番茄花器官发育相关转录因子的研究进展

杨贞妮

摘 要：随着分子克隆、定量分析等分子技术的日益成熟，越来越多的基因的功能被人们发现、了解与深入研究。该文综述了近年来发现的番茄中花器官发育相关转录因子的研究进展，为进一步阐明番茄花器官发育的分子机制以及相关转录调控网络的作用机理奠定基础。

关键词：花器官发育；ABCDE模型；番茄；转录因子

中图分类号 Q943 文献标识码 A 文章编号 1007-7731（2017）11-0027-07

The Recent Advances in the Development of Transcription Factors Involved in Floral Organ Development in Tomato

Yang Zhenni

（School of Biological Engineering，Chongqing University，Chongqing 400044，China）

Abstract：With the development of molecular cloning，quantitative analysis and other molecular techniques，more and more genes are discovered，understood and studied. This paper reviews the recent advances in the development of transcription factors involved in floral organ development in tomato，to lay the foundation for further elucidating the molecular mechanism of floral organ development and transcriptional regulatory networks.

Key words：Floral organ development；ABCDE model；Tomato；Transcription factors

花的產生是植物亿万年进化史中一次重要的飞跃，作为植物的生殖器官，它决定着植物的繁衍生息并进一步影响着植物的生长发育。世界上第一朵花出现在大约1.4亿年前，在没有生殖器官产生之前，植物只能依靠释放大量精子进入传播媒介，例如风、水，从而进行受精和繁衍。这样的形式不仅效率低下，而且受到的环境因素的制约非常大，同时也大大限制了植物的物种多样性。花的出现使得植物的繁衍不再受到环境的制约，使植物种类得以丰富，从而有力地推动了植物的进化与发展。而植物的多样性也同样给动物物种多样性的发展带来了革命，同时也使得人的产生成为可能。花不仅对植物与自然界的发展具有重要的意义，同时也是我们日常生活中不可缺少的部分：花能入药，还可以提炼香精、香料和酿酒，还能食用。因此，研究花器官的发育机制，阐明其分子生物学上的调控机理无论在理论上还是在应用上都具有重要意义。20世纪80年代以来，随着分子生物学技术的运用与发展，结合对模式植物拟南芥与金鱼草突变体的研究，花器官发育的研究在短短十几年内有了飞跃性的发展，成为植物发育研究中的热点[1]。基于这些研究，Coen和Meyerowitz[2]首次提出了花发育的ABC模型，用于解释花发育的同源异形基因之间的相互作用。研究者们根据该模型已成功从多种植物中克隆出许多花器官发育相关的重要基因，构建起花器官发育的基因调控网络，使得花发育的研究迈入更深层次的分子水平。随着一些新的花发育突变体的发现，ABC模型也得到了进一步的补充和完善，逐步发展成为ABCDE模型和四因子模型。番茄（Solanum lycopersicum）作为一种重要的经济作物和模式植物，其花器官发育过程的研究虽然已经取得了长足进展，但对其相关转录因子的研究还远不及拟南芥、金鱼草等其他模式植物那样深入。本文综述了近年来国内外关于番茄花器官发育相关转录因子的研究，以期为深入探讨番茄花器官发育的相关分子机制奠定一定的理论基础。

1 花器官发育的分子模型

1.1 ABC模型 一直以来，对于花器官发育的研究主要都集中于双子叶植物中的拟南芥、金鱼草、矮牵牛等模式植物。这些植物的花均由4个不同的器官在花柄顶端通过同心圆的形式排列组成，总共分为4轮，由外到内分别是萼片、花瓣、雄蕊和心皮。基于这些模式植物的突变体研究得到的ABC模型认为控制花器官形成的基因按功能分为3类，称为A类基因、B类基因和C类基因，这3类同源异形基因单独或协同作用控制着各轮花器官的发育及形态特征。在野生型植物的花器官发育过程中，A类基因单独调控萼片的发育，A类和B类基因共同调控花瓣的发育，B类和C类基因共同调控雄蕊的发育，C类基因单独调控心皮的发育。即同一类基因控制相邻两轮花器官的发育：萼片（A），花瓣（A+B），雄蕊（B+C），心皮（C）。其中A类基因与C类基因之间相互抑制，A抑制C在萼片与花瓣中表达，C抑制A在雄蕊与心皮中表达。A、B、C三类基因的活性与它们在花器官中的位置无关，例如在BC双突变体中，A类基因在各轮中都有活性，使得四轮器官均变为萼片[3-4]。拟南芥中克隆出的A类基因有AP1和AP2，B类基因有AP3和PI，C类基因有AG。相应的在金鱼草中克隆出的A类基因有SQUA，B类基因有DEF和GLO，C类基因有PLE。其中拟南芥的AP2基因在金鱼草中的同源基因为LIP1和LIP2，只有当这两个基因同时失活才会出现突变体表型，而且LIP基因不会抑制C类基因的表达[5-7]。ABC模型的提出较好地解释了花发育同源异形基因的表达模式与相互作用，阐明了花器官发育的分子机制，因而受到人们的广泛接受与认可。

1.2 ABCDE模型 随着更多的花同源异形基因被克隆得到以及研究的深入，出现了许多ABC模型无法解释的现象。例如ABC三重突变体的花器官除了叶片外仍含有心皮状结构，而不像预测的那样不再含有任何花器官组织，这预示着还存在有与AG功能相近的能促进心皮发育的基因[8-9]。1995年，Angenent等[10]在对矮牵牛胚珠发育突变体进行研究时成功分离到决定胚珠发育的基因FBP7和FBP11。其中FBP11专一地在胚珠原基、珠被和珠柄中表达：在转基因植株中异位表达FBP11基因，会在花被上形成胚珠或胎座；在野生型植株中抑制FBP11的表达则会在形成胚珠的地方发育出心皮结构。由于胚珠代表了一类花器官，它的发育为FBP7和FBP11所调控，因此Colombo等[11]将这类调控胚珠发育的基因归为D类基因，并提出花发育的ABCD模型。拟南芥中与FBP11同源的D类基因为AGL11（后被重新命名为STK），两者与C类基因AG的亲缘关系较近，有着相同的表达模式[12]。后续研究表明，拟南芥中还有两个基因SHP1和SHP2也是D功能基因，它们与AG、STK互为冗余地控制着胚珠的发育。

通过调控ABC基因的表达，虽然能够人为地操纵每轮花器官的发育状态，但仍然无法使叶片转变为花器官。由此可见，这些基因虽然对花器官的发育至关重要，但却不是营养器官转化为花器官的充分条件。这预示着还有一类花特征基因参与调控营养器官向花器官的转变[13-14]。2000年，Pelaz等[15]在拟南芥中发现AG类基因AGL2、AGL4、AGL9与花器官特异性决定有关。这3个基因中的任意1个或2个发生突变，对花器官发育无明显影响，而当3个基因同时突变时，所有花器官都只形成萼片，说明3个基因之间功能互相冗余。这3个基因也被重新命名为SEP1、SEP2、SEP3，同时也被认为是一类新的花器官特性基因。由于SEP类基因的发现重新修正了ABC模型，因此SEP类基因也被称为E类基因，连同D类基因一起将ABC模型延伸为ABCDE模型[6、16]。此后研究者们又发现拟南芥的ALG3基因与SEP1、SEP2、SEP3基因有着相似的功能，决定着萼片的特性，且在四轮花器官中都表达，因此将其命名为SEP4[17]。在sep1 sep2 sep3 sep4的四重突变体中，花器官全部转变为叶状结构。而在拟南芥中，ABC类基因与SEP类基因的联合表达能使叶片转化为完整的花器官，证明花器官发育是由ABCE类基因共同作用所决定的[18-19]。

1.3 四因子模型 在花器官发育ABCDE模型中，除了AP2以外的所有基因都属于MADS-box家族的MIKC型基因。MDAS-box家族的基因都有一段非常保守的DNA序列——MADS盒，该序列编码的蛋白称为MADS结构域，可与DNA进行结合并且参与细胞分化过程相关基因的调控。根据基因结构、蛋白结构和系统进化关系的不同，MADS-box基因被分为I型（Type I）和II型（Type II）兩类[20]。植物的I型MADS-box基因编码的蛋白通常含有1个高度保守的SRF-like MADS域而不含有K域。植物II型MADS-box基因（也称为MIKC型）编码的蛋白主要由4部分组成：MEF2-like MADS域、半保守的K域、I域和最不保守的C域。其中，MADS域能与靶DNA进行结合，也能与I域和K域一起参与二聚体的形成[21]；K域是蛋白二聚化的关键结构域，它能独立地与另一MIKC型蛋白发生相互作用，是蛋白分子之间相互作用的区域[22]；I域位于MADS域和K域之间，在序列和结构上变化较大，也被认为与蛋白的二聚化和功能特异化相关[23]；C域位于K域下游，是最不保守的区域，主要由疏水氨基酸组成，是一个转录激活区[24]，与蛋白的功能有关。

通过酵母双杂交和凝胶阻滞等实验，研究者们发现MIKC型MADS-box转录因子通常是以聚合体的形式绑定到DNA上，进而再发挥调控作用。这些转录因子先通过聚合作用形成同源或异源二聚体，进而组装成多聚复合体发挥作用[19，25]。2001年，Theissen等[26]结合MADS蛋白多聚体的研究，提出了花发育的“四因子”模型，该模型认为花器官发育的调控是通过4种同源异形蛋白复合体结合在靶基因启动子区域进而调节基因的启动闭合来实现的。构成四聚体的2个二聚体单位（同源或异源二聚体）先特异结合在同一DNA上，接着通过俩二聚体单位的C末端进行结合形成四聚体，从而引起DNA分子的弯曲，使弯曲的DNA环绕该四聚体，然后四聚体再与转录辅因子和染色质重塑蛋白相结合，最后三者结合起来共同激活或抑制转录。其中，转录辅因子能够介导转录调控，影响靶基因的特异性；染色质重塑蛋白能够改变靶基因转录起始位点的染色质结构[27-28]。以拟南芥为例，同源二聚体AP1/AP1与SEP/SEP（2A+2SEP）形成四聚体，调控萼片的发育；异源二聚体AP3/PI与SEP/AP1（A+2B+SEP）形成四聚体，调控花瓣的发育；AP3/PI与SEP/AG（2B+C+SEP）形成四聚体调控雄蕊的发育；AG/AG与SEP/SEP（2C+2SEP）形成四聚体调控心皮的发育；另外还有胚珠的发育受到AG/SEP-STK/SEP四聚体的调控[24，29]。大量酵母双杂交实验以及荧光共振能量转移实验的数据分析使得四因子模型得到了证实。体外实验结果也表明根据蛋白的相对浓度和DNA序列，拥有MADS结构域的蛋白之间可以柔性结合成不同的蛋白复合体。而原位双分子荧光互补实验也显示，在花发育阶段的分生阶段，拥有MADS结构域的蛋白之间发生了相互作用。

2 番茄花发育相关转录因子的功能

番茄与拟南芥、金鱼草同为双子叶植物，其花器官的发育也同样遵循ABCDE模型的规律：各轮花器官的发育受到来自A、B、C、D、E 5类基因的调控。而这些基因几乎都是属于MADS-box家族的转录因子。这些基因与其在拟南芥、金鱼草中的同源异形基因之间在功能方面有许多相似之处，例如对各轮花器官发育的影响；同时番茄还拥有拟南芥、金鱼草所没有的肉质果实，因此这些花发育基因还会直接或间接影响到果实的生长、发育甚至成熟。

2.1 A类基因 目前在番茄中发现的A类基因为MC（MACROCALYX）。MC基因属于MADS-box转录因子家族的API/FUL亚家族，它与拟南芥API基因的同源性较高。API是拟南芥中的A类基因，决定花瓣和萼片的发育。基因敲除API使得拟南芥花的萼片转变为叶片和苞片状结构，甚至还会导致花瓣缺失，并且还会形成恢复营养生长的非特异性花序。在番茄中抑制MC的表达同样使得萼片变成了叶状结构，并且产生了非特异性花序，但对花瓣没有产生影响，而这个表型与金鱼草SQUA基因的表型相似。无独有偶，MC基因在番茄萼片、花瓣以及心皮中表达的表达模式也与金鱼草SQUA基因相似。由此可推测API、SQUA、MC三者应为同源基因[30]。最初MC基因是从番茄果实成熟突变体rin中克隆得到。rin突变体除了果实成熟后不会变红的表型外还具有大萼片以及非特异性花序。由于RIN与MC基因串联位于同一染色体上，而rin突变体的表型是因为两个基因的部分缺失导致，由此推测mc突变体除了具有大萼片以外，应该还有非特异性花序的表型。长期以来，对于MC基因的研究一直都集中于其对萼片以及花器官的发育形成的影响上，最近，研究者们开始关注MC基因对花序形态建成的影响。Fernando等[31]通过对新突变体mc-vin的研究，对MC基因对花序生长的影响进行了阐释。该突变体的花序在长出两到三朵花之后会恢复营养生长长出叶片，同时所形成的的花的花萼也会转变为叶片状结构，花柄离区与野生型相比发育也不完全。通过原位杂交分析基因表达量发现，突变体中MC基因在IM（花序分生组织）、FM（花分生组织）以及花芽恢复成的营养分生组织中均没有表达，MC的表达几乎完全抑制，表明MC基因的功能应该与花序分生组织的维持有关。同时，通过对mc-vin：j和mc-vin：sft的双突变体的研究还发现，双突变体的表型也同样都是形成恢复营养生长的非特异性花序，并且花萼、花柄离区与开花时间与野生型相比也都发生了改变。对比双突变体以及mc-vin、j、sft三个单突变体之间的表型，推测MC、J、SFT 3者之间可能存在协同作用，共同控制番茄花序的形态建成。

2.2 B类基因 在番茄中，目前发现的B类基因有TAP3（又称SL）、TM6、TPI（又称SlGLO2）与SlGLO1四个基因。其中TPI为拟南芥B类基因PI的同源基因，TAP3则是拟南芥B类基因AP3的同源基因，TAP3与AP3一起同属于MADS-box家族里的AP3亚家族。由于基因功能的保守与进化，AP3家族又被分为euAP3家族与TM6家族，两个家族的基因大部分都很相似，唯一的区别则在于其C末端区域的不同。番茄的TAP3基因与拟南芥的AP3基因都属于euAP3家族，与番茄中的TM6属于TM6亚家族不同的是擬南芥却没有基因属于这个家族。作为花发育相关的同源基因，AP3家族的基因均与雄蕊发育有关，例如番茄TAP3基因主要与花瓣与雄蕊的发育相关，TM6基因则主要调控雄蕊的发育。在番茄中抑制TAP3的表达，会生成心皮状的雄蕊，突变体纯合子还会拥有萼片状的花瓣；抑制TM6的表达同样会生成心皮状的雄蕊，同时这种畸变的雄蕊还含有裸露的胚珠和柱头样的组织；而抑制TPI的表达则会使雄蕊更加趋向心皮化，与野生型相比，雄蕊之间没有合并在一起而是呈分开状，并与中央的雌蕊融合在一起形成一个雌蕊群，不过花瓣却没有任何变化。定量分析发现，TAP3在花瓣和雄蕊中表达量最高，而TM6在花瓣中表达量较少，在雄蕊和心皮中表达量较高，TPI也在花瓣与雄蕊中表达量较高。通过原位杂交分析发现，在花发育早期，TAP3主要在花瓣原基以及雄蕊原基中表达，TM6则在花瓣、雄蕊和心皮原基中都有表达；花发育中期，TAP3主要在维管束、雄蕊的绒毡层细胞以及花瓣侧缘表达，TM6则主要在胚珠的内侧珠被以及花瓣侧缘表达；花发育晚期，TM6的表达则集中于雄蕊和心皮上。其中TPI的表达时期与TAP3相似，也是主要集中于花瓣和雄蕊。通过检测突变体中3个基因的表达量，表明TAP3、TM6、TPI三者之间并没有协同作用，而这也与拟南芥不同，拟南芥中对于PI的表达来说AP3是必须的，但对于TPI的表达来说TAP3并非必不可少；而在tap3突变体中超表达TAP3和TM6又可使花瓣突变的表型有所恢复，由此可见TAP3与TM6之间虽然在花发育过程中所起的作用不同，但是仍有部分功能冗余。拟南芥中，AP3与PI会和AG与SEP3所形成的异源二聚体一起形成四聚体来触发雄蕊的发育。酵母杂交实验表明，这些基因在番茄中的同源基因之间同样存在相互作用，可见AP3家族中PI同源基因的蛋白互作区域是高度保守的[32]。研究者们还发现，这些基因的表达不仅存在特异性而且还受到环境因素的控制。在番茄（Solanum lycopersicum Mill）中，tap3突变体的表型还受到温度与激素的调控，当在低温下培养该突变体，部分化的形态会恢复到与野生型类似；而当对该突变体的幼苗施以赤霉酸，同样会使其表型恢复[33]。Florian[34]等发现，将番茄培养在连续高温下会使其花粉活力下降，同时使花药产生类似雌蕊的结构，并且TAP3、TM6和TPI在花药里的表达量也有所下调。

SlGLO1与金鱼草GLO基因、拟南芥PI基因同为同源基因，跟番茄中的其他B类基因一样主要在花瓣与雄蕊中表达。利用RNAi技术沉默SlGLO1基因会出现与TPI沉默植株相似的表型：雄蕊趋于心皮化并且互相分离，并与中央的雌蕊融为一体；花瓣仍然与野生型类似，没有受到影响。在SlGLO1与TPI的双沉默突变体中，雄蕊则完全变为心皮，花瓣完全变为萼片，而这些雄蕊仍与雌蕊融合在一起。这些结果表明SlGLO1与TPI之间存在功能冗余。在野生型植株中，敲除SlGLO1会使花瓣中TPI的表达下调，敲除TPI则会使花瓣中SlGLO1的表达下调，表明两者在花瓣中可能会互相激活表达[35]。同时，SlGLO1沉默植株还会出现花瓣变绿变小的表型，而且花粉粒发育不正常且不能萌发，使得植株变得雄性不育[36]。

2.3 C/D类基因 TAG1与TAGL1（又称ALQ）基因同属于番茄花发育的C类基因。TAG1位于番茄基因组的2号染色体上，编码一个由248个氨基酸组成、分子量28.7kD、等电点9.60的蛋白质。TAG1是拟南芥AG的同源基因，不过与其序列最同源的是烟草中的NAG1基因，两者的序列有高达90%的相似性。拟南芥中AG基因的主要功能是控制雄蕊、心皮的发育以及防止花分生组织的非特异性生长，在番茄中沉默TAG1同样会使雄蕊转变为花瓣状结构，而心皮则发育为一个花被状的嵌套花结构，该结构由于花分生组织异常增殖，使得胎盘组织不能发育，因此无法形成胚珠。而用35s启动子超表达TAG1则会出现沉默的互补表型：萼片转变为成熟的果皮状结构，花瓣则转变成一个不育的雄蕊，同时心皮的发育也出现异常[37-38]。表达模式分析指出，TAG1在开花时期表达量较高，到了果实发育早期的phaseII时期（果实细胞分化时期——这一时期里果实细胞开始分化，果实各组织开始形成）表达量则明显下降。而原位杂交分析表明，TAG1主要是在发育中的雄蕊与心皮及其原基中表达。研究还表明，TAG1会在番茄受精后表达，且能与TDR4以及TAGL2（TM29）进行互作，由此说明它可能还在种子的发育中起着重要作用[38]。TAGL1与TAG1、TAGL11同属于MADS-box家族中的AG亚家族，为拟南芥SHATTERPROOF（SHP）基因的同源基因，主要在果实成熟与果实膨大过程中发挥重要作用，并通过上述两个过程最终促进果实中种子的分散。有研究表明，TGAL1能通过调节瓣边缘细胞的形成来调节番茄果实的开裂，而拟南芥中SHP1和SHP2两个基因功能冗余地调节果荚断裂所必须的离层发育，不过在拟南芥shp1和shp2的突变体中表达TAGL1并不能完全完全恢复其表型，表明TAGL1的功能与SHP1/2仍然有所差别。TAGL1在番茄的开花时期表达量较高，主要在雄蕊以及心皮原基中表达，根、叶、幼苗以及种子中也有表达。在番茄中沉默TAGL1会使果实出现不完全成熟的表型，果实在成熟后仍为橘黄色，类胡萝卜素、番茄红素含量减少，叶绿素含量升高，果皮变薄，乙烯含量减少（通过下调ACS2基因的表达实现）。利用35s启动子超表达TAGL1则会使萼片变短、花瓣变红变厚，而果实却正常成熟。同时，异位表达TGAL1会导致萼片的扩张和萼片中番茄红素含量的升高，也表明TGAL1的功能与果实成熟相关[38-40]。酵母三杂交实验表明，RIN基因能作为桥梁使FUL1与TAGL1之间产生相互作用形成三聚体复合物；凝胶阻滞实验也表明，RIN、TAGL1、FUL1/2之间能形成复合物。由此推测，这些基因很可能是在番茄内形成一个RIN-TAGL1-RIN-FUL1/2四聚体来发挥作用。同时，研究表明，调节乙烯合成的ACS2基因是RIN基因的靶基因，在果实成熟期间，RIN会激活ACS2 的表达，使其表达上调，从而促进果实的成熟；而TAGL1沉默株系中乙烯含量减少正是由于ACS2表达下调所致，验证了RIN和TAGL1形成四聚体复合物发挥作用的结论[41]。

TAGL11虽属于AG亚家族，但主要在胚珠、种皮以及花发育的晚期表达，因此属于花发育的D类基因。它与拟南芥AGL11、矮牵牛FBP7/11有着很高的同源性，其中与AGL11的同源性高达81%。TAGL11与TAGL1一样在开花时期表达量较高，而且它与TAGL1有着相似的表达模式，表明两者之间可能存在功能冗余[38]。Nallatt等[42]在番茄培育种“Micro-Tom”中沉默TAGL11基因，会导致无籽番茄的产生，并且他们还发现种子的数量与发育程度与该基因的转录产物的积累量成正比，即TAGL11转录产物的积累水平降低会导致种子数量减少和发育不成熟。同时，沉默株系还表现出柱头缩短、胎座组织变薄、果实内的隔膜变厚、果皮层变厚的表型，一些沉默株系的果实还有着数量不等的腔室。但是TAGL11的沉默株系的花器官的发育、果实数量、果实成熟时间、成熟时果实的颜色和大小、果皮硬度都没有什么变化。基因检测发现，TAGL11在果实发育初期、花发育后期的胚珠的内层珠被以及发育种子的内种皮中表达量较高，表明该基因主要在种子与果实发育中发挥重要作用。种皮发育相关基因SlVPE1/2主要在种子发育初期和成熟初期大量表达，但在沉默TAGL11的转基因株系中，该基因的表达水平平均下调了5～15倍，说明TAGL11对种皮发育的影响是通过正调控SlVPE1/2基因的表达实现的。

2.4 E类基因 目前在番茄中发现的E类基因有TM5与TM29（又称TAGL2）。其中TM5为拟南芥SEP3（又称AGL9）的同源基因，与该基因有85%的同源性，并且与该基因的表达模式类似，也是在花瓣、雄蕊和雌蕊中表达。TM5主要是在这三轮花器官的分生组织区域内表达，同时也在它们的器官生成时期表达。用反义RNA沉默TM5会使得花器官的发育在早期与晚期都受到影响：花器官发育的早期，每轮花器官的数量会出现异常或者有额外的花器官出现形成复合花；花器官发育晚期主要是花器官的特异变化。转基因植株的花瓣表现出茎的质地，较野生型偏绿，且一直维持着绿色不会变黄，不会衰老和脱落，甚至到果实形成也不会脱落。雄蕊则变得更纤细，与野生型相比也偏绿，而且不会像野生型的雄蕊那样形成闭合的花药锥，而是呈分开状。同时转基因植株的花器官的表皮毛也比野生型多，而且雄蕊和心皮均不育。但转基因植株的每轮花器官都未实现完全的同源转变，即完全转变为另一轮花器官。这些表型说明TM5在番茄中控制着两个不相关的次级调节系统：一个调节系统中它发挥着早期花分生组织决定基因的功能，避免番茄形成复合花；另一个系统中它发挥着花器官决定基因的功能，使得花器官能正常发育[43]。

TM29属于MADS-box家族中的AGL9亚家族，与拟南芥的SEP1/2/3基因有很高的同源性，且與SEP1（也称AGL2）有着相似的表达模式。TM29在开花时期表达量较高，开花结束时表达量达到最大，然后减少，但后期在成熟种子中仍能检测到。在花序与营养分生组织中也能检测到该基因的表达。利用共抑制或反义RNA手段沉默TM29会使得番茄植株的内三轮花器官发生形态变化，花瓣与雄蕊较野生型来说偏绿，类似萼片结构，并且雄蕊与子房均不育，雄蕊不会产生花粉，以致后期会形成单性果实。而这可能是由于TM29的沉默对花粉母细胞产生了影响并阻止了花粉的形成所引起的。后期，这些单性果实上还会长出异位芽，而这些芽还会长出叶子和花并继续生成果实与异位芽。这表明TM29的沉默会使得花分生组织在恢复营养生长后还能继续分化出花分生组织，而这比sep1/2/3突变体仅仅只能使花分生组织恢复营养生长的表型更进一步，说明TM29调控着花分生组织特异性的维持。而研究发现，番茄作为一种光周期不敏感的植物，这种成花逆转的现象并没有受到光周期或赤霉素的影响。同时，作为番茄中的SEP类基因，在受精后仍能检测到TM29的表达，表明SEP类基因在番茄中可能还会影响果实和种子的发育[38、44]。

3 结论与展望

自20世纪80年代以来，随着ABC模型的建立，植物花发育的研究有了飞跃性的进展。围绕着A、B、C三类基因的研究使得更多的同源异形基因与突变体被发现和克隆出来；通过日趋成熟的分子生物学技术与生物信息学技术，这些基因的功能逐渐被认识、了解，也使得ABC模型扩展成为ABCDE模型甚至四因子模型。虽然围绕着经典ABC模型所展开的研究使人们对花器官的发育有了系统、深刻的认识，但是随着研究的深入，人们发现ABC模型并不能用来解释所有植物的花发育问题，而且花发育基因的功能也并不只局限于花器官的形态建成，它们对果实的成熟、种子的发育，甚至根、茎、叶的生长发育以及植物体的衰老、抗逆反应等都有着一定的影响。番茄作为果蔬类的代表植物，有着基因组小、生长周期短、遗传背景清楚、转基因体系成熟的研究优势。通过对番茄花器官发育的研究，能够更好地探明花发育基因在植物体生长发育过程特别是果实发育过程中所具有的重要作用，并为其他果蔬类作物的相关研究奠定基础，最终利用基因工程手段达到改良作物花发育过程的目的，从而更好地指导实际生产。尽管花发育的研究到目前为止已经取得了不小的进展，但大多仍停留在理论阶段，无法在实际作物种植中发挥作用。而且除了拟南芥、金鱼草等模式植物的花发育研究比较透彻外，其他植物特别是作物类植物的花发育研究仍然不够全面、深入。花发育调控网络的相关研究也仍局限于上游转录因子，对下游靶基因的分子调控机理及其与转录因子之间的相互作用的仍然知之甚少。对已知转录因子的功能认识也还不够全面、立体。不过随着分子技术、基因工程和生物信息学技术等新新技术的不断发展以及更多番茄突变体的创制与获得，研究者们有望获得更多的花器官发育基因以进一步深入研究番茄花发育的分子机制，从而逐步建立并完善番茄花器官发育调控网络。

参考文献

[1]Xu Zh H（许智宏）.Plant development and reproduction：advances and prospective[J].Acta Botanica Sinica（植物学报），1999，41（9）：909-920（in Chinese）.

[2]Coen E S，Meyerowitz E M.The war of the whorls：Genetic interactions controlling flower development[J].Nature，1991，353（6339）：3l-37.

[3]Weigel D，Meyerowitz E M.The ABCs of floral homeotic genes[J].Cell，1994，78（2）：203-209.

[4]Anofsk M F.Floral meristems to floral organs：Genes controlling early events in Arabidopsis flower development[J].Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology，1995，46：167-188.

[5]Chwarz-Sommer Z，Huijser P，Nacken W，et al.Genetic control of flower development by homeotic genes in Antirrhinum majus[J].Science，1990，250（4983）：931-936.

[6]Theissen G.Development of floral organ identity：stories from the MADS house[J].Current Opinion in Plant Biology，2001，4（1）：75-85.

[7]Keck E，Mcsteen P，Carpenter R，et a1.Separation of genetic functions controlling organ identity in flowers[J].The EMBO Journal，2003，22（5）：1058-1066.

[8]Bowman J L，Smyth D R，Meyerowitz E M.Genetic interactions among floral homeotic genes of Arabidopsis[J].Development，1991，112（1）：1-20.

[9]Alvarez J，Smyth D R.CRABS CLAW and SPATULA，two Arabidopsis genes that control carpel development in parallel with AGAMOUS[J].Development，1999，126（11）：2377-2386.

[10]Ngenent G C，Franken J，Busscher M，et a1.A novel class of MADS box genes is involved in ovule development in Petunin[J].Plant Cell，1995，7（10）；1569-1582.

[11]Colombo L，Franken J，Koetje E，el a1.The Petunia MADS box gene FBPll determines ovule identity[J].Plant Cell，1995，7（11）：l859-1868，

[12]Pinyopich A，Ditta G S，Savidge B，et al，Assessing the redundancy of MADS-box genes during carpel and ovule development[J].Nature，2003，424（6944）：85-88.

[13]Krizek B A，Meyerowitz E M.The Arabidopsis homeotic genes APETALA3 and PISTILLATA are sufficlent to proride the B class organ identity function[J].Development，1996，122（1）：11-22.

[14]Mizukami Y，Ma H.Ectopic expression of the floral homeotic gene AGAMOUS in transgenie Arabidopsis plants alters floral organ identity[J].Cell，1992，71（1）：119-131.

[15]Pelaz S，Ditta G S，Baumann E，et a1.B and C floral organ identity functions require SEPALLATA MADS-box genes[J].Nature，2000，405（6783）：200-203.

[16]Pelaz S，Gustafson-Brown C，Kohalmi S E，et a1.APETALA1 and SEPALLATA3 interact to promote flower development[J].Plant J，2001，26（4）：385-394.

[17]Ditta G，Pinyopich A，Robles P，et a1.The SEP4 gene of Arabidopsis thaliana functions in floral organ and meristem identitv[J].Current Biology，2004，14（21）：1935-1940.

[18]Honma T，Goto K.Complexes of MADS-box proteins are sufficient to convert leaves into floral organs[J].Nature，2001，409（6819）：525-529.

[19]Pelaz S，Tapia-Lopez R，Alvarez-Buylla E R，et a1.Conversion of leaves into petals in Arabidopsis[J].Current Biology，2001，11（3）：182-184.

[20]Becker A，Theissen G.The major clades of MADS-box genes and their role in the development and evolution of flowering plants[J].Mol Phylogenet Evol，2003，29：464-489.

[21]Messenguy F，Dubois E.Role of MADS-box proteins and their cofactors in combinatorial control of gene expression and cell development [J].Gene，2003，316：1-21.

[22]湯青林，李念祖，宋明，等.芥菜开花调控因子SVP与FLC蛋白互作的结构域筛选与鉴定[J].园艺学报，2012，39（12）：2395-2403.

[23]Gramzow L，Theiβen G.Phylogenomics of MADS-box genes in plants-two opposing life styles in one gene family [J].Biology，2013，2：1150-1164.

[24]Honma T，Goto K.Complexes of MADS-box proteins are sufficient to convert leaves into floral organs[J].Nature，2001，409：525-529

[25]Favaro R，Pinyopich A，Battaglia R，et al.MADS-box protein complexes control carpel and ovule development in Arabidopsis[J].Plant Cell，2003，15（11）：2603-2611.

[26]Theissen G，Saedler H.Plant biology：Floral quartcts[J].Nature，2001，409（6819）：469-471.

[27]Melzer R，Theiβen G.Reconstitution of‘floral quartetsin vitro involving class B and class E floral homeotic proteins[J].Nucl Acids Res，2009，37（8）：2723-2736.

[28]Smaczniak C，Immink RG，Mui?o JM，et al.Characterization of MADS-domain transcription factor complexes in Arabidopsis flower development[J].Proc Natl Acad Sci USA，2012，109（5）：1560-1565.

[29]Heissen G，Saedler H.Plant biology：Floral quartcts[J].Nature，2001，409（6819）：469-471.

[30]Julia Vrebalov，Ruth White，Diana Medrano，et al.A MADS-Box Gene Necessary for Fruit Ripening at the Tomato Ripening-Inhibitor（Rin）Locus[J].Science，2002，296（12）：343-346.

[31]Fernando J.Yuste-Lisbona，Muriel Quinet，Antonia Fernández-Lozano，et al.Characterization of Vegetative inflorescence（mc-vin）mutant provides new insight into the role of MACROCALYX in regulating inflorescence development of tomato[J].Scientific Reports，2016：1-12.

[32]Gemma de Martino，Irvin Pan，et al.Functional Analyses of Two Tomato APETALA3 Genes Demonstrate Diversification in Their Roles in Regulating Floral Development[J].The Plant Cell，2006，18：1833-1845.

[33]Pedro Gomez，Manuel Jamilena，Juan Capel，et al.Stamenless，a tomato mutant with homeotic conversions in petals and stamens[J].Planta，1999，209：172-179.

[34]Florian Muller，Jiemeng Xu，Lieke Kristensen，et al.High-Temperature-Induced Defects in Tomato（Solanum lycopersicum）Anther and Pollen Development Are Associated with Reduced Expression of B-Class Floral Patterning Genes[J].PLoS ONE，2016：1-14.

[35]Koen Geuten，Vivian Irish.Hidden Variability of Floral Homeotic B Genes in Solanaceae Provides a Molecular Basis for the Evolution of Novel Functions[J].The Plant Cell，2010，22：2562-2578.

[36]Xuhu Guo，Zongli Hu，Wencheng Yin，et al.The tomato floral homeotic protein FBP1-like gene，SlGLO1，plays key roles in petal and stamen development[J].Scientific Reports，2016：1-13.

[37]Lilac Pnueli，Dana Hareven，et al.lsolation of the Tomato AGAMOUS Gene TAG7 and Analysis of Its Homeotic Role in Transgenic Plants[J].The Plant Cell，1994，6：163-173.

[38]Busi Maria Victoria，Bustamante Claudia，DAngelo Cecilia，et al.MADS-box genes expressed during tomato seed and fruit development[J].Plant Molecular Biology，2003，52：801-815.

[39]Julia Vrebalov，Irvin L.Pan，Antonio Javier Matas Arroyo，et al.Fleshy Fruit Expansion and Ripening Are Regulated by the Tomato SHATTERPROOF Gene TAGL1[J].The Plant Cell，2009，21：3041-3062.

[40]Estela Gimenez，Benito Pineda，Juan Capel，et al.Functional Analysis of the Arlequin Mutant Corroborates the Essential Role of the ARLEQUIN/TAGL1 Gene during Reproductive Development of Tomato[J].PLoS ONE，2010，5：1-16.

[41]Yasuhiro ITO.Regulation of Tomato Fruit Ripening by MADS-box Transcription Factors[J].JARQ，2016，50（1）：33-38.

[42]Nallatt Ocarez，Nilo Mejia.Suppression of the D-class MADS-box AGL11 gene triggers seedlessness in fleshy fruits[J].Plant Cell Rep，2016，35：239-254.

[43]Lilac Pnueli，Dana Hareven，Limor Broday，et al.The TM5 MADS Box Gene Mediates Organ Differentiation in the Three lnner Whorls of Tomato Flowers[J].The Plant Cell，1994，6：175-186.

[44]Charles Ampomah-Dwamena，Bret A.Morris，Paul Sutherland，et al.Down-Regulation of TM29，a Tomato SEPALLATA Homolog，Causes Parthenocarpic Fruit Development and Floral Reversion[J].Plant Physiology，2002，130：605-617. （責编：张宏民）