组胺对星形胶质细胞Egr-1表达的调节作用*

乔　圆，　廖　雁，　南　方，　梁月琴，　范彦英

(山西医科大学基础医学院药理教研室， 山西 太原 030001)



组胺对星形胶质细胞Egr-1表达的调节作用*

乔圆，廖雁，南方，梁月琴，范彦英△

(山西医科大学基础医学院药理教研室， 山西 太原 030001)

目的： 探讨组胺对星形胶质细胞早期反应生长因子-1(Egr-1)表达是否具有调节作用。方法: 将野生型(WT)和组氨酸脱羧酶敲除(HDC-KO)小鼠及组胺处理的HDC-KO小鼠取脑，并提取皮层组织总RNA。将原代培养的大鼠皮层星形胶质细胞分别给予不同浓度的组胺(10-8、10-7、10-6、10-5或10-4mol/L)处理15、30、60、120或240 min。组胺H1、H2受体拮抗剂分别于组胺给药前15 min加入。组胺处理完毕后，提取细胞总RNA或蛋白。利用real-time PCR和Western blot 测定Egr-1的表达。结果: 与WT小鼠相比，HDC-KO小鼠大脑皮层Egr-1 的mRNA表达量显著降低，而外源性给予组胺则能促进其Egr-1的mRNA表达。在培养的星形胶质细胞上，组胺可促进Egr-1的mRNA表达，其中10-5mol/L的组胺作用最强，而组胺(10-5mol/L)处理30 min时Egr-1 的mRNA表达量达到峰值，相应的Egr-1蛋白表达于60 min时显著增高，该作用可被组胺H1受体拮抗剂而非H2受体拮抗剂显著抑制。结论: 组胺对大脑皮层组织及培养的星形胶质细胞Egr-1表达具有上调作用，该作用与激动组胺H1受体有关。

组胺； 早期反应生长因子-1； 星形胶质细胞

早期反应生长因子-1(early growth response factor-1，Egr-1)，也称为NGFI-A、zif268、krox24或Tis8，是一种重要的核转录因子[1]，其在皮层、海马、纹状体、丘脑等不同脑区均有较高水平的表达[2-3]。很多刺激因素，如脑缺血[4]、缺氧[5]、辐射[6]等均可诱导Egr-1在脑内迅速而短暂地高表达。Egr-1参与了中枢神经系统的许多生理病理调节过程，如突触可塑性[7]、神经干细胞的增殖分化[8]、神经炎症[9]等。大量研究发现，在星形胶质细胞中，Egr-1可调控多种细胞因子的表达，如胶质细胞源性神经营养因子(glial cell-derived neurotrophic factor，GDNF)、碱性成纤维细胞生长因子 (basic fibroblast growth factor，bFGF)、表皮生长因子(epidermal growth factor，EGF)、血小板衍生生长因子(platelet derived growth factor，PDGF)[10-12]等，进而促进细胞的增殖。另外，Beck等[13]还发现，Egr-1通过调节硫酸软骨素蛋白多糖基因的转录，参与了脑缺血后胶质瘢痕的形成。

中枢组胺是脑内一种重要的神经递质或调质，其可由组氨酸经由组氨酸脱羧酶脱羧而成[14]。脑内组胺主要分布于组胺能神经元和肥大细胞中，组胺能神经元的胞体位于下丘脑乳头结节核，该神经元在脑内有着广泛而弥散的投射[14]。组胺在脑内通过H1、H2和H3受体发挥多种神经调节作用，如参与觉醒、摄食、学习记忆、癫痫、疼痛及脑缺血等生理病理过程[15-21]。在星形胶质细胞上，也有组胺的相关受体表达[22]。但目前对于星形胶质细胞上组胺受体被激活的生理病理意义及其下游信号通路作用靶点的研究仍较少。最近Hao等[23]研究发现，组胺可促进人源性大动脉内皮细胞的Egr-1表达，但其能否调节脑内特别是星形胶质细胞内Egr-1的表达尚不清楚。由于Egr-1可调节星形胶质细胞中多种细胞因子GDNF、bFGF、EGF、PDGF等的表达[10-13]，如果组胺可调节星形胶质细胞内Egr-1的表达，这将有助于发现星形胶质细胞上组胺受体下游的新作用靶点。

为此，本研究利用组氨酸脱羧酶敲除(histidine decarboxylase knockout，HDC-KO)小鼠观察长期缺乏内源性组胺是否会影响脑内Egr-1 mRNA的表达水平。同时，利用原代培养的大鼠皮层星形胶质细胞探讨组胺对星形胶质细胞Egr-1 mRNA及蛋白表达的调节作用及受体机制。

材　料　和　方　法

1动物

雄性C57BL/6 野生型(wild type，WT)小鼠(北京维通利华公司提供)和组氨酸脱羧酶敲除小鼠(来自浙江大学陈忠教授研究组)[20]，体重22～25 g，周龄为8～10周。所有的动物实验均遵照国家实验动物饲养和使用指南，动物饲养在温度控制的环境(22±1 ℃)下，12 h明暗循环，自由饮食和饮水。取WT和HDC-KO小鼠各4只用于检测其大脑皮层Egr-1的mRNA表达量。另取HDC-KO小鼠6只随机分为实验组和对照组。实验组侧脑室注射组胺5 μg(2 μL)，对照组则给予人工脑脊液2 μL，60 min后，取其大脑皮层用于检测Egr-1的mRNA表达量。

2原代大鼠皮层星形胶质细胞培养及药物处理

参照文献报道[24]，将新生24 h内的SD大鼠(SPF级)用75%乙醇消毒断头，取出大脑并迅速置于冰冷的解剖液中，剥去软脑膜和血管，分离出大脑皮层组织，剪碎后用0.25%胰酶在37 ℃下消化15 min。然后加入适量含10%胎牛血清的DMEM高糖培养液，洗涤1～2次，用吸管吹打成细胞悬液，接种到经0.1%多聚赖氨酸包被的细胞培养瓶内，在37 ℃、5% CO2条件下培养，每3～4 d半量换液1次。培养10～12 d后，待培养瓶中细胞铺满瓶底时, 将培养瓶置于37 ℃恒温摇床上，以260 r/min的速度振摇过夜，以去除混杂的神经元细胞和小胶质细胞。随后进行传代培养，按1×108cells/L密度将细胞接种至培养瓶或培养板中，2～3 d后待细胞铺满瓶底时，换液为无血清培养基培养16 h。加入不同浓度的组胺(10-8、10-7、10-6、10-5或10-4mol/L)分别处理15、30、60、120或240 min。H1受体拮抗剂吡拉明(Pyrilamine,Pyri)和苯海拉明(diphenhydramine,Diphen)及H2受体拮抗剂西咪替丁(cimetidine,Cime)和左拉替丁(zolatidine,Zola)在组胺给药前15 min加入(所有拮抗剂浓度均为10-5mol/L)。

3小鼠脑微血管内皮细胞株bEnd.3的培养及药物处理

bEnd.3 细胞株购自于ATCC，在37 ℃、5% CO2条件下，用含10%胎牛血清的DMEM高糖培养液将细胞培养至铺满瓶底后用含0.25%胰蛋白酶、0.03% EDTA的消化液消化细胞并按5×107cells/L接种至培养瓶中，2～3 d后待细胞铺满瓶底时，换液为无血清培养基培养16 h，随后加入组胺(10-5mol/L)分别处理15、30、60 min。

4实验方法

4.1Real-time PCR检测Egr-1的mRNA表达量利用TRIzol法提取WT和HDC-KO小鼠大脑皮层组织以及细胞总RNA，取2 μL 利用NanoDrop ND-1000 spectrophotometer测定RNA浓度，及260/280吸光度(A)比值，校正各管样本总RNA终浓度为200 mg/L。以Oligo dT为引物，按照TaKaRa逆转录试剂盒说明书要求先将mRNA逆转录为cDNA。反应条件为37 ℃ 15 min，85 ℃ 5 s。以2 μL cDNA为模板，在20 μL real-time PCR体系下，选用 ABI 7500 real-time PCR 仪进行DNA扩增。反应条件为:95 ℃ 1 min;95 ℃ 15 s,63 ℃ 45 s，共40个循环。以GAPDH作为内参照。Egr-1的上游引物为5’-CGAACAACCCTACGAGCACCTG-3’，下游引物为5’-CAGAGGAAGACGATGAAGCAGC-3’；GAPDH的上游引物为5’-GTCGGTGTGAACGGATT-TGG-3’，下游引物为5’-GCTCCTGGAAGATGGTGATGG-3’。

4.2Western blot 检测Egr-1蛋白的表达量RIPA裂解液加入蛋白酶抑制剂后提取细胞蛋白，以牛血清白蛋白为标准，采用BCA法对蛋白进行定量，用10% SDS-PAGE分离蛋白，并转印至NC膜，用5% BSA室温封闭90 min，加入Egr-1抗体(1∶300，Abcam)或GAPDH抗体(1∶10 000，Bioworld)4 ℃孵育过夜，次日，反复洗膜后加入IgG-HRP抗体室温轻摇孵育(1∶3 000，博士德)1 h，并用ECL化学发光法检测，结果用AlphaView SA软件分析。

4.3细胞免疫荧光染色取出长有星形胶质细胞的玻片，用 PBS漂洗，4oC甲醇固定，空气干燥。PBS漂洗后加入5%小牛血清白蛋白室温孵育2 h；加入兔抗胶质纤维酸性蛋白(glial fibrillary acidic protein,GFAP)抗体(1∶200，博士德)，4oC孵育过夜，用PBS漂洗3次后，加入羊抗兔IgG-Alexa 488 (1∶300，Invitrogen)室温反应2 h；用PBS清洗3次；抗荧光淬灭、含DAPI的封片剂封片，在荧光显微镜下观察、拍照，分析GFAP阳性细胞率。阴性对照操作完全平行，仅用5%小牛血清白蛋白代替I抗。

5统计学处理

采用SPSS 13.0软件分析。数据用均数±标准误(mean±SEM)表示。用单因素方差分析(one-way ANOVA)结合Bonferroni 法进行3组以上数据间差异的分析，用Student’st检验进行2组间数据差异分析。以P<0.05为差异有统计学意义。

结　　果

1组胺对小鼠大脑皮层 Egr-1 mRNA表达的影响

利用HDC-KO小鼠，观察在长期缺乏内源性组胺的条件下是否会影响小鼠脑内Egr-1 mRNA表达。Real-time PCR检测结果发现，HDC-KO小鼠大脑皮层Egr-1 的mRNA表达量比WT小鼠降低了28.5%±0.05%(P<0.05)。而在HDC-KO小鼠侧脑室注射组胺，则能显著促进Egr-1 mRNA的表达(P<0.01)，见图1。

Figure 1.The effect of histamine on the mRNA expression of Egr-1 in the cerebral cortex in mice. Mean±SEM.n=3～4.#P<0.05vsWT;**P<0.01vsHDC-KO.

图1组胺对小鼠大脑皮层Egr-1 mRNA表达的影响

2不同浓度组胺对星形胶质细胞Egr-1mRNA表达的影响

经免疫荧光染色鉴定，培养的胶质细胞GFAP阳性率达95%以上。10-7和10-6mol/L的组胺处理30 min后，星形胶质细胞Egr-1的mRNA表达即开始有增高的趋势，但差异无统计学显著性；而组胺在10-5和10-4mol/L浓度下Egr-1的mRNA表达进一步升高，与对照组相比差异有统计学显著性(P<0.01)。由于组胺在10-5mol/L浓度下，Egr-1 mRNA的表达即达到了最大值，因此选用该浓度进行后续实验，见图2。

3组胺作用不同时间对星形胶质细胞Egr-1 mRNA表达的影响

组胺在10-5mol/L浓度下，分别处理星形胶质细胞15、30、60 min，结果发现，组胺处理15 min时，Egr-1的mRNA表达即有上调趋势，但差异无统计学显著性；组胺处理30 min时，Egr-1的mRNA表达量达到峰值，为对照组的(3.10±0.42)倍(P<0.01)，而在组胺处理60 min后即迅速下降至基础表达量，见图3。用组胺(10-5mol/L)处理bEnd.3细胞60 min后，其Egr-1的mRNA表达量仍显著高于对照组(P<0.01)，见图4。

Figure 2.Identification of the cultured astrocytes (A), and different concentration of histamine-stimulated mRNA expression of Egr-1 (B). Mean±SEM.n=3.**P<0.01vscontrol group.

图2培养的星形胶质细胞的鉴定及不同浓度组胺对星形胶质细胞Egr-1 mRNA表达的影响

Figure 3.Time course of histamine (10-5mol/L) induction of Egr-1 mRNA expression in cultured astrocytes. Mean±SEM.n=3～4.**P<0.01vscontrol group.

图3组胺作用不同时间对星形胶质细胞Egr-1 mRNA表达的影响

4H1和H2受体在组胺调节星形胶质细胞Egr-1 mRNA表达中的作用

为了进一步探明组胺调节星形胶质细胞Egr-1 mRNA表达的受体机制，在组胺处理前15 min，分别加入H1受体拮抗剂吡拉明和苯海拉明及H2受体拮抗剂西咪替丁和左拉替丁，结果发现，2种H1受体拮抗剂均能显著抑制组胺对Egr-1 mRNA表达的上调作用(P<0.01)，而H2受体拮抗剂组与组胺处理组相比，Egr-1的mRNA表达差异无统计学显著性，见图5。

Figure 4.Histamine induction of Egr-1 mRNA expression in the bEnd.3 cells. Mean±SEM.n=3～4.**P<0.01vscontrol group.

图4组胺对bEnd.3细胞Egr-1 mRNA表达的促进作用

Figure 5.The role of histamine receptors in histamine-stimulated Egr-1 mRNA expression in cultured astrocytes. Mean±SEM.n=5～8.**P<0.01vscontrol group；##P<0.01vshistamine group.

图5组胺受体在组胺诱导的星形胶质细胞Egr-1 mRNA表达中的作用

5组胺及H1/H2受体对星形胶质细胞Egr-1蛋白表达的调节作用

在组胺处理星形胶质细胞60 min时，Egr-1蛋白表达显著上调，为对照组的(2.57±0.33)倍(P<0.01)，而在240 min时，Egr-1蛋白表达已降至基础水平。进一步，在组胺处理60 min的时点，观察组胺H1受体拮抗剂吡拉明或H2受体拮抗剂西咪替丁对组胺诱导的Egr-1蛋白表达的影响。结果发现H1受体拮抗剂吡拉明能显著抑制组胺诱导的Egr-1蛋白表达(P<0.01)，而H2受体拮抗剂并无明显作用，见图6。

Figure 6.The role of histamine and histamine receptors in Egr-1 protein expression in cultured astrocytes. Mean±SEM.n=3.**P<0.01vscontrol group；##P<0.01vshistamine group.

图6组胺及H1/H2受体对星形胶质细胞Egr-1蛋白表达的调节作用

讨　　论

2008年，Hao等[23]首次发现组胺通过H1受体对人源性大动脉内皮细胞的Egr-1表达具有上调作用，随后Beermann等[25]也报道了组胺可促进转染了H1或H4受体基因质粒的HEK293细胞Egr-1的表达。然而，组胺对脑内Egr-1的表达是否具有调节作用目前尚不清楚。我们的研究首次发现，长期缺乏组胺的HDC-KO小鼠，其脑内的Egr-1的mRNA表达明显下调，而外源性补充组胺可显著上调HDC-KO小鼠脑内Egr-1的mRNA表达。因此，组胺可能是脑内Egr-1 mRNA表达的重要调节因素之一。

组胺处理星形胶质细胞后，Egr-1的mRNA表达在15 min内已有上调趋势，30 min时，Egr-1的mRNA表达即可达峰值。这种作用虽起效迅速但维持时间较短，组胺处理60 min时，其mRNA表达已恢复至基础水平；Egr-1的蛋白表达则有相应的延迟，在组胺处理60 min时显著增高，240 min时已降至基础水平。而在bEnd.3细胞株上，组胺处理60 min时，Egr-1的mRNA表达仍显著上调，这与Hao等[23]的研究结果是一致的。以上结果提示，组胺对不同来源细胞的Egr-1表达的调节作用在时程变化特点上有所不同。与星形胶质细胞相比，组胺促进bEnd.3细胞株Egr-1的mRNA表达的持续时间更长。

为了探明组胺调节星形胶质细胞Egr-1表达的受体机制，我们利用药理学手段分别阻断组胺H1和H2受体，结果发现组胺H1受体拮抗剂能显著抑制组胺对Egr-1的mRNA及蛋白表达的上调作用，而组胺H2受体拮抗剂则无明显作用，提示组胺促进Egr-1表达与激动星形胶质细胞上的H1受体有关。这与Hao等[23]发现的组胺促进人源性大动脉内皮细胞的Egr-1表达的受体机制是一致的。Beermann等[25]在转染了H4受体基因质粒的HEK293细胞上发现，组胺可微弱地上调Egr-1 的mRNA表达，提示组胺H4受体也可能介导组胺对Egr-1表达的调节作用。然而，目前尚无研究证实星形胶质细胞是否表达H4受体，因此，相关受体机制仍有待进一步研究。

综上所述，本研究利用HDC-KO小鼠证明了组胺对脑内Egr-1表达具有上调作用，并且组胺作用与H1受体有关。由于Egr-1可调节下游众多蛋白的表达，该研究将有助于发现星形胶质细胞上组胺受体下游新的作用靶点。

[1]Yan SF, Fujita T, Lu J, et al. Egr-1, a master switch coordinating upregulation of divergent gene families underlying ischemic stress[J]. Nature Med, 2000, 6(12):1355-1361.

[2]Mack K, Day M, Milbrandt J, et al. Localization of the NGFI-A protein in the rat brain[J]. Brain Res Mol Brain Res, 1990, 8(2):177-180.

[3]Schlingensiepen KH, Lüno K, Brysch W. High basal expression of the zif/268 immediate early gene in cortical layers IV and VI, in CA1 and in the corpus striatum：aninsituhybridization study[J]. Neurosci Lett, 1991, 122(1):67-70.

[4]Tureyen K, Brooks N, Bowen K, et al. Transcription factor early growth response-1 induction mediates inflammatory gene expression and brain damage following transient focal ischemia[J]. J Neurochem, 2008, 105(4):1313-1324.

[5]Rybnikova EA, Khozhaǐ LI, Tiul’kova EI, et al. Early genes expression, structural neuron changes in hypobaric hypoxia and correcting effect of preconditioning[J]. Morfologiia, 2004, 125(2):10-15.

[6]Vollmann H, Wölfel S, Ohneseit P, et al. Differential expression of egr1 and activation of microglia following irradiation in the rat brain[J]. Strahlenther Onkol, 2007, 183(5):248-255.

[7]Knapska E, Kaczmarek L. A gene for neuronal plasticity in the mammalian brain: Zif268/Egr-1/NGFI-A/Krox-24/TIS8/ZENK[J]. Prog Neurobiol, 2004, 74(4):183-211.

[8]Alagappan D, Balan M, Jiang Y, et al. Egr-1 is a critical regulator of EGF-receptor-mediated expansion of subventricular zone neural stem cells and progenitors during recovery from hypoxia-hypoglycemia[J]. ASN Neuro, 2013, 5(3):183-193.

[9]Bonow RH, Aïd S, Zhang Y, et al. The brain expression of genes involved in inflammatory response, the ribosome, and learning and memory is altered by centrally injected lipopolysaccharide in mice[J]. Pharmacogenomics J, 2009, 9(2):116-126.

[10]Biesiada E, Razandi M, Levin ER. Egr-1 activates basic fibroblast growth factor transcription[J]. J Biol Chem, 1996, 271(31):18576-18581.

[11]Mayer SI, Rössler OG, Endo T, et al. Epidermal-growth-factor-induced proliferation of astrocytes requires Egr transcription factors[J]. J Cell Sci, 2009, 122(18):3340-3350.

[12]Kaufmann K, Thiel G. Epidermal growth factor and platelet-derived growth factor induce expression of Egr-1, a zinc finger transcription factor, in human malignant glioma cells[J]. J Neurol Sci, 2001, 189(1-2):83-91.

[13]Beck H, Semisch M, Culmsee C, et al. Egr-1 regulates expression of the glial scar component phosphacan in astrocytes after experimental stroke[J]. Am J Pathol, 2008, 173(1):77-92.

[14]Haas H, Panula P. The role of histamine and the tuberomamillary nucleus in the nervous system[J]. Nat Rev Neurosci, 2003, 4(2):121-130.

[15]Sundvik M, Kudo H, Toivonen P, et al. The histaminergic system regulates wakefulness and orexin/hypocretin neuron development via histamine receptor H1in zebrafish[J]. FASEB J, 2011, 25(12):4338-4347.

[16]Ishizuka T, Yamatodani A. Integrative role of the histaminergic system in feeding and taste perception[J]. Front Syst Neurosci, 2012, 6:44.

[17]Benetti F, da Silveira CK, da Silva WC, et al. Histamine reverses a memory deficit induced in rats by early postnatal maternal deprivation[J]. Neurobiol Learn Mem, 2012, 97(1):54-58.

[18]Bhowmik M, Khanam R, Vohora D. Histamine H3receptor antagonists in relation to epilepsy and neurodegeneration: a systemic consideration of recent progress and perspectives[J]. Br J Pharmacol, 2012, 167(7):1398-1414.

[19]Yu J, Fang Q, Lou GD, et al. Histamine modulation of acute nociception involves regulation of Nav 1.8 in primary afferent neurons in mice[J]. CNS Neurosci Ther, 2013, 19(9):649-658.

[20]Fan YY, Hu WW, Dai HB,et al. Activation of the central histaminergic system is involved in hypoxia-induced stroke tolerance in adult mice[J]. J Cereb Blood Flow Metab, 2011, 31(1):305-314.

[21] 范彦英，马云鹏，乔圆，等. 内源性组胺减轻小鼠前脑缺血再灌注后期脑损伤[J]. 中国病理生理杂志, 2014, 30(4):592-597.

[22]Hösli L, Hösli E, Schneider U, et al. Evidence for the existence of histamine H1- and H2-receptors on astrocytes of cultured rat central nervous system[J]. Neurosci Lett, 1984, 48(3):287-291.

[23]Hao F, Tan M, Xu X, et al. Histamine induces Egr-1 expression in human aortic endothelial cells via the H1 receptor-mediated protein kinase Cδ-dependent ERK activation pathway[J]. J Biol Chem, 2008, 283(40):26928-26936.

[24]潘彩飞，祝胜美. 异丙酚通过抑制p38激活下调氨处理的大鼠脑星形胶质细胞AQP4的表达并减轻细胞水肿[J]. 中国病理生理杂志, 2010, 26(1):96-100.

[25]Beermann S, Vauth M, Hein R. Distinct signalling pathways of murine histamine H1- and H4-receptors expressed at comparable levels in HEK293 cells[J]. PLoS One, 2014, 9(9):e107481.

(责任编辑： 林白霜， 余小慧)

Effects of histamine on mRNA expression of Egr-1 in astrocytes

QIAO Yuan, LIAO Yan, NAN Fang, LIANG Yue-qin, FAN Yan-ying

(DepartmentofPharmacology,ShanxiMedicalUniversity,Taiyuan030001,China.E-mail:fyanying6@hotmail.com)

AIM: To explore whether histamine can regulate the expression of early growth response factor-1 (Egr-1) in the cerebral cortex astrocytes.METHODS: Normal wild-type (WT) mice, histidine decarboxylase knockout (HDC-KO) mice and histamine treated HDC-KO mice were sacrificed for extracting the total RNA of the cerebral cortex. Primary cultured rat cortical astrocytes were treated with histamine at concentrations of 10-8, 10-7, 10-6, 10-5or 10-4mol/L for 15, 30, 60, 120 or 240 min. H1or H2receptor antagonists were pretreated for 15 min before histamine treatment. After histamine treatment, the cell total RNA or protein was extracted. The expression of Egr-1 at mRNA and protein levels was determined by real-time PCR and Western blot.RESULTS: The mRNA level of Egr-1 in cerebral cortex of HDC-KO mice was significantly lower than that in WT mice, while exogenous histamine induced the mRNA expression of Egr-1 in HDC-KO mice. In cultured astrocytes, histamine induced the mRNA expression of Egr-1. The maximum increase in the mRNA level of Egr-1 was produced by histamine at concentration of 10-5mol/L. In addition, histamine-induced Egr-1 mRNA accumulation peaked at 30 min after commencing stimulation, while histamine significantly increased Egr-1 protein expression at 60 min. Furthermore, histamine-induced Egr-1 expression was inhibited by H1receptor antagonist but not H2receptor antagonist.CONCLUSION: Histamine up-regulates the Egr-1 expression in cerebral cortex and cultured astrocytes, which may attribute to H1receptor activation.

Histamine; Early growth response factor-1; Astrocytes

1000- 4718(2016)04- 0680- 06

2015- 09- 30

2016- 03- 10

国家自然科学基金资助项目(No. 81202520)；高等学校博士学科点专项科研基金(No. 20121417120002)；山西省青年科技研究基金(No. 2014021038-1)；山西医科大学博士启动基金(No. 03201104)；山西医科大学基础医学院331基础医学科技培植基金(No. 201230)

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