水产品中微囊藻毒素检测方法及污染状况研究进展

黄会，刘慧慧，李佳蔚，杜静，韩典峰，张华威，张秀珍*

(1.山东省海洋资源与环境研究院，山东省海洋生态修复重点实验室 山东 烟台 264006；2.上海海洋大学食品学院，上海 201606)

微囊藻毒素(microcystins，MCs)是由铜绿微囊藻(Microcystemaeruginosa)、鱼腥藻(Anabaenasp.)和颤藻(Oscillatoriasp.)等淡水蓝藻产生的一类单环七肽类肝毒素，是富营养化淡水水体中最常见的藻类毒素之一，具有毒性大、分布广和结构稳定等特点[1]。MCs结构通式见图1，其环肽结构中含有X和Y两个可变氨基酸基团，X和Y的不同氨基酸组合可以形成相应的MCs异构体，Adda链是MCs生物活性表达必需的结构。现已发现的MCs达90多种，其中MC-LR、MC-RR和MC-YR等(L、R、Y分别代表亮氨酸、精氨酸和酪氨酸)是目前研究较多的种类[2]。20世纪90年代以后，全国淡水水体富营养状态日益严重，涉及范围不断扩大，自然界大型湖泊、河流水华暴发时，蓝藻中的MCs迅速释放和溶解，使水环境中毒素达到较高浓度，造成潜在的生态风险[3]。据报道，淡水水体中，MCs总含量通常在0.1～1.0 μg/L，当水华藻类大量腐败消解时，MCs含量最大可达80～90 μg/L[4]，远超国家标准GB 5749—2006 《生活饮用水卫生标准》中规定的MC-LR最大残留限量(1.0 μg/L)。

图1 微囊藻毒素结构通式Fig.1 Chemical structures of microcystins

目前国内外对MCs的污染调查主要集中在淡水水域中，对海洋环境中MCs污染监测较少。国内在长江流域[5]与多个内陆湖(如太湖[6]、巢湖[7]、鄱阳湖[8]、滇池[9]和洱海[10]等)，及国外的内陆湖(如德国Wannsee湖[11]、美国Ronkonkma湖[12]、日本Mikata湖[13]和摩洛哥Dayet-Aaoua湖[14])等自然水体中均检测到多种MCs；在北京官厅水库[15]、太原市汾河一库、二库[16]、秦皇岛洋河水库[17]和韩国Daechung水库[18]等饮用水源水体中也均检测到不同浓度的MCs，且部分已超过世界卫生组织(WHO)《饮用水水质准则》中限定的Ⅱ类水体MC-LR安全值(1.0 μg/L)。淡水蓝藻水华及其产生的MCs经地表径流汇入海域水体，在深圳湾临近海域[19]、日本Isahaya湾入海口[20]、美国California河口和近岸[21]等海域环境中均已检测到MCs。

MCs不仅会对水环境生态健康造成潜在的生态风险，还可以被水生动物富集，对其产生一定的毒性效应，造成潜在的食品安全问题，威胁人类健康。自1878年首次报道了动物由于饮用含蓝藻的水而导致死亡的事件以来，国内外因藻毒素引起的水生动物、鸟类、畜类甚至人类中毒和死亡的事件时有发生，MCs污染己成为一个不容忽视的全球环境问题。已有研究显示，MCs可在贝类、鱼和虾等多种水产品中富集[22]，MCs对水生生物的肝脏、肾脏、肠及心脏会产生一定毒害作用，并与人类原发性肝癌有一定关联[23]。

文献调研显示，国内外针对MCs的研究主要集中在产生原因[24-25]、毒性效应[26-27]、检测方法[28-29]及水处理过程中MCs的去除[30-31]等方面。为进一步推动水产品中MCs检测技术研究，更好地解决水体及水产品中MCs监测及风险评价，本文利用文献综述法，从MCs对水生动物的毒性、水产品中MCs检测分析方法及污染状况等角度梳理概述前期研究情况，提出MCs检测方法的展望，以期为建立更加便捷、灵敏和环保的检测分析方法和日后开展水产品中MCs监测及制定相关标准提供参考。

1 微囊藻毒素毒性

近年来国内外在MCs的毒性研究方面做出了大量的工作，MCs对水生生物有肝毒性、免疫毒性，还可对脑、肾和鳃等器官产生不利影响。

1.1 肝毒性

MCs主要作用于水生动物肝脏或肝胰腺，通过与丝氨酸/苏氨酸蛋白磷酸酶1和蛋白磷酸激酶2A结合，可专一性地抑制二者酶活性，引起多种蛋白质过磷酸化、破坏肝细胞的骨架、改变肝细胞膜通透性，使肝细胞发生形变进而丧失功能，最终造成肝出血或肝功能受损[32]。Chen等[26]研究发现凡纳滨对虾(Litopenaeusvannamei)经不同浓度的MC-LR作用30 d后，其肝胰腺中超氧化物歧化酶(SOD)、溶菌酶(LZM)、谷胱甘肽过氧化物酶(GPx)、过氧化物酶(POD)、酸性磷酸酶(ACP)和碱性磷酸酶(AKP)等免疫酶活性均受到不同程度激活和抑制，从而影响虾肝胰腺正常功能。Paulino等[27]经腹腔注射100 ng/gMC-LR对热带鱼(Hopliasmalabaricus)进行染毒试验，发现MCs通过抑制鱼体内酸性磷酸酶(ACP)和丙氨酸氨基转移酶(ALT)等酶活性造成肝功能紊乱，致使肝细胞形态异常，对鱼类肝脏造成不可逆损伤。Ernst等[33]研究了欧洲白鲑(Coregonuslavaretus)暴露于浮丝藻(Planktothrixrubescens)悬浮液时其肝脏的病理变化，结果显示，胞质呈颗粒状，储存的糖原减少，肝结构被破坏，细胞分离，染色质着边，坏疽甚至细胞凋亡。隗黎丽等[34]采用50 ng/g的MC-LR对草鱼进行腹腔注射，在透射电镜下发现，MC-LR可引起其肝脏细胞间的连接间隙增宽，炎性细胞浸润。

1.2 免疫毒性

MCs能够影响多种水生动物免疫酶活性、淋巴细胞活力等正常功能，使其免疫系统受损，产生免疫毒效应[35]。陈妍妍等[36]研究发现对凡纳滨对虾注射MC-LR可引起其应激反应，并抑制其肝胰脏组织的超氧化歧化酶、谷胱甘肽过氧化酶和过氧化物酶等多种免疫酶活力。张双玲等[37]将铜锈环棱螺(Bellamyaaeruguinosa)暴露于不同浓度的有毒微囊藻藻液中，发现其免疫酶系统受到破坏，酸性磷酸酶、碱性磷酸酶及谷胱甘肽硫转移酶活性均有不同程度的降低。对虹鳟(Oncorhynchusmykiss)[38]和鲤(Cyprinuscarpio)[39]的淋巴细胞进行一段时间MC-LR暴露染毒，虹鳟的血液和脾脏中的吞噬细胞活力下降，鲤淋巴细胞发生凋亡、细胞内DNA发生断裂；将鲤的免疫细胞暴露在浓度为0.01和0.10 μg/mL的藻毒素中一定时间后，细胞内免疫因子IL-1β的基因表达量增加，炎症因子TNF-α的基因表达量则下降[40]。在对鳙(Aristichthysnobilis)的研究中发现，MCs不仅能够影响免疫因子IL-8对炎症反应的调节，同时还具有遗传毒性，可改变免疫相关基因表达[41]。综上可得，MCs可通过改变免疫酶活性、降低淋巴细胞活力及免疫因子基因表达等途径影响水生生物免疫功能。

1.3 其他毒性

李效宇等[42]研究发现MCs可对澳洲水泡螺(Bulinusaustralinanus)的生长和繁殖等生理活动产生不良影响，甚至引起因饥饿或染病而导致的死亡。安振华等[43]研究发现，在MC-LR胁迫下，克氏原螯虾(Procambarusclaorkii)生长率显著降低，机体代谢机制受损。

MCs也会对水生生物的脑、肾脏和鳃丝等组织器官产生不利影响。Phillips等[44]研究发现，MCs可引起虹鳟脑脊膜严重水肿，偶尔可见其小脑和大脑视区的神经元坏死；另外，MCs可导致唐鱼(Tanichthysalbonubes)[45]和欧洲鲤(Leucaspiusdelineatus)[46]的游泳行为发生变化，说明MCs可能会对鱼类神经系统产生不利影响。Fischer等[47]给鲤喂饲含400 ng/gMC-LR的铜绿微囊藻，3 h后，其肾近端小管出现病理学损伤；12 h后，这些损伤出现在所有的肾近端小管，随后肾脏出现空泡样变。鳃是鱼类呼吸器官和滤食器官，也是吸收有毒化合物的主要场所，鳃的损伤会严重影响鱼类生理机能。王朝辉等[48]发现赤潮时期水体中的MCs可导致鳃上皮细胞固缩坏死并与其下的血管区分离。

2 微囊藻毒素检测方法

2.1 样品前处理方法

2.1.1 游离态MCs检测前处理方法

水产品样品主要以水产动物的肌肉和卵等食用组织样本为主，为了充分提取组织中的MCs，需先将样本打成匀浆或冻干后研磨粉碎。对水产品组织中MCs的含量进行分析检测时，需使用适当的溶剂及辅助手段，将目标化合物从样品中转移至易于净化、分析的提取液中。常见的水产品中MCs提取方法有漩涡、振荡、热水浴、微波辅助提取(Microwave-assisted Extraction, MAE)和加速溶剂萃取(Accelerated Solvent Extraction, ASE)等。

漩涡、振荡和热水浴方法操作方便，可节约有机溶剂，避免有机溶剂残留对后续检测的干扰。范赛等[49]在50～80 ℃条件下提取鱼肉样品中的MCs，经对比发现，80 ℃条件下热水浴法回收率较高。MAE是常见的样品前处理方法之一，是利用微波加热来加速溶剂对固体样品中目标萃取物的萃取过程。ASE是一种能从固体和半固体基质中提取分析物的样品萃取技术，通过控制萃取溶剂的温度和压力来提高被分析物的溶解性，加快解吸动力学过程，降低溶剂黏度，加速溶剂向基体中的扩散速度，从而提高萃取过程的速度和效率。MAE、ASE均具有耗时短、提取效率高和消耗溶剂少等优点，且ASE法对粉末状样品中MCs的提取更高效。张玲玲等[50]采用ASE提取、净化鲤、草虾、河蚌和蛳螺等水产品冻干粉末样品中MC-RR及MC-LR，萃取剂为85%甲醇水溶液，吸附剂为弗罗里硅土，在85 ℃、10.34 MPa条件下，静态循环萃取2次，回收率可达68.5%～86.3%。

水产动物组织基质复杂，提取液经过离心或过滤等简单处理过程不能完全去除脂肪、蛋白等大分子，需要经过进一步合理、可靠的净化手段获得纯度较高的净化液，以减少基质干扰带来的偏差和对精密分析仪器的污染。目前，应用较多的净化方法主要包括液液萃取、固相萃取(SPE)、磁性固相微萃取[51]、基质分散固相萃取(DSPE)和搅拌棒吸附萃取(SBSE)等；新型提取方法有免疫亲和(IAC)及分子印迹聚合物(MIP)[52]等。

SPE是水产品前处理中应用较为广泛的净化方法，可以从复杂的基质中迅速提取待测物，且萃取率较高、稳定性好，常用于水产品中MCs净化萃取柱有弗罗里硅土柱、C18柱、硅胶柱和HLB柱等。徐潇颖等[28]用80%甲醇溶液提取鲈、鲢、鳙、河蚌和河虾等水产品中的MC-YR、MC-RR和MC-LR，并对多壁碳纳米管分散固相萃取和HLB柱固相萃取两种净化方式进行比较，在不同浓度水平下进行加标实验，DSPE回收率为88.7%～95.5%，HLB回收率为90.8%～96.7%；虽然，HLB方法回收率较高且更稳定，但由于DSPE法有效降低约90%的检测成本并可有效减少约1/2的操作时间，更适用于水产品样品的批量检测。

SBSE是基于待测物质在样品及萃取涂层中平衡分配进行分离萃取的一种新型的样品前处理技术，该技术灵敏度较高，对于某些待测物检测限可达到ng/L以下的质量浓度水平。Cui等[29]通过对HLB/pdms涂层SBSE方法的吸附剂、pH、提取时间和解析时间等参数进行优化，测定了虾夷扇贝、鲍和牡蛎等贝类样品中7种游离态MCs含量，受萃取效率过低的影响，回收率范围仅为51.7%～72.3%。但该方法具有良好的准确度和重复性，且HLB/pdms涂层特异性好，可回收后反复利用，节约了检测成本，有望进一步提高SBSE方法的萃取效率，以便扩大方法适用范围。

Lawrence等[53]采用自制免疫亲和柱(IAC柱)富集净化鱼肉中的MC-LR等4种MCs，在0.1～0.5 mg/kg的加标水平下，回收率均大于73%，且IAC柱可重复使用。Adda侧链是MCs的特征结构，也是其生物活性表达的重要基因，可通过分子印迹技术合成对其相应结构具有特异性识别和选择性吸附的聚合物，制备成MIP柱，对样品中MCs进行专一、高效净化。Mbukwa等[54]开发了一种MIP方法，用于检测水体中MC-LR含量，成功合成以L-精氨酸为模板的MIP柱，回收率为70.8%～91.4%，MIP表现出较强的吸附性能，制备MIP应用于水产品中MCs的检测，能够获得较高的回收率，具有较好的应用前景。

表1列出了部分水产品中游离态MCs前处理方法。

表1 水产品中游离态微囊藻毒素常见前处理技术Tab.1 Pretreatment methods of free microcystins in aquatic products

旋涡、振荡及超声提取是较为基础的提取方法，固相萃取适用于多种水产品中MCs前处理，回收率参考范围为73.0%～101.1%。从方法的安全性、节能性和环保等角度，同时结合实验材料、研究目的及实验条件等条件考虑，合理选择前处理方法或将提取、净化方法有机结合，有助于水产品中MCs前处理方法优化。

2.1.2 结合态MCs检测前处理方法

MCs不仅以游离态(溶解态)毒素的形式在水产品、藻类中积累，还可以在生物细胞内与磷酸蛋白激酶PP1A和PP2A特异性结合形成“结合态藻毒素”[61]。现行有效的国家标准GB 5009.273—2016 《食品安全国家标准 水产品中微囊藻毒素的测定》中的检测方法为液相色谱-串联质谱法(LC-MS/MS)和间接竞争酶联免疫吸附法。其中，LC-MS/MS法采用80%甲醇溶液提取，C18柱固相萃取净化，检出限为0.17～0.30 ng/g，此方法仅可测得水产品中游离态MCs含量。有学者研究发现，鲤肌肉煮熟后会使原本与磷酸酶偶联的MCs释放，使得MCs平均检出量高于未煮熟的肌肉[62]。通过高温或加入胰蛋白酶和胃蛋白酶等方法提取在太湖中采集的受污染鱼类、贝类等样品中的MCs，各实验组得到的MCs含量均高于对照组，且蛋白酶可使MC-肽键断裂、使细胞内结合态的MCs得到释放，使得蛋白酶组测得的MCs远高于其他组[63]。因此，研究结合态MCs及其总量检测分析方法，对水产品的食用安全具有重要意义。

水产品中结合态MCs还可经氧化、衍生化和甲酯化等方法处理，转化为中间产物2-甲基-3-甲氧基-4-苯基丁酸(MMPB)后测定。MCs分子中Adda侧链上的共轭双键经过氧化、衍生化、甲酯化等方法处理后，可生成自然界中尚未发现的物质2-甲基-3-甲氧基-4-苯基丁酸(MMPB)，该前处理方法不仅可以得到样品中游离态的MCs，还可得到结合态MCs，适用于样品中MCs总量的提取及分析，称为MMPB法[64]。常见的氧化剂有高锰酸钾、高碘酸钾、过氧化氢和臭氧等。常见的衍生化试剂有六氟丙醇、氯甲酸甲酯和二乙胺N,N-二异丙基碳酰二亚胺等。据文献报道，MCs总量提取方法研究多集中在水体[65-66]和蓝藻[67-68]等，因此，亟待进一步开发水产品中MCs总量分析方法。

徐夏叶等[68]采用50%乙酸-甲醇溶液提取蓝藻中MC-RR、MC-YR、MC-LR、MC-WR及MC-LW，经固相萃取柱净化，在pH为9.0的条件下以0.025 mol/L KMnO4和饱和NaIO4溶液作为氧化剂，室温条件下反应1 h，用超高效液相色谱-串联质谱(UPLC-MS/MS)测定MMPB含量，回收率为82.0%～98.6%，MCs总量检出限为0.80 ng/g。Nasri等[69]用甲醇萃取-蛋白质磷酸酶法提取欧洲龟(Emysorbicularis)和地中海水龟(Mauremysleprosa)组织中游离态MC-LR、MC-YR和MC-RR，通过LC-MS法测定，之后用勒米厄氧化法将细胞内结合态MCs转化为MMPB，通过GC-MS法测定MCs总量。Bieczynski等[70]用甲醇提取阿根廷牙汉鱼(Odontestheshatcheri)肝脏组织匀浆中的游离MC-LR，用蛋白磷酸酶抑制试验法(PPIA)测定其含量；用GC-MS法测定了勒米厄氧化反应中MMPB得到结合态MCs含量，测得MCs总量。Greer等[71]通过勒米厄氧化法将结合态MCs转化为MMPB，获得罗非鱼中MC-LR、MC-YR、MC-RR、MC-LA、MC-LY和MC-LF等6种MCs总量，以UPLC-MS/MS法测量。在氧化、衍生化和甲酯化等反应中，溶剂的pH、反应时长、氧化剂种类及氧化剂浓度等条件对反应过程影响较大，从而影响目标化合物的回收率。因此，可结合MMPB方法的特点以及水产品样品的性质，开发便捷、高效、灵敏和环保的水产品中MCs总量的检测方法。

2.2 分析检测方法

MCs的早期传统检测手段主要有小鼠腹腔注射[72]等生物分析法，以及酶联免疫分析法(ELISA)和蛋白磷酸酶抑制法(PPIA)等生化分析方法。其中，生物分析法可直观、快速地判断MCs的提取物是否有毒性，但存在选择性差、无法准确定量等缺点。ELISA法具有专一性强、灵敏度高、操作简便等优点，但试剂盒价格昂贵，且只能检测某一特定毒素，对某些毒素可能存在交叉反应，容易产生假阳性结果，使其在检测中的应用受到限制[73]。PPIA法检测快速，但方法的特异性不强，不能对同系物进行鉴别，只能检测抑制蛋白磷酸酶的总毒素的量。目前，ELISA法和PPIA法多用于生物样本中MCs的快速粗筛。Guo等[65]采用ELISA法和PPIA法对水中MCs进行检测，通过LC-MS/MS验证，发现两种生化方法均存在假阳性现象。

近年来，色谱法、质谱联用方法已越来越多地被用于检测MCs。色谱法因具有分离效率高、灵敏度高和分析速度快等特点，是MCs的分析技术中的一种理想选择。从文献可以看出，应用于MCs的分析方法主要有高效液相色谱法(high performance liquid chromatography, HPLC)、液相色谱-质谱法(liquid chromatography-mass spectrometry, LC-MS)、UPLC-MS/MS以及气相色谱-质谱法(gas chromatography-mass spectrometry, GC-MS)。

HPLC具有重现性好，选择性高等优点，是MCs的检测应用、较多的方法之一，MCs的各同分异构体在HPLC中常常呈现一个单一的峰，有利于进行定量的检测。在MCs的HPLC分析中，常用检测技术包括紫外法和质谱法。大多数MCs在238 nm波长处出现最大吸收峰，含色氨酸的MC-LW在222 nm波长处出现最大吸收峰，可在紫外检测器设定上述波长，对HPLC流出物进行检测。色谱法定性的依据是保留时间，由于样品基质比较复杂，且有大量干扰物质存在，因此共流出是不可避免的问题。色谱法局限性主要表现在需要较高纯度毒素标准物质对照才能对待测毒素进行定性、定量，而多数MCs缺乏标准毒素。LC-MS技术可在仅得到待测毒素的分子量的情况下，能通过母离子定性定量，但对基质干扰大的样品判定时容易产生假阳性；LC-MS/MS可以通过以质谱图、分子离子峰的准确质量、碎片离子峰强比、同位素离子峰等为依据，对待测毒素进行定性、定量，减少假阳性误判。Kohoutek等[74]分别使用LC-MS法及LC-MS/MS法对经过相同前处理的148个鱼类样品进行MCs的测定，发现LC-MS/MS法在鱼体内的检测到的MCs含量比LC-MS测定量低50%以上，由于LC-MS法检测时易产生假阳性，从而高估了样品中MCs含量；且MCs的LC-MS法检出限为3.0～27.0 ng/g，LC-MS/MS法则可达到1.2～5.4 ng/g，通过比较发现LC-MS/MS法灵敏度更高。因此，选择性更强、灵敏度更高的LC-MS/MS技术可提供更可靠的检测结果。

有学者专门对鲶中MC-RR、MC-YR、MC-LR、MC-WR、MC-LA、MC-LY、MC-LW和MC-LF 8种MCs分别采用酶联免疫法和LC-MS/MS法进行检测，并比较两种检测方法的差异，结果发现，LC-MS/MS分析中，在负离子模式下使用电喷雾电离几乎没有干扰，基体效应也很小，检测限<10 ng/g，不存在假阳性现象；酶联免疫法仅能对MCs进行定性，不能区分MCs种类及MCs的准确含量[60]。但这两种方法均不能分离、检测共价结合态的MCs。

通过表2列出的检出限等参数可以看出，LC-MS/MS技术在MCs检测中应用较为广泛，且灵敏度远高于HPLC，可以效地检测出痕量的MCs，被越来越广泛地用于鱼、虾和贝等各介质中MCs的痕量分析。

表2 微囊藻毒素在水产品样品基质中的检测方法Tab.2 Detection methods of microcystins in different aquatic products

注：“—”表示未检出。

GC-MS技术主要用于MMPB法的MCs总量分析检测，能快速、灵敏并准确地定量分析痕量总MCs。由于MMPB挥发性较差，一般通过柱前衍生化，将MMPB的羧基进行衍生化来提高其挥发性，以达到有效地改善色谱峰形、提高仪器灵敏度的目的，更有利于进行GC-MS分析。

3 水产品中微囊藻毒素污染状况

溶解态MCs主要通过皮肤及消化道器官吸收、食物链转移等途径进入水生生物体。MCs可在淡水水生植物以及鱼、虾和贝等多种水产品中累积、残留，对生物体产生一定的生理毒性，并且会使水产品食用安全存在隐患，经食物链传递最终对人体健康产生不良影响[76]。2003年，Chen等[77]在巢湖中自然生长的秀丽白虾(Exopalaemonmodestus)、日本沼虾(Macrobrachiumnipponense)和克氏原螯虾等的肌肉、肝脏和生殖腺中，均检测到一定量的MCs，平均含量范围40.0～4 290.0 ng/g D.W.(干重，dry weight)，基于WHO规定的MCs对人体的每日耐受摄入量(TDI)0.04 ng/g·d B.W.(以MC-LR为基准)[32]对虾肌肉、肝脏和生殖腺中的MCs进行健康风险评价，结果发现，样品MCs含量最高值达到WHO推荐的TDI安全值的14.2倍，存在一定的健康风险。张君倩等[9]于2008年1月及5～10月对滇池螺蛳(Margaryamelanioidesnevill)样品中MCs含量进行监测，结果发现，螺蛳肝胰腺、性腺以及肌肉中均检测到MCs，最低平均含量为(350±430) ng/g D.W.，性腺及肌肉中MCs含量均超过WHO推荐的TDI安全值；MCs在各组织中含量最高值出现在7月，推测与蓝藻水华爆发存在相关性。墨西哥Lago Catemaco湖的福寿螺(Pomaceapatulacatemacensis)肌肉中也检测到大量的MCs[78]。希腊Pamvotis湖食物网中浮游植物、浮游动物、虾、贻贝、蜗牛、鲤和青蛙等体内均检测到显著的MCs[79]。

淡水鱼是世界各国普遍食用且产量较高的水产品，MCs在淡水鱼体内的残留及其造成的人类健康风险已越来越受到关注。徐海滨等[80]调查发现鄱阳湖采集的鲤肝脏中MCs含量范围为2.80～27.2 ng/g；蒲朝文等[5]发现三峡库区采集的长江鱼肌肉中MCs平均含量范围为0.244～0.569 ng/g；贾军梅等[81]从太湖的梅梁湖、西部沿岸区、南部沿岸区和湖心区采集鲢、鲤和鲫等样品，发现其肌肉及肝脏等器官均发现MCs，且均超过WHO的TDI安全值。

国外也相继报道了一些关于MCs在淡水水产品中污染状况的研究，结果显示，MCs在国外鱼、虾及贝等淡水产品中也广泛存在。Magalhães等[82]报道了2009年至2010年对巴西Jacarepaguá湖中罗非鱼的MCs残留跟踪调查结果，结果表明，鱼肌肉中MCs最高残留量达337.3 ng/g，低密度水华时，仍然有71.7%的样品中MCs含量超过WHO的TDI安全值，且肌肉中MCs含量与蓝藻水华的爆发相关。Mitsoura等[83]在希腊Karla湖密集的蓝藻水华中捕获鲤，采用酶联免疫吸附法测定了鱼肝、肾和肌肉组织中的MCs，发现鲤的肝和肾中出现了严重的组织病理学变化，且受损程度与MCs含量存在相关性。Singh等[84]发现印度瓦拉纳西Lakshmikund池塘鲤和鲶的肠、肾、胆囊和鳃等多个组织中均检出MCs，且鲶中检出值远高于鲤，MCs累积程度存在种属差异性，可能与其食性等有关。Amrani等[85]调查发现阿尔及利亚贝拉湖鲤(Cyprinuscarpio)肝胰腺中MC-LR含量范围为343～771 ng/g D.W.，肠中为371～3 059 ng/gD.W.，肌肉中为329～680 ng/g D.W.；欧洲鳗鲡(Anguillaanguilla)肝胰腺中为86～333 ng/g D.W.，肠中为66～233 ng/g D.W.，肌肉中为54～67 ng/g D.W.。Semyalo等[86]对乌干达Mburo湖、Victoria湖和Murchison湾重要渔场的水样及鱼类中MCs进行检测，从水体及捕获罗非鱼(Oreochromisniloticus)的肝脏、卵和肌肉中检测到MC-LR、MC-LF的存在，其中3组鱼体内游离MCs含量最高值为200 ng/g D.W.。

目前国内外有关MCs污染状况报道大多是关于淡水水体和淡水水产品，较少针对海产品中的MCs污染状况进行调查。2015年夏季，汪靖等[87]分别在福建省厦门、莆田、福州及宁德等城市采集市售花蛤、紫贻贝、螠蛏和牡蛎4种海产贝类共80份，所有海产贝类均检出MC-YR，螠蛏、牡蛎中均检出3种MCs；其中，MC-L最高检出值为189 ng/g(厦门紫贻贝)；MC-RR最高检出值为213 ng/g(宁德牡蛎)；MC-YR最高检出值为195 ng/g(宁德花蛤)。Magalháes等[88]调查发现巴西Sepetiba湾中蟹类肌肉中MCs检出范围0.25～103.32 ng/g。经健康风险评价，福建约50%海产贝类中MCs超过WHO的TDI安全值；巴西Sepetiba湾25%的鱼、蟹及虾等肌肉中MCs超过WHO的TDI安全值。

2007年10月，Romo等[3]调查了西班牙最大的地中海Albufera湖中采集的野生鱼类中MCs的含量，结果发现，其肝脏、肠、鳃及肌肉等组织中均长检出MCs。2007年，旧金山河口和近岸海域浮游动物、两栖类及蛤蜊等生物组织中均检出较高浓度的MCs，其检出值存在季节性变化的特征，且与水华爆发有关[89]。2009 ～2010年，Rita等[90]对意大利南部Adriatic海岸养殖的地中海贻贝中MCs含量高达256 ng/g。2015年夏、秋季，Sedda等[91]对意大利撒丁岛沿岸2个地区小圆蛤MCs污染水平进行监测，最高值分别为0.55和0.85 ng/g。综上，国内外海域中MCs在海产品中污染情况较为普遍，且其残留量受季节、品种和区域等因素的影响，因此，MCs在海产品中的残留情况同样不容忽视。

另有研究表明，海洋贝类具有滤食特性，对海水中的MCs具有较强的富集能力，蛤蜊、海贻贝、牡蛎和海螺等对海水中MCs的富集高达107倍[92]，当海水中MCs浓度低于检测限时，紫贻贝中仍可检测出MCs[93]，可见，海洋贝类对MCs富集能力较强。

综上，国内外对MCs的研究主要集中在淡水环境MCs污染状况及淡水水产品中富集规律、残留情况方面，针对海洋环境及海产品中MCs污染状况调查研究相对较少；且国内对MCs残留限量等相关法律法规相对缺乏。为了保障食品安全及人类健康，严格监测水体及水产品中的MCs残留量，亟需制定水产品中MCs相关限量标准。

4 展望

MCs是蓝藻水华中产生的具有环境持久性的一类生物毒素，由于其在水环境中分布广泛，对水生植物、水生动物毒性大，已成为全球水环境健康的潜在危害物质之一。本文发现，常见的MCs检测方法研究多针对游离态MCs的提取、净化及分析检测，而结合态的MCs难以被完全提取，因此，难以准确检测样品中MCs总量。现有的对样品中MCs总量的检测方法大部分涉及衍生和高温等处理手段，过程较为繁琐，因此，开发高效、安全、环保和灵敏的MCs总量的检测分析方法是实验室检测的重要研究方向之一。

随着研究的深入，全球地下水、地表水甚至海洋环境等水体中均检测到了MCs，各地淡水水产品广泛检出MCs，部分地区海产品中也发现MCs的存在。目前关于MCs在水体及水产品中的标准，仅见WHO制定的饮用水卫生标准和推荐的水产品中TDI安全限量，而关于MCs在不同种类水产品(鱼、虾、蟹、贝、藻和海参)中的具体限量标准尚未见报道，中国也尚未制定MCs在海、淡水及不同种类水产品种的限量值。为更好地监测管理水体及水产品中MCs的残留，有必要结合WHO现有标准，开展水产品中MCs总量检测方法标准研究。因此，研究开发水产品中MCs总量检测方法，加强对水产品中MCs的残留监测及风险评估，对制定水产品中MCs安全标准有重要意义。