵母脂肪酶、Amano脂肪酶PS购于美国Sigma公司；米曲霉脂肪酶购于美国Aladdin公司；猪胰腺脂肪酶、大孔吸附树脂（D101）、无水乙醇、吡啶、叔丁醇、叔戊醇、丙酮、苯甲酸甲酯、水杨酸甲酯、肉桂酸甲酯、没食子酸甲酯、4A分子筛、氯化钾、柠檬酸、磷酸氢二钠、氢氧化钠、铁氰化钾、三氯化铁均购于国药集团化学试剂有限公司，盐酸购于上海中试化工总公司，以上试剂均为分析纯；DPPH购于日本TCI公司，三氯乙酸、菲洛嗪购于上海生工，氯化亚铁购于沃凯，以上试剂均为生化试剂。

1.2 仪器与设备

SCIENTZ-ⅡD超声波细胞粉碎机，宁波新芝生物科技股份有限公司；UV-3200PC紫外可见分光光度计，上海美谱达仪器有限公司；Nicolet iS50傅里叶红外光谱仪，美国Thermo；HPLC 1260Ⅱ高效液相色谱仪，美国Agilent；LC 1260 MS G6420A高效液相色谱串联质谱分析仪，美国Agilent；QTRAP 6500质谱分析仪，美国SCIEX。

1.3 试验方法

1.3.1 生物酶催化合成酰基化花青素

采用生物酶法对制备的桑椹花青素进行酰基化反应。

选取南极假丝酵母脂肪酶（5 000 U/g）、Amano脂肪酶PS（Pseudomonas，30 000 U/g）、米曲霉脂肪酶（300 000 U/g）、猪胰腺脂肪酶（500 U/g）作为辅助花青素酰基化的催化酶，反应体积共10 mL，花青素20 mg、苯甲酸甲酯0.5 mol/L，分别加入酶活力1 000 U的不同的脂肪酶，吡啶2 mol/L，干燥活化4A分子筛1 g，40 ℃恒温振荡反应12 h。

选取吡啶、叔丁醇、叔戊醇、丙酮作为酶催化酰基化反应溶剂，反应体积共10 mL，花青素20 mg，苯甲酸甲酯0.5 mol/L，酶活力1 000 U南极假丝酵母脂肪酶，分别加入吡啶、叔丁醇、叔戊醇、丙酮2 mol/L，干燥活化4A分子筛1 g，40 ℃恒温振荡反应12 h。

选取苯甲酸甲酯、水杨酸甲酯、肉桂酸甲酯、没食子酸甲酯作为酰基供体，反应体积共10 mL，花青素20 mg，加入苯甲酸甲酯、水杨酸甲酯、肉桂酸甲酯、没食子酸甲酯各0.5 mol/L，酶活力1 000 U南极假丝酵母脂肪酶，吡啶2 mol/L，干燥活化4A分子筛1 g，40 ℃恒温振荡反应12 h。

1.3.2 高效液相色谱分析花青素含量

样品在去离子水中稀释后，进入配有四元泵、自动进样器和DAD检测器的高效液相色谱（High Performance Liquid Chromatography，HPLC）。在20 ℃下，使用反相色谱柱（Poroshell 120 EC-C18，4.0μm，4.6 mm×150 mm）测定花青素的含量。设置流速0.8 mL/min，进样量2.0μL。流动相为1%甲酸水溶液（A）和1%甲酸乙腈溶液（B）。试验在以下条件下进行：0～2.50 min，线性梯度从8%到12%B；2.50～5.00 min，线性梯度从12%到18%B；5.00～10.10 min，线性梯度从18%到20%B；10.10～12.00 min，线性梯度从20%到80%B；12.00～14.00 min，80%B；14.00～14.10 min，线性梯度从80%到8%B；14.10～18.00 min，8%B；最后，在下一次注射之前清洗并重新平衡色谱柱。分析期间，所有样品均保持在4 ℃，于520 nm处检测花青素。

1.3.3 花青素转化率和保留率测定

花青素酰基化转化率：采用高效液相色谱（HPLC）测定花青素酰基化反应后的出峰面积，根据公式（1）计算转化率[32]：

式中C为花青素酰基化转化率；S1为反应后液相色谱中C3G的出峰面积；S2为反应后新生成的C3G酰基化产物的出峰面积。

花青素保留率：采用高效液相色谱（HPLC）分别测定花青素酰基化前后的出峰面积，根据公式（2）计算保留率[32]：

式中P为花青素酰基化保留率；S0为反应前液相色谱中C3G的出峰面积。

1.3.4 酰基化花青素的结构分析

利用傅里叶变换红外光谱仪（Fourier Transformation Infrared Spectra，FTIR）和紫外-可见光风光光度计进行酰基化结构的初步分析。在衰减全反射模式（Attenuated Total Reflection mode，ATR）下，用Nicolet-iS50红外光谱仪对复合前后样品的特征吸收峰进行了表征。其中，波数范围为525～4 000 cm-1，温度为25 ℃。

借助紫外可见分光光度计（Ultraviolet-Visible Spectrophotometer，UV-Vis）对花青素溶液进行漫反射光谱测定，波长范围200～600 nm，扫描速度中等，狭缝宽度20 nm，采样间隔2.0 nm。

1.3.5 稳定性试验

热稳定性：用去离子水将酰基化和未酰基化的花青素稀释到相同浓度，pH值调为5。在室温下平衡1 h后，取相同体积溶液避光密封于离心管中，分别在40、50、60 ℃的温度下，避光水浴热处理12 h，研究温度对花青素稳定性的影响。采用紫外-可见光分光光度计，在520 nm处测定花青素含量。根据公式（3）计算花青素保留率[33]：

式中R为花青素保留率；A0为加热开始时的吸光度（t=0）；At为时间t时的吸光度。

光稳定性：用去离子水将酰基化和未酰基化的花青素稀释到相同浓度，pH值调为5。在室温下平衡1 h后，取相同体积溶液置于离心管中，在450 W荧光灯照射箱中光照处理12 d，温度20 ℃，每2 d取样测试花青素含量变化，计算花青素保留率，考察不同光照对花青素稳定性的影响[33]。

pH稳定性：选取pH值范围2至9，每100 mL缓冲溶液中溶解15 mg花青素。缓冲剂：0.1 mol/L氯化钾溶液作为pH值为 2的缓冲液；0.1 mol/L柠檬酸溶液作为pH 值为3和4的缓冲液；0.1 mol/L磷酸盐溶液作为pH值为 5、6和7的缓冲液；0.1 mol/L磷酸盐-氢氧化钠溶液作为pH值为 8和9的缓冲液。计算花青素含量变化，分析pH值对花青素稳定性的影响。

1.3.6 抗氧化性试验

DPPH自由基清除能力：称取一定量的DPPH，用无水乙醇配制成0.1 mmol/L的DPPH溶液。分别取0.2 mL不同浓度（0.1、0.2、0.4、0.6、0.8 mg/mL）的溶液，加入0.4 mL DPPH溶液，混合均匀，室温放置30 min后，5 000 r/min离心10 min。取上清液于517 nm处测吸光值。用VC作为阳性对照。样品对DPPH自由基的清除率利用公式（4）计算[34]：

式中Ad0为0.2 mL无水乙醇+0.4 mLDPPH溶液的吸光值；Ad1为0.2 mL样品溶液+0.4 mLDPPH溶液的吸光值；Ad2为0.2 mL样品溶液+0.4 mL无水乙醇的吸光值。

总还原能力：在离心管中分别加入0.2 mol/L pH值为6.6的磷酸缓冲液0.25mL和不同浓度（0.1、0.2、0.4、0.6、0.8 mg/mL）的溶液0.2 mL，加入0.25 mL 1%铁氰化钾，混合均匀后于50 ℃反应20 min。取出后加入0.25 mL 10%三氯乙酸终止反应，5 000 r/min离心10 min。取上清液加入0.2 mL蒸馏水和0.05 mL 0.1%FeCl3，混匀后静置10 min，在700 nm处检测吸光值。VC作为阳性对照[34]。

Fe2+鳌合能力：分别取0.4 mL不同浓度（0.1、0.2、0.4、0.6、0.8 mg/mL）的溶液，加入2 mmol/L的FeCl2溶液0.1 mL和5 mmol/L的菲洛嗪溶液0.2 mL，25 ℃水浴10 min，于562 nm处测吸光值，EDTA为阳性对照。样品对Fe2+鳌合率利用公式（5）计算[34]：

式中Af0为0.4 mL蒸馏水+0.1 mLFeCl2+0.2 mL菲洛嗪吸光值；Af1为0.4 mL样品+0.1 mL FeCl2+0.2 mL菲洛嗪吸光值；Af2为0.4 mL样品+0.1 mL蒸馏水+0.2 mL菲洛嗪吸光值。

1.3.7 MTT（Thiazolyl blue tetrazolium bromide）噻唑蓝试验

中国仓鼠卵巢上皮细胞CHO-k1活性检测，培养基：Ham’s F-12K+10%FBS（Fetal Bovine Serum）。1）收集对数期细胞，调整细胞浓度，每孔加100μL（待测细胞密度8 000个/孔）；2）5%CO2、37 ℃培养至细胞铺满孔底，弃培养基，加入不同浓度梯度的待测样品（一般下午铺板，次日上午加药）；样品用纯F-12K培养基（无FBS）进行梯度稀释后，以样品∶培养基=1∶9的比例加入96孔板（一般先加20μL样品，再加180μL培养基）；以PBS作阴性对照；3）继续培养16～48 h后，加入20μL MTT溶液（5 mg/mL），继续培养4 h（注意避光）；4）终止培养，弃培养基；注意不要将结晶物吸出；5）每孔加入150μL DMSO（Dimethyl Sulfoxide），置摇床低速震荡10 min，使结晶物充分溶解，测A490 nm；6）细胞活性%=样品吸光值/对照组吸光值×100，抑制率计算公式如（6）所示：

式中N为抑制率；An0为对照组吸光值；An1为样品吸光值。

2 结果与分析

2.1 生物酶催化条件对花青素酰基化的影响

生物酶催化活性是影响桑椹花青素酰基化的重要因素之一，本文选取了4种脂肪酶（1-南极假丝酵母脂肪酶、2-Amano脂肪酶PS、3-米曲霉脂肪酶、4-猪胰腺脂肪酶），在相同酶活条件下，对花青素酰基转化率和保留率进行测定分析，如图1所示，4种脂肪酶的转化率在10%～15%之间，其中，南极假丝酵母脂肪酶催化效果最好，酰基转化率为13.5%，花青素保留率最高，为38.4%。其余3种脂肪酶的催化效果较为接近。

酶催化反应溶剂对桑椹花青素酰基化效果具有显著的影响，本文选取了4种反应溶剂（吡啶、叔丁醇、叔戊醇、丙酮），图2所示为不同反应溶剂对花青素酰基转化率和保留率的影响。在不同反应溶剂作用下，花青素酰基转化率差异明显。当吡啶作为反应溶剂时，花青素酰基转化率最高，为13.5%，而叔丁醇、叔戊醇、丙酮的酰基转化率均低于4%，但是花青素保留率均较高，保持在50%～65%之间，这是因为以叔丁醇、叔戊醇、丙酮作为反应溶剂时，酰基化效率低，溶液中非酰基化的花青素较多，导致保留率较高。

不同的酰基供体对酰基化花青素的结构和性能影响较大，本文选取苯甲酸甲酯、水杨酸甲酯、肉桂酸甲酯、没食子酸甲酯作为酰基供体，如图3所示，研究了不同的酰基供体对花青素酰基转化率和保留率的影响。由图可得，当苯甲酸甲酯作为酰基供体时，花青素酰基转化率最高为13.5%，水杨酸甲酯的酰基转化率最低为8.8%。苯甲酸甲酯的花青素保留率也最高为38.4%，水杨酸甲酯、肉桂酸甲酯、没食子酸甲酯的保留率均低于30%。

花青素的酰基化反应是将其羟基与脂肪酸以及其他物质酯化，以增强稳定性和亲脂性。根据试验结果，以转化率为考察指标，最佳组合为南极假丝酵母脂肪酶、吡啶、苯甲酸甲酯。南极假丝酵母脂肪酶催化花青素-3-O-葡萄糖苷，这种酶促反应可以在富含花青素的提取物上进行，也可以根据修饰的物理性质进行分离，是酰基化试验效果较为理想的催化酶[35]。在酶催化反应溶剂体系中，有机溶剂性质会影响酶的活性、选择性、稳定性以及反应效果。由于花青素水溶性较高，亲脂性极低，需采用极性较强有机溶剂使其在反应中溶解。然而，有研究表明，溶剂极性过高易降低脂肪酶分子结构稳定性和酶催化活性[32]。因此，选用吡啶作为反应中使用的极性有机溶剂，既能较好的溶解桑椹花青素，又能保持酶催化活性。对复杂的桑椹提取物进行提取和纯化，再以提纯的桑椹花青素为基体，通过酶法酰基化，以转化率为考核指标时，苯甲酸甲酯对花青素的酰基化转化效率最高，这可能和花青素的多种结构有关。

2.2 酰基化花青素结构分析

采用傅里叶红外光谱仪在525至4 000 cm-1的吸收光谱范围内对非酰基化花青素和酰基化花青素进行基团分析，如图4a所示，非酰基化花青素在3 262～3 325 cm-1处为酚羟基上-OH宽而强的伸缩吸收峰，2 981 cm-1处为糖环亚甲基上C-H的伸缩振动吸收峰，1 638 cm-1为苯环的特征吸收峰，1 043 cm-1为C-O伸缩振动相对应。与非酰基化花青素相比较，酰基化花青素在3 262～3 325 cm-1处-OH吸收峰减弱，2 974 cm-1处的C-H峰增强，1 650～1 870 cm-1处为C=O吸收峰，1 000～1 300 cm-1处为酚类分子的-OH弯曲振动吸收与C-O-C伸缩振动吸收等多种成分组成，并且兼具有苯环（1 420～1 600 cm-1）的骨架振动峰，峰明显增强趋于稳定。

采用紫外-可见分光光度计对200～600 nm范围内的非酰基化花青素和酰基化花青素进行了扫描。图4b所示为酰基化对花青素吸光度的影响。对花青素进行结构分析结果表明，非酰基化花青素样品在280 nm处有明显的吸收，且在该波长处的吸收最为稳定，说明含有苯环，并且苯环上带有酚羟基。361 nm处有吸收峰，300～400 nm处，主要是由B环上的酰基化基团引发的。酰基化花青素的吸收峰由280 nm前移到271 nm，说明花青素的结构发生了变化。240～280 nm（271 nm）主要是由A环上的苯甲酰基团引发的，227 nm的吸收峰主要是B环的六元不饱和环酮引起的，此时B环上不存在酰基。

2.3 酰基化对花青素稳定性影响

图5a所示为非酰基化花青素和酰化花青素在不同温度下避光水浴12 h后的热稳定性。40、50和60 ℃下，酰基化花青素的保留率分别为89.1%、87.4%和84.2%，非酰基化花青素的保留率分别为84.5%、82.3%和79.0%，相同温度下，酰基化花青素的保留率比非酰基化花青素的保留率均高约5.0%。这表明，在一定温度作用下，酰基化花青素比非酰基化花青素相对稳定，桑椹花青素经酰基化处理后，可以在这些温度下可以很好地保存。在一定温度作用下，花青素及其糖苷被分解成小分子，如醛类、苯甲酸衍生物或同义花青素[17]，且随着温度的增加，降解越显著，但酰基化花青素的热稳定性优于非酰基化花青素。

与温度对花青素稳定性的影响相比，光照显著影响花青素的稳定性。图5b所示，在20 ℃下暴露于450 W光照2、4、6、8、10和12 d后，非酰基化花青素保留率在10 d内线性急剧下降到77.3%，第12天保留率为68.0%。然而，酰基化花青素保留率始终高于非酰基化花青素，前6 d内，保留率下降缓慢，第6天保留率仍高达96.1%；后6 d保留率下降稍有增加，第12天保留率为74.3%。有研究表明酰基向花青素提供电子的潜在能力[36]，在增强了酰基化花青素的光照稳定性。

pH值对酰基化花青素稳定性的影响如图5c所示。由图可得，花青素对pH值敏感，花青素浓度随pH值变化显著。在低pH值酸性条件下，pH值为2时，非酰基化花青浓度变化幅度最大，接近酰基化花青素的2倍；pH值为3时，酰基化花青素的浓度几乎不发生变化，而非酰基化花青浓度增加80%。在pH值为4～6时，酰基化花青素与非酰基化花青素的浓度基本无变化。在碱性pH值为7～9时，酰基化花青素与非酰基化花青素的浓度均发生变化，pH值为8时，非酰基化花青浓度增加约80%，为酰基化花青素的2倍。通过以上分析可得，酰基化花青素在不同pH值下更加稳定，尤其是在强酸性和强碱性环境中的稳定性大大提高。花青素的性能易受溶液pH值变化影响，这与其分子结构密切相关。在低pH值区（pH值＜3），花青素以高度稳定的黄色离子存在，呈鲜红色。随着pH值的升高，水解产物变成无色的甲醇假碱，经开环形成黄色的查尔酮，而酰基化花青素更稳定。多酰基化花青素的高稳定性是由于其与芳香羧酸之间的疏水作用形成的三明治状分子内堆积，阻止了糖苷的水合作用和颜色的降解[25]。

2.4 酰基化对花青素抗氧化性影响

酰基化对花青素DPPH自由基清除能力的影响如图6a所示，以VC作为阳性对照。研究发现，两组DPPH自由基清除活性表现显著差异，酰基化花青素DPPH自由基清除能力始终高于非酰基化花青素。随着浓度的增加，非酰基化花青素DPPH自由基清除率线性增加，非酰基化花青素DPPH自由基清除50%时的浓度IC50值为0.5 mg/mL，当花青素浓度为0.8 mg/mL时，DPPH自由基清除率为71%。而酰基化花青素在浓度0.2～0.8 mg/mL时，DPPH自由基清除率范围为88%～96%，始终稳定保持在较高水平。对酰基化花青素DPPH自由基清除率进行非线性拟合，酰基化花青素IC50值为0.01 mg/mL。IC50值越大，则DPPH自由基清除50%时，所需花青素的浓度越大，样品的抗氧化活性越低。酰基化花青素IC50值显著小于非酰基化花青素，因此DPPH自由基清除能力越强，表明酰基化提高了花青素的抗氧化性能。

花青素生物抗氧化性与其还原能力密切相关，在700 nm处吸光度值的大小表示花青素给电子的能力。酰基化对花青素总还原能力的影响如图6b所示，以VC作为阳性对照。由图可得，随着浓度的增加，非酰基化花青素和酰基化花青素的总还原能力均增强，酰基化花青素的总还原能力较非酰基化的花青素有所提升。当质量浓度为0.1～0.4 mg/mL时，非酰基化花青素的吸光度值增加明显，由0.45增大到了0.73，增加62%；当质量浓度为0.4～0.8 mg/mL时，非酰基化花青素的吸光度值基本保持约0.75，表明花青素的总还原能力趋于稳定。而酰基化花青素的吸光度值呈线性增加，当质量浓度为0.8 mg/mL时，酰基化花青素的吸光度值为0.99，这表明其总还原能力比非酰基化花青素提高30%。

花青素具有一定的金属离子螯合能力，图6c所示为酰基化对花青素Fe2+鳌合能力的影响。研究发现，随着浓度的增加，非酰基化花青素和酰基化花青素的Fe2+鳌合能力均呈线性增强趋势，酰基化花青素的Fe2+鳌合能力显著高于非酰基化花青素。当质量浓度为0.1 mg/mL时，酰化花青素的金属离子螯合能力已达到70%。当花青素质量浓度为0.8 mg/mL时，酰化花青素的金属离子螯合能力高达到90%，而非酰化花青素仅为68%。结果表明，酰基化花青素的Fe2+鳌合能力大大提高。

本试验研究采用MTT法测定非酰基化花青素和酰基化花青素对仓鼠卵巢上皮细胞活性的影响，如图7所示。结果表明，非酰基化和酰基化花青素对肿瘤细胞活性均有抑制作用，且随着花青素浓度逐渐增加，增殖抑制率增大。当花青素质量浓度范围6～46μg/mL时，非酰基化花青素的细胞活性抑制率显著高于酰基化花青素。而当花青素质量浓度范围96～750μg/mL时，酰基化花青素的细胞活性抑制率逐渐超过非酰基化花青素，且随着浓度的继续增大，酰基化花青素对细胞增殖抑制作用越来越显著，质量浓度为750μg/mL时，酰基化花青素肿瘤细胞活性抑制率高达81%，而非酰基化花青素约为50%。

研究表明，生物酶酰基化花青素可以在不影响生物活性和色度特性的前提下提高其稳定性[35]。酰基的类型、位置和数量是影响稳定性的主要因素，通过增加花青素的极性、分子大小以及改变空间结构来影响花青素的反应性。酰基化降低了花青素的极性，并产生空间位阻效应，降低花青素对亲核攻击的敏感性。由酰基引起的分子间辅色作用对花青素C2、C4位置的OH亲核攻击产生有效的物理阻碍[25]。此外，生物酶酰基化反应具有更强的化学选择性和区域选择性，不仅能提高黄酮类化合物在各种非水介质中的溶解度，而且还能增强其稳定性和抗氧化活性[37]。更亲脂的衍生物有利于提高花青素的抗氧化能力，可以更有效地保护亲脂底物免受氧化。