肾间质纤维化发病机制研究现状分析

李 钦，范 强，高 博，杨丽霞，程 涛

（1.甘肃省中医学校，甘肃 兰州 730050；2.甘肃中医药大学，甘肃 兰州 730000；3.甘肃省中医药研究院，甘肃 兰州 730050）

肾间质纤维化发病机制研究现状分析

李 钦1，范 强2，高 博1，杨丽霞3*，程 涛3

（1.甘肃省中医学校，甘肃 兰州 730050；2.甘肃中医药大学，甘肃 兰州 730000；3.甘肃省中医药研究院，甘肃 兰州 730050）

肾间质纤维化（RIF）是指由多原因引起的细胞外基质（ECM）成分在肾间质内过度沉积和肾间质成纤维细胞的增生。目前，大量的实验动物模型研究显示，肾间质纤维化在肾脏疾病转归中起着主导作用，其病变程度与慢性肾脏病的进展关系密切。明确肾间质纤维化的病理机制，为临床开发出有效的抗肾间质纤维化药品已成为研究热点。拟对肾间质纤维化病理机制的研究进展做一综述，旨在为临床工作提供参考。

肾间质纤维化；肾小管上皮细胞转分化；发病机制

肾间质纤维化（RIF）是各种慢性肾脏病进展到终末期的共同结果。RIF程度与肾功能损害程度关系密切。近几年，随着高血压、糖尿病患病率的增高，由此引发的糖尿病肾病、高血压肾病也呈上升趋势，肾间质纤维化的发病人数也随之增大。因此，有关肾间质纤维化的研究已成为慢性病的研究热点，并已取得了比较显著的研究成绩。各种病理因素引起肾脏功能损伤后，长期存在的慢性炎症反应将启动纤维化过程，激活肾小管间质细胞，随之多种纤维化相关细胞因子表达显著增强，导致细胞外基质（ECM）大量沉积，继而出现瘢痕组织取代正常肾组织的现象，最终发展至肾衰竭。由于肾间质纤维化发病机制复杂，截至目前，尚未研发出治疗肾间质纤维化的有效药物。因此，更好地了解肾间质纤维化的发病机制，积极探索有效的治疗方法，对于将来RIF的防治具有重要意义。

1 肾间质纤维化的病理因素

肾间质纤维化发病复杂，常见的病理因素概括起来主要有：炎症（各种感染、肾小球肾炎、间质性肾炎）、各种病理损伤（血管损伤、梗阻、放射性损伤）、药物刺激、糖尿病、高血压和遗传因素等[1]。

肾小球的各种疾病可经过多种病理途径导致肾小管间质的病理性破坏，使得肾小球的通透性遭到损害，导致一些有毒、有害病理物质侵入到肾小管的管腔内部，对管腔造成浸润性损伤。此外，当肾小球处于病理状态下，其血液动力学也发生了不同程度的改变，引起的肾小球内压增高直接损害肾单位；反过来，当血流减少，肾小球处于低灌注状态，球后血流也随之减少，最终导致肾小管间质的缺血性损伤。肾小球在一些免疫疾病状态下时，免疫反应损害会造成免疫耐受消失，使得病理因素直接侵入肾小管造成间质损害。免疫炎症介质能够从肾小球向肾小管的管腔渗入或进入间质，进而造成肾小管或间质的损害。肾小球及肾小管的损坏能够引起肾单位的丧失，最终导致健存肾单位对物质代谢发生了改变，同样造成肾小管间质的病理性破坏。此外，一些持续性存在的疾病损伤，如糖尿病、高血压所产生的炎症-瘢痕不良循环反应，造成原始肾小球损伤，致使肾功能在一定程度上丧失[1]。各种原因造成的缺血、缺氧也在肾小管间质纤维化改变中发挥着显著作用。Bohel等观察到小管间质化区域通常丧失小管周围毛细血管，用氨基肽酶P作为有血供毛细血管的特异性标志物证实了这一观察结果[2]。在体外，缺血能够激活间质成纤维细胞的大量增殖而引起细胞外基质的大量生成[3]。

2 肾小管上皮细胞转分化与肾间质纤维化

目前，肾小管上皮细胞转分化（TEMT）被认为是肾间质纤维化过程中导致ECM大量堆积的主要病理机制。

2.1 转分化的定义

转分化是机体的一种比较特定的生理病理过程，正常情况下，成人的肝脏、乳腺和甲状腺等器官中也存在转分化，从定义上来说，转分化指的是分化成熟的器官组织细胞上原有的表型特征丢失，细胞从形态上转变为其他类型的细胞[4]，也叫细胞表型转化。在成人肾脏组织中，除了集合管，绝大部分的肾小管发育源自间充质向上皮细胞转分化，也就是后肾间充质，因此，肾小管上皮细胞转分化将可能是肾小管上皮细胞转化为起源于胚胎期的间充质表型的胚胎发育逆过程[5]。上皮细胞和间充质细胞具有不同的细胞特性，上皮细胞的组织表型属于早期胚胎发育和原始脊索动物门成体的组织特性，而间充质细胞能够在ECM中浸润迁移，因此它具有上皮细胞没有的细胞特征。

2.2 肾小管上皮细胞转分化的病理机制

异常的肾小管上皮细胞转分化是形成肾间质纤维化的主要途径。Strutz等研究表明[6]，如果用抗成纤维细胞特异蛋白（FSP）抗体作为探针对不同状态下的肾脏成纤维细胞进行探测，结果发现，肾间质中成纤维细胞数量发生了巨大改变，大量的成纤维细胞出现在抗肾小管基底膜病（TBM）小鼠动物模型的肾间质中，而在正常小鼠肾脏间质中FSP-1阳性细胞比较少。这项研究结果说明，肾脏处于这种炎症状态时，一部分肾小管细胞发生了转化，变成了FSP-1阳性细胞，给我们的提示是：可能存在上皮细胞表型转化。在细胞实验中，当体外培养的小鼠肾小管上皮细胞转分化为间充质细胞时，也有大量的FSP-1阳性表达，细胞表型特征发生了改变，显微镜下观察发现，细胞形态发生了转变，细胞由原有的正方形转变为纤维状，检测后发现细胞的波形纤维蛋白（vimentin）表达显著升高，角蛋白的表达却有所下降[7]。Lan等研究发现，在5/6肾切除动物模型制备后3周的时间，能够在肾小管上皮细胞检测到新出现的α-SMA（α-平滑肌肌动蛋白），研究结果为肾小管上皮细胞转分化的理论提供了表型转化和形态学方面的科学依据[8]。

目前，有关肾小管上皮细胞转分化的病理改变主要有以下几个方面：细胞极性改变：上皮细胞的高尔基体在细胞的顶端，细胞具有端-基极性（apical-basal polarity），在底部有ECM分子，一般是板层素和胶原分子，能够使上皮细胞固定在基底膜上，细胞的稳定性比较好，但是在上皮细胞向成纤维细胞转化后，细胞的极性消失了；细胞间紧密连接消失：正常情况下，肾小管上皮细胞之间相互紧密地连接在一起，形成一个整体，当经过一些致病因素诱导后，如TGF-β1，基底膜发生了断裂，细胞之间的紧密连接也就随之消失；α-SMA的阳性表达：肾脏损伤后，成纤维细胞被激活，细胞快速增殖且外观形态发生改变，转变为肌成纤维细胞，这种细胞在结构特征上与平滑肌细胞接近，α-SMA阳性表达，α-SMA在静止状态的成纤维细胞中表达为阴性；波形纤维蛋白阳性表达：TEMT时细胞骨架重新组合，细胞间纤维蛋白消失，出现了波形纤维蛋白（Vimentin）的阳性表达，该蛋白的出现决定了成纤维细胞形态和细胞移动能力[9]。

2.3 TGF-β1信号转导与肾小管上皮细胞转分化

近年来，随着科研人员对肾间质纤维化的不断深入探索，发现信号通路TGF-β1/Smad途径与肾间质纤维化紧密相关。

TGF-β属于TGF超家族，主要有三大类成员，即TGF-β、骨桥蛋白、激活素。TGF-β存在5种异构体，其中TGF-β1、TGF-β2、TGF-β3主要在哺乳动物中存在比较多，含量最丰富的是TGF-β1。一般情况下，TGF-β1在组织中没有活性，一些刺激因素，如血栓素、AngⅡ、氧化等能够活化肾组织TGF-β1。激活的TGF-β1分子几乎存在于所有细胞里面，很多细胞表面都存在TGF-β受体，TGF-β受体一般有3种：Ⅰ型、Ⅱ型、Ⅲ型受体，绝大多数在肾脏和肝脏。Ⅰ型受体不能单独与配体结合，只有在Ⅱ型受体存在的情况下，才可与配体相结合[10]。Ⅱ型受体可单独与TGF-β结合，一般情况下，Ⅱ型受体决定细胞的生长与增殖。纤维化时，与ECM的合成和沉积关系密切的是TGF-β的Ⅰ型受体，Ⅱ型受体可与TGF-β1和TGF-β3结合，但与TGF-β2不结合。Ⅲ型受体有两个亚型：betaglycan和endoglin，Ⅲ型受体可结合3种TGF-β异构体。研究表明，TGF-β主要通过Smad蛋白进行信号转导来激活目的基因。Smad分为受体调节型、共同通道型、抑制型三类。受体调节型（R-Smad）主要有Smad2、Smad3；共同通道型（CO-Smad）主要指Smad4；抑制型（I-Smad）有Smad6、Smad7。R-Smad磷酸化后，在信号转导时诱导受体复合物和SARA（Smad Anchor for Receptor Activation）释放出一种蛋白质，它能够携带Smad到细胞核，调控目的基因的表达。一般情况下，I-Smad能够抵消R-Smad的作用，对抗TGF-β的信号转导[10]。

TGF-β信号转导途径如下：TGF-β受体与配体相结合，诱导TGF-βⅠ型受体、TGF-βⅡ型受体形成异聚体，TGF-βⅠ型受体被TGF-βⅡ型受体磷酸化，激活TGF-βⅠ型受体激酶。接着Smad2和Smad3被TGF-βⅠ型受体磷酸化激活，TGF-β抑制炎症反应的作用主要依赖Smad3信号途径，而引起ECM堆积主要依赖Smad2通路。磷酸化后的Smad3或Smad2与Smad4结合形成异聚体，并移位至细胞核中发挥转录因子的作用。TGF-β调节靶基因表达的作用除了由Smad介导外，还有可能通过与其他通路以及其他通路之间的相互作用共同来调控靶基因的表达，与TGF-β1相关的其他信号转导途径主要有MAPK、Akt/蛋白激酶B（PKB）、RhoA和β-连接素[11-15]，这些途径都可被TGF-β1激活而引起肾小管上皮细胞转分化。

3 肾间质纤维化相关分子

早期肾间质纤维化可完全逆转，肾功能受损程度与肾间质纤维化程度密切相关。近年来有关肾间质纤维化的研究已经集中在分子学基础，截至目前已发现多种肾间质纤维化相关促进分子和抑制分子。

3.1 促纤维化分子

已经发现的促纤维化分子主要有以下几种：（1）转化生长因子β（TGF-β）：TGF-β是截至目前科研人员研究后发现的作用最强的肾间质纤维化促进分子，一般由肾脏固有细胞或白细胞浸润后产生，研究最多的是TGF-β1，它被激活后才能发挥促纤维化的作用，关于其激活机制尚未阐明。TGF-β表达上调是肾间质纤维化的一个主要特征[16-17]。（2）结缔组织生长因子（CTGF）：CTGF是TGF-β信号通路的一个下游因子，主要调节TGF-β的活性，它能够促进成纤维细胞大量增生以及基质蛋白质合成。当机体组织损伤严重时，CTGF表达显著增强。研究发现，CTGF抗体能下调TGF-β对成纤维细胞和肾小球系膜细胞的刺激而减少细胞外基质的产生[18]。（3）血小板源性生长因子（PDGF）：PDGF能够使成纤维细胞形态发生转变，变成肌成纤维细胞，肌成纤维细胞的纤维化功能比肾脏原有的成纤维细胞更强，活性更强，它能促进Ⅰ、Ⅲ胶原等细胞外基质成分的大量合成。在纤维化实验中，PDGF表达显著增强[19-21]。（4）血小板源性内皮细胞生长因子（PD-ECGF）：PD-ECGF能够促进早期肾间质纤维化新毛细血管生成，新生毛细血管能够促进炎症反应、组织损伤及纤维化，但随着肾间质纤维化的进行性发展，新生毛细血管也逐渐消失[22]。（5）组织基质金属蛋白酶抑制物（TIMPs）：在单侧输尿管梗阻动物模型中，有TIMP-1的大量表达[23-29]。TIMP-1能够抑制基质金属蛋白酶的作用。（6）血管紧张素Ⅱ（AngⅡ）：有研究表明，在单侧输尿管梗阻大鼠模型中，鼠AngⅡ遗传缺陷的肾间质纤维化与正常大鼠相比，程度较轻[30]，说明AngⅡ具有促进肾间质纤维化的作用[31]。（7）内皮素-1（ET-1）：由肾脏产生的ET-1引发的血管收缩可导致局部组织发生缺血性坏死。此外，ET-1能够引起TGF-β超表达，直接促进肾间质纤维化进程[32]。（8）纤溶酶原激活物抑制物（PAI-1）：PAI-1对肾小球膜内基质具有调节作用，利用单克隆抗体阻断PAI-1活性后基质明显减少[33]。（9）单核细胞趋化因子蛋白-1（MCP-1）：MCP-1是一种单核细胞特异性趋化因子，它的增加能够促进单核细胞浸润，单核细胞活化后能够促进细胞因子、炎性介质大量产生而破坏肾脏组织结构，加速肾小管间质纤维化的进展，因此MCP-1含量与肾间质纤维化程度关系密切[34]。

3.2 抑纤维化分子

抑纤维化分子主要有以下几种：（1）基质金属蛋白酶（MMPS）：MMPS常以酶原形式存在，其激活机制不清，具有降解基质蛋白沉积的作用[35-36]。（2）骨形成蛋白-7（BMP-7）：BMP-7通过拮抗TGF-β1发挥抑制纤维化的作用[37]，用重组BMP-7（rhBMP-7）能够促进鼠早期急性肾损伤的恢复和组织修复[38]，在慢性肾损伤中也有类似作用[39]。（3）肝细胞生长因子（HGF）：HGF是强抗纤维化因子，能够通过抑制肾素-血管紧张素系统治疗肾间质纤维化[40]。（4）γ-干扰素（IFN-γ）：IFN-γ能够拮抗肌成纤维细胞的活性，抑制胶原基因表达，减少肾间质胶原合成[40]。（5）松弛素（relaxin）：生物活性比较广泛，可以抑制巨噬细胞的组织浸润，减少TGF-β在组织细胞的大量表达。

综上所述，肾间质纤维化发病机制复杂，相关纤维化分子较多，要想阐明其发病机制还需要广大科研工作者长期不懈的努力。

[1]王伟铭.肾间质纤维化的机制研究进展[J].国外医学：内科学分册，2000（11）：491-494.

[2]Matsui K，Nagy-Bojarsky K，Laakkonen P，et al.Lymphatic microvessels in the rat remnant kidneymodel of renal fibrosis：aminopeptidedase pand podoplanin are discriminatory markers for endothelial cells of blood and lymphatic vessels[J].J Am Soc Nephrol，2003（14）：1981-1989.

[3]张翥，苏克亮，黄颂敏，等.肾小管纤维化的发生机理[J].国外医学：泌尿系统分册，2005（3）：419-423.

[4]Yang J，Liu Y.Dissection of key events in tubular epithelial to myofibroblast transition and its implications in renal interstitial fibrosis[J].Am J Pathol，2001（159）：1465-1475.

[5]Ikenouchi J，Matsuda M，Furuse M，et al.Regulation of tight junctionsduring the epithelium-mesenchyme transition：direct repression of thegene expression of claudins/occludin by Snail[J].J Cell Sci，2003（116）：1959-1967.

[6]Strutz F，Okada H，Cecilia WL，et al.Identification and characterization of a fibroblast marker[J].J Cell，1995（20）：393-405.

[7]Ng YY，Huang TP，Yang WC，et al.Tubular epithelial-myofibroblast transdifferentiation in progressive tubularinterstitial fibosis in 5/6 nephrectiomize rats[J].Kindey Int，1998（54）：864-876.

[8]Hay ED，Znk A.Transformations between epithelium and mesenchyme：normal pathological and experimentally induced[J].Am J Kidney Dis，1995（26）：678-690.

[9]Liliana Attisano.Signal transduction by the TGF-beta superfamily[J]. Science，2002（296）：1646-1647.

[10]Li JH，Zhu HJ.Smad7 inhabits fibrotic effect of TGF-on renal tubular epithelial cells by blocking smad2 activation[J].J AM Soc Nephrol，2002，13（6）：1464-1472.

[11]PessahM，Prunier C.C-jun interactswith the corepressor TG-interacting factor（TGIF）to suppress smad2 transcriptional activity[J].Pronc Natl A－cad Sci USA，2001，98（11）：6198-6293.

[12]Kretzschmar M，Doody J.A mechanism of TGF-beta/smad signaling by oncogenic ras[J].Geno Dev，1999，13（7）：804-816.

[13]Tabibzadehs.Homeostasis of extracellular matrix by TGF-beta and lefty[J].Front Biosci，2002（7）：1231-1246.

[14]Dai C，Yang J，Liu Y.Transforming growth factor potentiates renal tubular epithelial cell death by a mechanism independent of Smad signaling[J].J Biol Chem，2003（14）：12537-12545.

[15]Eddy AA.Molecular basis renal fibrosis[J].Pediatr Nephrol，2000（15）：290-301.

[16]Wang W，Koka V，Lan HY.Transforming growth factor and Smad signalling in kidney diseases[J].Nephrology，2005，10（1）：48-56.

[17]Wahab NA，Yevdokimova N，Weston BS，et al.Role oconnective tissue growth factor in the pathogenesis odiabetic nephropathy[J].Biochem J，2001（359）：77-87.

[18]Borkham Kamphorst Erawan，Herrmann Jens，Stoll Doris，et al.Domi-nant-negative soluble PDGF-beta receptor inhibitshepatic stellate cell activation and attenuates liver fibrosis[J].J Laboratory Investigation，2004，84（6）：766-777.

[19]Basciani Sabrina，Mariani Stefania，Arizzi Mario，et al.Expression of platelet-derived growth factor（PDGF）in the epididymis and analysis of the epididymal development in PDGF-A，PDGF-B and PDGF receptor beta deficient mice[J].J Biology of Reproduction，2004，70（1）：168-177.

[20]Ghosh Siddhartha S，GehrTodd WB，Ghosh Shobha，et al.PPARγligand attenuates PDGF-induced mesangial cell proliferation：Role of MAP kinase[J].Kidney International，2003，64（1）：52-63.

[21]Ruizortega M，Bustos C，Plaza JJ，et al.Overexpressioof extracellular matrix proteins in renal tubulointestiticells by platelet-activating-factor stimulation[J].Nephr Dial Transplant，1998，13（4）：886-892.

[22]Johnson TS，Haylor JL，Thomas GL，et al.Matrix metalloproteinases and their inhibitions in experimental renal scarring[J].Exp Nephrol，2002，10（3）：182-195.

[23]Nakamura T，Ushiyama C，Suzuki S，et al.Elevation of serum levels of metalloproteinase-1，tissue inhibitor of metalloproteinase-1 and typeⅣcollagen，and plasma levels of metalloproteinase-9 in polycystic kidney disease[J].Am J Nephrol，2000，20（1）：32-36.

[24]Kim H，Oda T，Lopez-Guisa J，et al.TIMP-1 deficiency does not attenuate interstitial fibrosis in obstructive nephropathy[J].J Am Soc Nephrol，2001，12（4）：736-748.

[25]Li JH，Zhu HJ，Huang XR，et al.Smad7 inhibits fibrotic effect of TGF-Beta on renal tubular epithelial cells by blocking Smad2 activation [J].J Am Soc Nephrol，2002，13（6）：1464-1472.

[26]Behrens P，Rothe M，Florin A，et al.Invasive properties of serous human epithelial ovarian tumors are related to Ets-1，MMP-1 and MMP-9 expression[J].Int J Mol Med，2001，8（2）：149-154.

[27]Nishikava A，Iwasaki M，Akutagawa N，et al.Expression of various matrix proteases and Ets family transcriptional factors in ovarian cancer cell lines：correlation to invasive potential[J].Gynecol Oncol，2000，79（2）：256-263.

[28]Zeisberg M，Bottiglio C，Kumar N，et al.Bone morphogenic protein-7 inhibits progression of chronic renal fibrosis associated with two genetic mouse models[J].Am J Physiol Renal Physiol，2003，285（6）：1060-1067.

[29]Fern RJ，Yesko CM，Thornhill BA，et al.Reduce angiotensinogen expression attenuates renal interstitial fibrosis obstructive nephropathy in mice[J].J Clin Invest，1999（103）：43-46.

[30]RuizOrtega M，Egido J.AngiotensinⅡmodulates cegrowth-relatedevents and synthesis of matrix proteins irenal interstitial fi broblasts[J]. Kidney Int，1997（52）：1497-1510.

[31]Hocher B，Thone-Reineke C，Rohmeiss P，et al.Endothelin-1 transgenic mice develop glomeruloscle-rosis，interstitial fibrosis，and renal cysts but not hypertension[J].J Clin Invest，1997（99）：1380-1389.

[32]Oda T，Jung YO，Kim HS，et al.PAI-1 deficiency attenuates the fibrogenic response to ureteral obstruction[J].Kidney Int，2001，60（2）：587-596.

[33]Kondo S，Kagami S，Kido H，et al.Role of mast cetryptase in renal interstitial fibrosis[J].J AM Soc Nephrol，2001，12（8）：1668-1976.

[34]Mujumdar VS，Smiley LM，Tyagi SC.Activation of matrixmetalloproteinase dilates and decreases cardiac tensile strength[J].Int J Cardiol，2001，79（2）：277-286.

[35]Martin J，Eynstone L，Davies M，et al.Induction ofmetalloproteinases by glomerularm esangial cells stimulated by proteins of the extracellular matrix[J].J Am Soc Nephrol，2001，12（1）：88-96.

[36]Wang SN，Lapage J，Hirschberg R.Loss of tubularbonemorphogenetic protein-7 in diabetic nephropathy [J].J Am SOC Nephrol，2001，12（11）：2392-2399.

[37]Hruska K，Guo GJ，WozniakM，et al.Osteogenic protein-1 pre-vents renal fibrogenesis associated with ureteral obstruction[J].Am J Physiol，2000，279（1）：130-134.

[38]Zeisberg M，Bottiglio C，KumarN，et al.Bone morphogenic protein-7 inhibits progression of chronic renal fibrosis associated with two geneticmouse models[J].Am J Physiol Renal Physiol，2003，285（6）：1060-1067.

[39]Yang J，Dai C，Liu Y.Hepatocyte growth factorgene therapy and angiotensin II blockade synergistically attenuate renal interstitial fibrosis in mice[J].J Am Soc Nephrol，2002，13（10）：2464-2477.

[40]Guo G，Morrissoy J，Mccraken R，et al.Role of TNFR1 and TNFR2 receptors in tubulointerstitial fibrosis of obstructive nephropathy[J].AM J Physiol，1999（277）：766-772.

（*通讯作者：杨丽霞）

R193

B

1671-1246（2017）04-0155-04

国家自然科学基金（81560764）；甘肃省中医药管理局项目（GZK-2016-70、GZK-2015-32）