橡胶树叶片花色素苷的提取与稳定性及其品种间含量变化研究

吴春太 ，周 珺 ，姚行成 ，陈先红 ，王 军 ，林位夫

（中国热带农业科学院橡胶研究所 a.农业部橡胶树生物学与遗传资源利用重点实验室；b.国家橡胶树育种中心；c.海南省热带作物栽培生理学重点实验室，海南 儋州 571737）

橡胶树叶片花色素苷的提取与稳定性及其品种间含量变化研究

吴春太a，b，c，周 珺a，b，c，姚行成a，b，c，陈先红a，b，c，王 军a，b，c，林位夫a，b，c

（中国热带农业科学院橡胶研究所 a.农业部橡胶树生物学与遗传资源利用重点实验室；b.国家橡胶树育种中心；c.海南省热带作物栽培生理学重点实验室，海南 儋州 571737）

为探讨不同橡胶树品种叶片中花色素苷含量特征，首先通过对不同提取材料、提取液和提取时间的研究，以确定巴西橡胶树叶片花色素苷的最佳提取条件，然后对影响其稳定性的因素进行了测试，并利用最佳的橡胶树花色素苷提取条件对抗寒性不同的橡胶树品种的花色素苷含量进行测定。结果表明，用1%盐酸乙醇作为橡胶树古铜期叶片花色素苷提取液的效果最好，最佳的提取时间为6 h；橡胶树叶片花色素苷的稳定性受pH值影响较大，随着pH升高其稳定性明显下降，其对光强也比较敏感，但对温度较不敏感，可见，黑暗和酸性条件能较好地保持花色素苷的稳定性；不同抗寒性橡胶树品种的花色素苷含量存在差异。综上可见，本研究建立的花色素苷提取条件及其稳定性保持条件为后续橡胶树花色素苷的研究奠定了基础。

巴西橡胶树；花色素苷；提取；稳定性；含量变化

花色素Anthocyanidin是一类广泛存在于高等植物中的黄酮类化合物，常以苷类形式，即花色素苷Anthocyanin，存在于植物细胞液泡中的。花色素苷是黄酮类化合物中最重要的一类物质，一般产生于植物叶片，除了作为植物芽、叶、花和果实中紫、红、橙、白等色泽形成的物质基础之外[1-6]，还在植物主动适应和抵御不良环境中具有多种重要功能[7-9]。目前，有关植物花色素苷提取及其组分、稳定性和抗逆的研究较多[10-17]，但针对橡胶树不同发育阶段叶片和不同抗寒品种叶片花色素苷含量的变化规律却尚未见有相关报道。

巴西橡胶树Hevea brasiliensisMuell. Arg.为大戟科Euphorbiaceae橡胶属落叶乔木，原产巴西，植株高达20 m以上，全株含白色乳状汁液，是集能源[18-19]、胶用[20]、材用[21]为一体的多用途树种。橡胶树季相变化丰富，春叶由古铜变淡，变淡绿及变绿，对确定胶林开割极具参考价值。橡胶树叶色变化主要受花色素苷的影响，因此，本实验首先从不同提取溶剂、提取时间对橡胶树不同提取材料中花色素苷提取效果进行了比较研究，并探讨了pH值、光源和温度对花色素苷稳定性的影响，最后分析了抗寒性不同的橡胶树品种的花色素苷含量变化，从而为研究橡胶树花色素苷提取和利用提供理论依据和参考。

1 材料与方法

1.1 试验材料

供试品种为中国热带农业科学院橡胶研究所选育的热研7-33-97、热研8-79和从印度尼西亚引种的PR107，后两个品种仅用于品种间差异性比较分析，取样地点位于中国热带农业科学院(儋州)试验场九队增殖苗圃，试验材料选自3年生橡胶苗锯杆后的0.5 a龄新生植株上长出的叶片。于2012年7月晴天上午8:00—10:00分别采集其古铜期、淡绿期、稳定期的健壮叶片作为供试材料。采后立即放置冰上保存，用冰盒迅速带回实验室，去叶柄及叶脉后剪碎混匀叶片，备用。

1.2 花色素苷提取与测定

根据张冬梅等[22]和杨科家等[23]的方法，略有改动。

1.2.1 浸提剂选择

称取不同发育时期的叶片各1 g，均分别加10 mL的0.1 mol/L盐酸、1%盐酸甲醇、1%盐酸乙醇3种不同浸提剂，置于32 ℃恒温160转速的振荡培养箱中浸提5 h，过滤后各取1 mL滤液并用各自的浸提液稀释至25 mL，即刻用紫外可见分光光度计扫描，波长为400～700 nm，每处理设3次重复。

1.2.2 提取时间的测定

称取1 g古铜期叶片，加10 mL 1%盐酸乙醇，置于32 ℃恒温160转速的振荡培养箱中浸提，提取时间在1～10 h内设10个梯度，间隔时间均为1 h，过滤后取1 mL滤液并用浸提液稀释至25 mL，迅速检测稀释液530 nm和657 nm处的吸光值。

1.3 花色素苷稳定性的测定

根据张冬梅等[22]和刘晓东等[24]的方法，略有改动。称取10 g叶片，加1%盐酸乙醇100 mL，置于32 ℃恒温160转速的振荡培养箱中浸提6 h，过滤后置于4 ℃的冰箱中保存备用。

1.3.1 不同光源处理

取3份1 mL提取液，分别用1%盐酸乙醇稀释至25 mL，并置于黑暗、日光灯(光照培养箱)、自然光条件下，每隔1 h取1次样，测定不同光照条件和不同光照时间下花色素苷的含量。

1.3.2 不同pH值缓冲液处理

取8份1 mL花色素苷提取液，分别用pH值0～8间隔均为1的9个梯度的缓冲液稀释至25 mL，摇匀后于黑暗中平衡3 h，取样于400～700 nm波长测定不同pH值下的花色素苷的吸光值。pH值0，1，2缓冲液分别为1.0，0.1，0.01 mol/L的盐酸，pH值3～8溶液用磷酸氢二钠-柠檬酸缓冲液配制。

1.3.3 不同温度处理

取7份1 mL提取液，分别用1%盐酸乙醇稀释至 25 mL，并置于 4、25、35、45、55、65、75 ℃ 7个不同温度的恒温水浴中避光保温，每隔1 h取1次样，用自来水平衡至室温，测定不同温度处理下花色素苷的含量。以上每种处理均设3个重复组，花色素苷均以鲜重A530-0.25A657/g表示其含量。

1.4 数据分析

采用SAS 8.0对测定数据进行单因素方差分析和多重比较，采用Excel 2003进行统计分析与作图。

2 结果与分析

2.1 不同橡胶树叶片与溶剂对花色素苷提取效果的影响

从图1A可以看出，采用1%盐酸甲醇和1%盐酸乙醇从古铜期叶中所提取的花色素苷的吸收光谱大致相同，均在420、654 nm处有2个吸收峰，另有1个吸收峰位于530/534 nm处，0.1 mol·L-1盐酸所提取的花色素苷的吸收光谱为单一吸收峰，此峰波长为511 nm；从图1B可见，用1%盐酸甲醇和1%盐酸乙醇从淡绿期叶中所提取的花色素苷的吸收光谱分布仅有2个吸收峰，两种提取液所提产物的峰波长大致相同，各有2个吸收峰在419/420、653/654 nm 处出现，0.1 mol·L-1盐酸的吸收峰不明显；由图1C可见，用1%盐酸甲醇和1%盐酸乙醇从稳定期叶中所提取的花色素苷的吸收光谱只有2个吸收峰，两种溶剂所提产物的峰波长大致相同，均有1个吸收峰分布在654 nm处，另有1个吸收峰出现在419/420 nm处，0.1 mol·L-1盐酸的吸收峰不明显。因此，1%盐酸甲醇和1%盐酸乙醇均可作为提取橡胶树叶片中花色素苷的提取溶剂，且结果可靠。但前者作为提取溶剂效果理想，后者安全性高，研究者可根据试验需要选择。

由图1D可以看出，利用1%盐酸甲醇从古铜期、淡绿期和稳定期叶中所提取的花色素苷的吸收光谱大致相同，但峰数目不同，古铜期叶在420、530、654 nm处有3个吸收峰，稳定期叶在419、654 nm处有2个吸收峰，淡绿期叶仅在419 nm有1个吸收峰；由图1E可见，用1%盐酸乙醇从古铜期、淡绿期和稳定期叶中所提取的花色素苷的吸收光谱大致相同，但峰数目不同，古铜期、稳定期叶在420、654 nm处均有2个吸收峰，前者在530 nm处另有1个吸收峰，淡绿期叶仅在420 nm有1个吸收峰；从图1F可见，用0.1 mol·L-1盐酸从古铜期、淡绿期和稳定期叶中所提取的花色素苷的吸收光谱仅古铜期叶在511 nm有1个吸收峰。因此，古铜期叶为橡胶树花色素苷提取的最佳材料，效果理想，安全可靠。经综合分析，以下实验皆选用古铜期叶作为提取材料和1%盐酸乙醇为提取溶剂，以充分提取橡胶树幼嫩叶片组织中的花色素苷。

图1 不同提取溶剂下不同发育阶段叶片的花色素苷吸收光谱Fig. 1 The absorption spectrum of the anthocyanin obtained from leaves in different developmental stages with different extraction solvents

2.2 提取时间对橡胶树叶片花色素苷含量变化的影响

如图2所示，采用1%盐酸甲醇溶剂提取的古铜期叶中的花色素苷含量随着提取时间的延长有所增加。浸提满4 h前，随着浸提的时间增长花色素苷含量逐渐增加；浸提到6～8 h时，花色素苷得率较高，而标准差最小，且花色素苷含量维持在一个较稳的水平，说明提取效果较好；以后随着时间的延长花色素苷含量逐渐上升，当浸提10 h左右时，花色素苷含量为最高值。因此，提取时间选定在6 h左右可得到较高较稳的产率。

图2 提取时间不同的花色素苷含量变化Fig. 2 Content changes of anthocyanin at different extraction time

2.3 不同理化因子对橡胶树叶片花色素苷稳定性的影响

2.3.1 光照条件

由图3可以看出，橡胶树叶片花色素苷在不同光照条件下均会发生降解，其含量下降，但不同光源的花色素苷含量变化不一。日光灯作用8 h后花色素苷含量变化较大，从开始的0.328下降到0.287，损失了12.43%，而在自然光和避光下花色素苷最高损失率仅分别为4.03%和5.05%。由此表明，花色素苷类色素光稳定性较好，仅日光灯的降解作用较明显，自然光和避光降解缓慢。由图3还可看出，花色素苷在自然光、日光灯、黑暗作用4 h时均分别比初始值超出4.59%、0.05%、3.02%，自然光作用5 h时超出2.86%。其原因可能是本试验中的花色素苷混合溶液中所含具有增色效应的有机酸等其它物质与花色素苷发生共辅色作用而使花色苷溶液的吸光度增加，还有待于进一步研究。

图3 光照对橡胶树花色素苷稳定性的影响Fig. 3 The effect of light on stability of anthocyanin

2.3.2 不同pH值

由图4可以看出，不同pH值对橡胶树叶片中花色素苷含量影响很大。花色苷溶液经pH=0、pH=1、pH=2酸性缓冲液处理后均呈现其特征吸收峰，最大吸收波长为510 nm，且随着pH值的升高，510 nm处的吸光度值依次递增。随着缓冲液的酸性减弱，当pH值增至3～8时，则无明显的吸收峰出现。这说明橡胶树叶片花色素苷是一种酸性依赖性化合物，其在酸性环境下稳定性得到提高。

图4 不同pH值下花色素苷吸收光谱Fig. 4 The absorption spectrum of the anthocyanin at different pH values

2.3.3 不同温度

橡胶树叶片花色素苷提取液经不同温度处理后，其花色素苷含量见图5。7种温度处理1 h 的花色素苷平均含量最低，处理2 h的均值次之，二者的花色素苷平均含量均低于其它处理时间的平均值，但差异无统计学意义。4 ℃的花色素苷含量在任一时间内均出现下降，8 h后的降幅为13.47%；25 ℃时花色素苷降解减慢，8 h后的降幅仅为5.41%；而35、45、55、65、75 ℃处理时间当各自达到5、3、2、1、1 h时，其花色素苷含量由下降转为增长，8 h后的增幅分别为24.05%、52.01%、85.34%、124.91%、191.72%。而且，由表1知，4、25、35、45、55、65、75 ℃各处理8个时间点的花色素苷平均含量存在显著差异，其中，75 ℃下的平均含量最大，65 ℃下的均值次之，但前者的变异系数比后者的超出9.82%。相关分析表明，7个处理的花色素苷含量1、2、3、4、5、6、7、8 h后的变幅与所设温度均呈显著或极显著正相关，相关系数依次为0.814、0.860、0.907、0.938、0.943、0.953、0.911、0.944 (R0.05=0.755，R0.01=0.875)。这说明橡胶树叶片的花色素苷对温度未表现出敏感性，在65 ℃恒温放置3 h以上条件下有利于该花色苷显色。

2.4 不同抗寒品种橡胶树叶片中花色素苷含量分析

图5 不同温度和处理时间对花色素苷稳定性的影响Fig. 5 The effect of different temperature and treatment time on stability of anthocyanin

3个不同抗寒性橡胶品种不同发育期叶片中花色素苷总含量的变化较大，大、小叶古铜期叶片中花色素苷总含量均极显著高于(P＜ 0.01)变色期、淡绿期、稳定期的量；且不同品种间花色素苷总含量差异较大，变色、淡绿、稳定期叶片花色素苷总含量在3品种间的差异达到显著或极显著水平，而大小叶古铜期叶片的差异均无统计学意义。而橡胶树幼苗叶片花色素苷各发育期之间相关性则不显著，且各发育期叶片的花色素苷含量也未与1～3龄幼苗2008年春的寒害程度呈现很好的相关性。

表1 不同温度对花色素苷稳定性影响的显著性测验Table 1 Significance test for the effect of different temperatures on stability of anthocyanin

图6 3个橡胶树品种叶片花色素苷含量变化与比较Fig. 6 The changes and comparison of content of anthocyanin from H. brasiliensis leaves of three varieties

3 结论与讨论

不同植物的叶片花色素苷的最佳提取条件不同。橡胶树叶片花色素苷的不同提取溶剂中，1%盐酸甲醇、1%盐酸乙醇的提取效果较0.1 mol·L-1盐酸的提取效果好，前二者的提取效果与挪威槭叶片中的吻合[22]，而与红叶黄栌叶片中的效果相反[25]，且1%盐酸甲醇的提取效果较1%盐酸乙醇的好，但二者之间无显著差异，这与紫叶风箱果叶片中的效果一致[24]。因此，在进行橡胶树花色素苷提取时，选用1%盐酸甲醇或者1%盐酸乙醇为提取溶剂，提取时间在6 h，可以充分提取叶片中的花色素苷。这与张冬梅等[22]提取挪威槭花色素苷和杨科家等[23]提取元宝枫花色素苷所选时间相同，但比刘晓东等[24]提取紫叶风箱果叶片花色素苷的时间略长。叶片不同发育阶段中，古铜期的叶在3种提取溶剂下的提取效果均好于淡绿期和稳定期叶的提取效果。但不同提取材料的选择还取决于橡胶树的生育期。花色素苷提取溶剂的选择除取决于花色素苷本身的性质外，也取决于提取的目的。

不同植物的花色素苷的光、热和PH稳定性不同。巴西橡胶花色素苷对光、热稳定性较好，这与五味子色素、鸭血糯色素、黑甜玉米色素和鹅掌柴绿色素的光、热稳定性表现相似[26-29]，而挪威槭、元宝枫和紫叶风箱果的叶片花色素苷光、热稳定性较差，尽管后三者与巴西橡胶的花色素苷均采用醇提方法获取。然而由于巴西橡胶花色素苷提取时间需6 h，因此提取花色素苷整个过程及保存提取液要尽量避光；若长时间保存花色素苷应选择低温条件。巴西橡胶在pH值≤2条件下花色素苷结构比较稳定，元宝枫和红叶臭椿在pH值1～3的环境下花色苷颜色较为稳定[23,30]，黑甜玉米色素在pH值＜5条件下时稳定[28]，红花檵木叶片花色素提取在低pH值时较稳定[31]，可见这些植物的花色素苷在酸性条件下稳定，在应用过程中应避免中碱性条件。而籽粒苋花穗色素在pH值4～8范围内稳定，在运用过程中应避免酸碱性环境[32]。

通过测定热研7-33-97、热研8-79和PR107 3个品种橡胶树幼苗5个发育时期叶片花色素苷，研究发现不同发育时期橡胶树叶片花色素苷含量变幅差异较大，变色前花色素苷含量依次下降23.31%、83.01%，变色后花色素苷含量依次下降90.12%、75.81%，从而认为橡胶树叶片发育与花色素苷的含量变化有关。但对这3个橡胶树品种幼苗叶片花色素苷含量各发育期之间的关系及其与2008年春的抗寒力的关系进行了进一步的研究发现，橡胶树叶片花色素苷含量各发育期之间的相关性较差，说明叶片不同发育期花色素苷含量的动态变化存在基因型差异，而橡胶树花色素苷含量与树体的抗寒力的相关性较差，其原因可能是寒害发生与花色素苷含量测定用叶样采集的季节不同以及样本容量太小，此外，橡胶树寒害的发生及其危害程度不仅与其物候有关，还与低温的类型关系密切，如平流型低温、辐射型低温和混合型低温[33-34]。

[1]Joseph M., Erich G., Ronald K. How genes paint flowers and seeds[J]. Trends Plant Science, 1998, 3(6): 212-218.

[2]Gillian A. Contributions of jeffrey harbome and co-workers to the study of anthocyanins[J]. Phytochemistry, 2001,56(3):229-236.

[3]Berardi, A. E., Fields, P. D., Abbate, J. L.,et al.Elevational divergence and clinal variation in floral color and leaf chemistry inSilene vulgaris[J]. American journal of botany, 2016, 103(8): 1508-1523.

[4]Wei, K., Zhang, Y., Wu, L.,et al.Gene expression analysis of bud and leaf color in tea[J]. Plant Physiology and Biochemistry,2016, 107: 310-318.

[5]Berardi, A. E., Hildreth, S. B., Helm, R. F.,et al.Evolutionary correlations in fl avonoid production across fl owers and leaves in theIochrominae(Solanaceae)[J]. Phytochemistry, 2016,130:119-127.

[6]Tuan, P. A., Bai, S., Yaegaki, H.,et al.The crucial role of PpMYB10.1 in anthocyanin accumulation in peach and relationships between its allelic type and skin color phenotype[J].BMC plant biology, 2015, 15(1): 280.

[7]Sanchez-Ballesta, M. T., Romero, I., Jiménez, J. B.,et al.Involvement of the phenylpropanoid pathway in the response of table grapes to low temperature and high CO2levels[J].Postharvest biology and technology, 2007, 46(1): 29-35.

[8]Peng, C., Lin, Z., Lin, G.,et al.The anti-photooxidation of anthocyanins-rich leaves of a purple rice cultivar[J]. Science in China Series C: Life Sciences, 2006, 49(6): 543-551.

[9]Bueno, J. M., Sáez-Plaza, P., Ramos-Escudero, F.,et al.Analysis and antioxidant capacity of anthocyanin pigments. Part II:chemical structure, color, and intake of anthocyanins[J]. Critical Reviews in Analytical Chemistry, 2012, 42(2): 126-151.

[10]Maran, J. P., Priya, B., Manikandan, S. Modeling and optimization of supercritical fl uid extraction of anthocyanin and phenolic compounds fromSyzygium cuminifruit pulp[J]. Journal of food science and technology, 2014, 51(9): 1938-1946.

[11]Abdel-Aal, E. S. M., Akhtar, H., Rabalski, I.,et al.Accelerated,microwave-assisted, and conventional solvent extraction methods affect anthocyanin composition from colored grains[J]. Journal of food science, 2014, 79(2): 138-146.

[12]Maran, J. P., Sivakumar, V., Thirugnanasambandham, K.,et al.Extraction of natural anthocyanin and colors from pulp of jamun fruit[J].Journal of food science and technology, 2015, 52(6): 3617-3626.

[13]Segade, S. R., Pace, C., Torchio, F.,et al.Impact of maceration enzymes on skin softening and relationship with anthocyanin extraction in wine grapes with different anthocyanin pro fi les[J].Food Research International, 2015(71): 50-57.

[14]Woodward, G., Kroon, P., Cassidy, A.,et al.Anthocyanin stability and recovery: implications for the analysis of clinical and experimental samples. Journal of agricultural and food chemistry[J]. 2009, 57(12): 5271-5278.

[15]Laikova, L. I., Arbuzova, V. S., Efremova, T. T.,et al. Genetic analysis of anthocyanin pigmentation of the anthers and culm in common wheat[J]. Russian Journal of Genetics, 2005, 41(10): 1176-1181.

[16]陆秀君, 葛根塔娜, 梅 梅, 等. N、P、K配比施肥对美国红枫幼苗生长及叶色变化的影响[J]. 中南林业科技大学学报,2015, 35(5): 9-15.

[17]闫淑芳, 冯树香, 李义红, 等. 基于北美海棠果实颜色特征的品种分类及呈色研究[J]. 经济林研究, 2016, 34(1): 19-25, 32.

[18]Hassan, S. N. A. M., Ishak, M. A. M., Ismail, K.,et al.Comparison study of rubber seed shell and kernel (Hevea brasiliensis) as raw material for bio-oil production[J]. Energy Procedia, 2014(52): 610-617.

[19]Silitonga, A. S., Masjuki, H. H., Ong, H. C.,et al.Synthesis and optimization ofHevea brasiliensisandRicinus communisas feedstock for biodiesel production: A comparative study[J].Industrial Crops and Products, 2016, 85: 274-286.

[20]Stolze, A., Wanke, A., van Deenen, N.,et al.Development of rubberenriched dandelion varieties by metabolic engineering of the inulin pathway[J]. Plant Biotechnology Journal, 2016, (11): 1-14.

[21]Kadir, R., Jantan, M. D. Enhancement ofHevea brasiliensisproperties through chemical application[J]. Anais da Academia Brasileira de Ciências, 2016, 88(4): 2081-2092.

[22]张冬梅, 马 晓, 苏金乐, 等. 挪威槭叶片花色素苷的提取及稳定性研究[J]. 安徽农业科学, 2006, 34(13): 3055-3056.

[23]杨科家, 丰 震, 朱红梅, 等. 元宝枫叶片花色素苷的提取及其稳定性研究[J]. 中国农学通报, 2009, 25(24): 334-337.

[24]刘晓东, 于 晶. 紫叶风箱果叶片花色素苷的提取及其稳定性[J]. 东北林业大学学报, 2011, 39(2): 38-39.

[25]庞海慧, 张 涛, 肖建忠, 等. 红叶黄栌红色素的提取方法及稳定性研究[J]. 河北农业大学学报, 2007, 30(3): 94-96.

[26]刘玲玲, 吕华冰, 孙美琪. 五味子色素提取及稳定性研究[J].生物技术, 2009, 19(6): 78-81.

[27]刘晶晶, 段玲玲, 王雪锋,等. 鸭血糯色素稳定性的研究[J].食品科学, 2010, 31(7): 123-126.

[28]刘敬兰. 黑甜玉米色素的提取及其稳定性的研究[J]. 北京教育学院学报(自然科学版), 2009, 4(4): 1-5.

[29]黄宇峰. 鹅掌柴叶片中绿色素稳定性的研究[J]. 中国农学通报, 2010, 26(6): 313-316.

[30]郝峰鸽, 孙涌栋, 李保印, 等. 红叶臭椿叶片中花色苷的稳定性研究[J]. 西北林学院学报2008, 23(6): 151-154.

[31]李辛雷, 李纪元, 范正琪. 红花檵木叶片花色素提取及其性质研究[J]. 食品科学, 2011, 32(20): 57-62.

[32]廖芙蓉,阚建全. 籽粒苋花穗色素的稳定性研究[J]. 食品科学, 2013, 34(5): 127-131.

[33]高新生, 李维国, 黄华孙, 等. 海南中西部橡胶主栽品种寒害适应性调查[J]. 广东农业科学, 2008 (11): 14-16.

[34]安 锋, 王立丰, 王纪坤, 等. 海南西部2015/2016年度橡胶树寒害情况及处理建议[J].中国热带农业, 2016(6): 28-32.

Study on the extraction and stability of anthocyanin from leaves ofHevea brasiliensisand its content change between three different cultivars

WU Chuntaia,b,c, ZHOU Juna,b,c, YAO Xingchenga,b,c, CHEN Xianhonga,b,c, WANG Juna,b,c, LIN Weifua,b,c
(a.Key Laboratory of Biology and Genetic Resources of Rubber Tree, Ministry of Agriculture; b. State Center for Rubber Breeding;c. Hainan Provincial Key Laboratory of Physiology for Tropical Crops; Rubber Research Institute, Chinese Academy of Tropical Agricultural Sciences, Danzhou 571737, Hainan, China)

This study was aimed to explore the characteristics of contents of anthocyanin in the leaf of rubber tree (Hevea brasiliensis)from different cultivars and provide a wealth of material for future breeding ofH. brasiliensis.The extraction materials, extraction solvents and extraction time were studied to de fi ne the optimal extracting conditions of anthocyanin fromH. brasiliensis.The stability of anthocyanin which was extracted under the optimal extraction conditions was investigated. The optimized extraction conditions were used for determination of anthocyanin contents in three cultivars ofH. brasiliensiswith different cold resistance. The results showed that the optimal extraction conditions for anthocyanin in bronze leaves were obtained as alcohol containing 1% HCl and 6 h extraction time.The stability of anthocyanin fromH. brasiliensiswas obviously affected by pH value of solution since its stability decreased signi fi cantly with the increasing of pH value. Moreover, it was sensitive to light but was not sensitive to temperature. Therefore, darkness and acidic condition are required to maintain its stablility. There were differences in anthocyanin contents of three differentH. brasiliensiscultivars with different cold resistance. In summary, the established extraction conditions of anthocyanin and maintain conditions of its stablility would lay a foundation for the research on anthocyanin from rubber tree.

Hevea brasiliensis; anthocyanin; extraction; stability; content change

10.14067/j.cnki.1673-923x.2017.12.003

http: //qks.csuft.edu.cn

S794.1

A

1673-923X(2017)12-0015-06

2017-05-31

现代农业产业技术体系建设专项“国家天然橡胶产业技术体系种苗繁育岗位科学家经费”（No.CARS-34-GW4）

吴春太，博士，副研究员

王 军，硕士，副研究员；E-mail：wangjuncatas@163.com

吴春太，周 珺，姚行成，等. 橡胶树叶片花色素苷的提取与稳定性及其品种间含量变化研究[J].中南林业科技大学学报，2017, 37(12): 15-20, 45.

[本文编校：文凤鸣]