磷脂酰肌醇转运蛋白与动脉粥样硬化
2017-08-15靳颖颖李晶洁
靳颖颖,李晶洁
磷脂酰肌醇转运蛋白与动脉粥样硬化
靳颖颖1,李晶洁1
动脉粥样硬化(AS)是一种慢性炎症性疾病,尽管其疾病进展已被充分认识,但仍有一些新的非细胞成分相继被发现。磷脂酰肌醇转运蛋白(PITPs)最初因其转运磷脂酰肌醇或磷脂酰胆碱而被发现。随后大量研究证实,PITPs在磷脂酰肌醇信号转导中发挥重要作用,参与许多重要的细胞内过程:如细胞生长、转移和侵袭,而这些在AS发病中至关重要,并影响AS中糖脂代谢、血小板活化、巨噬细胞增殖等病理过程。现就PITPs与AS发病机制之间存在的关系做一综述。
最近几年有关“AS是动脉管壁慢性炎症性疾病”的炎症学说得到大家的认可,AS的发生是血管壁细胞与血液细胞在多种炎症因子和致病因子相互作用下所导致的一种血管损伤过程,其病理生理过程涉及到许多细胞成分和非细胞成分参与[1,2]。新近研究[3]发现PITPs参与血脂、血糖代谢,糖脂代谢异常是AS的独立危险因素,从而引起学者关注。对PITPs的生物学功能的探究有助于发掘AS发病机制中另一潜在的非细胞成分,并有望为AS的防治提供新思路。
1 PITPs简介
1.1 PITPs结构、分布 在人类基因组中,含PITP域的蛋白质由五个基因编码。根据系统发育分析,分为Ⅰ类PITPs,含有PITPα和PITPβ;Ⅱ类PITPs含有RdgB蛋白质[4],如:Nir2。其中单域蛋白质(Ⅰ类:PITPα和PITPβ)的晶体结构被认识。它们含有一个脂质结合疏水腔,可以容纳一个磷脂分子,磷脂酰肌醇或磷脂酰胆碱。PITPs通过腔盖构象关闭转运脂质,开放进行脂质交换。PITPα和PITPβ具有77%的序列同源性,而其它三个成员(Ⅱ类RdgB家族)只有约40%的序列同源性[4,5]。在哺乳类动物组织,至少有两种亚型被认识,PITPα位于核基质和胞质,PITPβ位于高尔基体。
1.2 PITPs的生物学功能 最初研究证实[4]PITPs是真核生物中普遍存在的一类高度保守并可以在膜之间转运磷脂酰肌醇和/或磷脂酰胆碱的载脂蛋白。随后发现这些蛋白不仅是脂质转运的介质,而且还通过复杂通路调控脂质代谢,影响许多细胞内过程包括脂质介导的信号转导通路和膜转运功能。尤其是在磷酯酶C(PLC)介导的PI(4,5)P2水解过程中产生1,4,5三磷酸肌醇(IP3),使胞质中游离Ca2+浓度增高,促使血小板活化,通过α颗粒释放炎性介质,促进炎症发生,另一方面激活肌球蛋白轻链激酶(MLCK),在磷脂酶A2(PLA2)作用下,使膜磷脂释放花生四烯酸,通过环氧化酶途径促进炎症发生。PITPs也参与随后细胞膜上
磷脂酰肌醇的磷酸化作用,磷脂酰肌醇的磷酸化与炎性细胞如:单核-巨噬细胞、内皮细胞、血小板等的活化有关。针对近年关于AS的发病机制学说研究倾向于“AS是动脉管壁的慢性炎症性疾病”,而PITPs通过耦连磷脂酰肌醇的转运和PI(4,5)P2的合成参与细胞信号传导,调控炎症的发生、发展,与AS的炎症机制有莫大关联。
1.2.1 PITPs与磷脂酰肌醇 在真菌、哺乳类动物和果蝇中进行大量研究[6,7]后证实,PITPs在磷脂酰肌醇翻转和信号转导中有重要作用。联合体外细胞实验表明PITPα在受体刺激时参与PI(4,5)P2的合成,从而维持PLC介导的信号转导,还可修复G蛋白酶刺激的PI(3,4,5)P3的生成[8-10],这些有力的证实PITPs不仅参与磷脂酰肌醇的合成,还参与调控其下游信号通路的调控。真菌中存在的PITPs被称为Sec14p,它在哺乳类细胞体外重建实验中可以代替PITPs,在真菌中它的失活可以使细胞内PI4P水平下降50%[9],进一步表明PITPs可显著影响磷脂酰肌醇的水平。PITPs参与磷脂酰肌醇翻转和信号转导最令人信服的证据出现在对果蝇光传导RdgB作用的研究。果蝇黑腹菌属的光传导是光介导的由PLC活化G蛋白酶偶联的受体调控的过程,反过来催化PI(4,5)P2的水解产生IP3和DAG。RdgB是光感受器细胞存活和光应答所必需的。RdgB突变的果蝇表现光诱导PI(4,5)P2的缺失,补救实验表明RdgB的磷脂酰肌醇转运域是RdgB发挥必要功能所必需的[11]。总的来说果蝇腹黑菌属RdgB运用它的磷脂酰肌醇转运域将磷脂酰肌醇从内质网转运至细胞膜,在膜上磷脂酰肌醇通过磷酸化生成PI(4,5)P2,促进由PLC介导的光诱导的PI(4,5)P2的水解。结合这些研究发现PITPs对于PI(4,5)P2的再合成是必须的。而PI(4,5)P2的再合成使其磷酸化过程得以持续进行,增强下游信号通路如:PI3Ks、PLC途径等,间接调控血小板的活化、巨噬细胞的增殖,血糖、血脂的代谢水平等过程,参与甚至是防治AS发生、发展。
1.2.2 磷脂酰肌醇介导的细胞转移与侵袭 PITPs在调控磷脂酰肌醇水平和磷脂酰肌醇信号中的多重作用提示PITPs在细胞内一些过程中起关键作用,如细胞生长、侵袭和转移。这些过程在肿瘤细胞内被反常调节,在很多情况下是由于PI(3,4,5)P3-或PI(4,5)P2-介导的信号异常上调。Nir2作为II类PITPs(即不只含有单PITP域)被广泛研究于肿瘤细胞中,发现不同肿瘤细胞调控Nir2的表达可以显著影响下游分子蛋白激酶B(PKB或Akt)和ERK1/2磷酸化,同时影响细胞转移和侵袭[12,13]。近年发现,上皮-间质转化(EMT)在肿瘤细胞的侵袭和远隔转移中起重要作用,在观察乳腺上皮癌中肿瘤细胞的转移与侵袭过程中发现Nir2表达显著增加。在动物模型中抑制Nir2可以大幅抑制乳腺癌的肺转移。此外,对于人类乳腺癌组织样本的分析发现Nir2的高表达与肿瘤分级具有相关性,在一些不良的疾病预后Nir2的表达与Kaplan-Meier生存曲线相关[14]。这些发现可能是首次实验证实PITPs在肿瘤进展和转移中起作用,将会成为肿瘤干预的靶向。而AS病理过程中涉及血液中的单核细胞、血小板向血管内皮转移、侵袭至内皮下,启动AS的发生、发展。总之,PITPs在磷脂酰肌醇信号中发挥重要作用,并参与许多重要的细胞内过程:如细胞生长、转移和侵袭,而这些在AS发病中至关重要。
2 PITPs影响AS发病的环节
AS的发病机制较为复杂,其学说涉及脂质浸润学说、血栓形成学说、平滑肌细胞克隆学说、内皮细胞损伤反应学说,而其病理过程始发于动脉内膜受损,在长期糖脂类代谢异常等危险因素作用下,低密度脂蛋白胆固醇(LDL-C)通过受损的内皮进入管壁内膜,并氧化修饰成LDL-C,对动脉内膜造成进一步的损伤;趋化单核细胞迁移至内膜下成为巨噬细胞,通过清道夫受体吞噬氧化型LDL-C,转变为泡沫细胞形成最早的粥样硬化病变脂质条纹,而内皮细胞损伤暴露内皮下组织,促使血小板活化,加速AS进程,最近研究表明AS斑块内巨噬细胞主要来源于局部巨噬细胞的增殖[15],这点可以为稳定AS斑块防止其破裂提供新思路。
2.1 参与调控血糖、血脂代谢 大量的研究证实脂质代谢紊乱与血糖调节异常是AS独立的危险因素。而PITPs通过转运磷脂酰醇和磷脂酰胆碱,在协调胞内脂质代谢及信号转导功能中扮演不同角色。James等[3]发现PITPα基因敲除的小鼠因小肠和肝脏脂肪变性、脊髓小脑的神经退行性变及葡萄糖稳态失衡引起严重低血糖导致新生小鼠一周内死亡率极高。电子显微镜观察,脂质积聚在肠上皮细胞内膨胀的滑面内质网上,小肠和肝脏脂肪变性源于细胞内中性脂质和游离脂肪酸在这些器官积聚,说明内质网转运三酰甘油和二酰甘油的功能缺陷。显微镜下发现胰岛小叶的数量大大减少,且其完整性遭到破坏,基因学检测PITPα-/-小鼠的胰高血糖素原基因表达降低,尽管糖异生所需的酶类水平正常,但肝脏糖原的代谢出现异常。随后选择性敲除转运磷脂酰肌醇的部分PITPα发现:减少PITPα活性会降低新生小鼠生存率,当PITPα含量明显降低时,与正常含量PITPα的小鼠相比肠道脂肪变性和低血糖程度明显,蛋白质、脂肪和葡萄糖代谢紊乱严重,小脑炎性疾病加重。综上所述,PITPα通过特殊的脂质转运腔在调节哺乳动物葡萄糖稳态和内质网功能中有着出乎意料的作用。这些说明PITPs调控磷脂酰肌醇的转运与合成是体内一个重要功能属性,并提出PITPα缺陷与脂质运输和葡萄糖稳态和小脑炎性疾病间存在某种因果联系,且与PITPα的含量正相关。2.2 血小板活化 PI(4,5)P2在PLC的作用下水解为DAG、IP3,而IP3可以动员致密管中Ca2+释放[15,16],导致胞质中Ca2+升高,从而激活肌球蛋白轻链激酶(MLCK)[17]、磷脂酶A2(PLA2), 在PLA2作用下膜磷脂释放花生四烯酸(AA),通过环氧化酶(COX)途径启动血小板活化。通过目的过表达质粒转染细胞,与阴性对照质粒转染的细胞相比,在高表达PITPα(SPIα)的这些细胞中发现大量磷脂酰肌醇特异的PLA2活化,伴随大量的花生四烯酸产生[16],磷脂酰肌醇可以在细胞膜上不断地的磷酸化持续补充水解的PI(4,5)P2,使其在活化的PLA2作用下持续释放花生四烯酸,增强血小板活化。在细胞活化过程中,PI(4,5)P2不断水解,而PITPs通过转运磷脂酰肌醇不断补充PI(4,5)P2,使其下游信号通路得以持续顺利的进行,参与细胞内多种生理过程如分泌型囊泡转运[18]、血栓形成[14-16,19-22]、炎症[15]、细胞生长[23,24]和凋亡[25]。而AS病理过程形成机制中也涉及上述细胞过程,所以PITPs与AS的发病机制密切相关,是否也通过调控上述细胞生理过程参与疾病发生发展,其具体机制尚待进一步研究。
2.3 巨噬细胞增殖 Kim等[24]在体外实验中通过使用PI3K抑制剂,渥曼青霉素或LY294002刺激RAW264.7单核-巨噬细胞,发现其可以强烈抑制12-豆蔻酸-13-乙酸佛波醇诱导的巨噬细胞增殖。这些结果表明PI3K在RAW264.7巨噬细胞生长调控中发挥重要作用。而PI3K的作用底物为PI(3,4,5)P3,是由磷脂酰肌醇在不同磷脂酰肌醇激酶作用下不断地磷酸化生成,因此,磷脂酰肌醇在巨噬细胞的生长调控中可能通过PI3K途径发挥作用。研究发现NIH3T3细胞(NIH3T3是美国国立卫生研究院所建立的小鼠胚胎成纤维细胞系,特点是每3 d传代一次,每次接种3×105cells/ml,该细胞系在实验室常用来做转染及基因表达的研究)过度表达PITPα时,其细胞增殖率明显增加,与正常野生型细胞生长周期21 h相比它只需13 h,说明PITPα可能参与促有丝分裂因子产生[26],且可以强烈的抵抗紫外线或肿瘤坏死因子-α诱导的凋亡[26]。
3 小结与展望
AS是心脑血管疾病主要的病理学基础,AS斑块破裂最终可导致一系列急性缺血性事件发生如急性心肌梗死威胁人类的生命安全,在目前人群死亡原因中占第一位。随着年龄增长,AS的发生不可避免,如何稳定斑块避免其破裂成为目前医学界尚待解决的重大课题。综上所述,从动物实验及体外实验揭示PITPs的功能,它可以通过调控磷脂酰肌醇的水平,将磷脂酰肌醇由合成部位内质网转运至细胞膜,在经过连续磷酸化,不断生成PI(4,5)P2,使PI3Ks、PLC介导的信号通路顺利进行,间接调控血小板的活化、巨噬细胞的增殖,血糖、血脂的代谢水平等过程,可能参与甚至是防治AS发生、发展,最近研究表明AS斑块内巨噬细胞主要来源于局部巨噬细胞的增殖[27,28],这点可以为稳定AS斑块防止其破裂提供新思路。但是,在此研究领域PITPs基因完全敲除的动物模型生存期短,病死率高不易于对疾病病生机制的长期研究,选择性PITPs基因敲除动物模型迫切需求,基因技术尚待进一步提高。随着动物模型的建立,实验的开展,对于PITPs的研究必将有助于攻克AS斑块破裂这一世界性的难题及新的分子靶点药物的研制与开发。
[1] Libby P. Inflammation in atherosclerosis[J]. Nature,2002,420(6917):868-74.
[2] Koch M,Zemecke A. The hemostatic system as a regulator of inflammation in ather-osclerosis[J]. IUBMB Life,2014,66(11):735-44.
[3] Alb JG Jr,Cortese JD,Phillips SE,et al. Mice lacking phosphatidylinositol transf-er protein-alpha exhibit spinocerebellar degeneration, intestinal and hepatic steatos-is, and hypoglycemia[J]. J Biol Chem,2003,278(35):33501-18.
[4] Cockcroft S,Garner K. Function of the phosphatidylinositol transfer protein gene fa-mily: is phosphatidylinositol transfer the mechanism of action[J]? Crit Rev Biochem Mol Biol,2011,46(2):89-117.
[5] Baptist M,Panaqabko C,Cockcroft S,et al. Ligand and membranebinding behavior of the phosphatidylinositol transfer proteins PITPαand PITPβ[J]. Biochem Cell Biol,2016,94(6):528-33.
[6] Cockcroft S,Garner K,Yadav S,et al. RdgBalpha reciprocally transfers PA and PI at ER-PM contact sites to maintain PI(4,5)P2homoeostasis during phospholipase C signalling in Drosophila photoreceptors[J].Biochem Soc Trans,2016,44(1):286-92.
[7] Nile AH,Tripathi A,Yuan P,et al. PITPs as targets for selectively interfering with phosphoinositide signaling in cells[J]. Nat Chem Biol,2014,10(1):76-84.
[8] Tripathi A,Nile AH,Bankaitis VA. Sec14-like phosphatidylinositoltransfer proteins and diversification of phosphoinositide signalling outcomes[J]. Biochem Soc Trans,2014,42(5):1383-8.
[9] Kielbowicz-Matuk A,Banachowicz E,Turska-Tarska A,et al.Expression and characterization of a barley phosphatidylinositol transfer protein structurally homologous to the yeas-t Sec14p protein[J].Plant Sci,2016,246:98-111.
[10] Huang J,Ghosh R,Bankaitis VA. Sec14-like phosphatidylinositol transfer proteins and the biological landscape of phosphoinositide signalingin plants[J]. Biochim Biophys Acta,2016,1861(9 Pt B):1352-64.
[11] Yadav S,Garner K,Georgiev P,et al. RDGBα, a PtdIns-PtdOH transfer protein, regulates G-protein-coupled PtdIns(4,5)P2 signalling duringDrosophila phototransduction[J]. J Cell Sci,2015,128(17):3330-44.
[12] Keinan O,Kedan A,Gavert N,et al. The lipid-transfer protein Nir2 enhances epithelial-mesenchymal transition and facilitates breast cancer metastasis[J]. J Cell Sci,2014,127(Pt 21):4740-9.
[13] Kim S,Kedan A,Marom M,et al. The phosphatidylinositol-transfer protein Nir2 binds phosphatidic acid and positively regulates phosphoinositide signalling[J]. EMBO Rep,2013,14(10):891-9.
[14] Mobini GR,Ghahremani MH,Amanpour S,et al. Transforming Growth Factor Beta-Induced Factor 2-Linked X (TGIF2LX) Regulates Two Morphogenesis Genes, Nir1 and Nir2 in Human Colorectal[J]. Acta Med Iran,2016,54(5):302-7.
[15] Chang CL,Liou J. Homeostatic regulation of the PI(4,5)P2-Ca(2+) signaling system at ER-PM junctions[J]. Biochim Biophys Acta,2016,1861(8 Pt B):862-73.
[16] Kassouf N,Ambily A,Watson S,et al. Phosphatidylinositol-3,4,5-trisphosphate stimul-ates Ca(2+) elevation and Akt phosphorylation to constitute a major mechanism of thromboxane A2 formation in human platelets[J]. Cell Signal,2015,27(7):1488-98.
[17] Signorello MG,Leoncini G. Effect of 2-arachidonoylglycerol on myosin light chain phosphorylation and platelet activation: The role of phosphatidylinositol 3 kinase/AKT pathway[J]. Biochimie,2014,05:182-91.
[18] Ohashi M,Jan de Vries K,Frank R,et al. A role for phosphatidylinositol transfer- protein in secretory vesicle formation[J]. Nature,1995,377(6549):544-7 .
[19] Schaaf G,Ortlund EA,Tyeryar KR,et al. Functional anatomy of phospholipid binding and regulation of phosphoinositide homeostasis by proteins of the sec14 supe-rfamily[J]. Mol Cell,2008,29(2):191-206.
[20] Cockcroft S,Garner K. Potential role for phosphatidylinositol transfer protein (PITP) family in lipid transfer during phospholipase C signalling[J]. Adv Biol Regul,2013,53(3):280-91.
[21] Sengupta S,Barber TR,Xia H,et al. Depletion of PtdIns(4,5)P2 underlies retinal degeneration in Drosophila trp mutants[J]. J Cell Sci,2013,126(Pt 5):1247-59.
[22] Kim S,Kedan A,Marom M,et al. The phosphatidylinositol-transfer protein Nir2 binds phosphatidic acid and positively regulates phosphoinositide signalling[J]. EMBORep,2013,14(10):891-9.
[23] Kauffmann-Zeh A,Thomas GM,Ball A,et al. Requirement for phosphatidylinosit-ol transfer protein in epidermal growth factor signaling[J].Science,1995,268(5214):1188-90.
[24] Kim HM,Yim HG,Yoon HS,et al. Phosphatidylinositol 3-kinase regulates prolife-ration of RAW 264.7 macrophages[J].Immunopharmacol Immunotoxicol,2001,23(3):355-65.
[25] Schenning M,Van Tiel CM,Van Manen D,et al. Phosphatidylinositol transfer protein alpha regulates growth and apoptosis of NIH3T3 cells: involvement of a cannabinoid 1-like receptor[J]. J Lipid Res,2004,45(8):1555-64.
[26] Snoek GT,Berrie CP,Geijtenbeek TB,et al. Overexpression of phosphatidylinositol transfer protein alpha in NIH3T3 cells activates a phospholipase A[J]. J Biol Chem,1999,274(50):35393-9.
[27] Robbins CS,Hilgendorf I,Weber GF,et al. Local proliferation dominates lesional macrophage accumulation in atherosclerosis[J]. Nat Med,2013,19(9):1166-72.
[28] 王东旭,王虎,周瀛,等. 巨噬细胞极化在炎性疾病中作用的研究进展[J]. 中国医药,2017,12(9):1427-30.
R543.5
A
1674-4055(2017)10-1278-03
1150001 哈尔滨,哈尔滨医科大学附属第一医院心血管内科
李晶洁,E-mail:circulation9999@163.com
10.3969/j.issn.1674-4055.2017.10.41
本文编辑:张灵