塞来昔布对结肠癌细胞增殖、凋亡的影响及机制
2016-01-12石国一,秦占川,刘玉玲等
塞来昔布对结肠癌细胞增殖、凋亡的影响及机制
石国一,秦占川,刘玉玲,王敏
(赞皇县医院,河北赞皇 051230)
摘要:目的探讨塞来昔布对结肠癌细胞HT-29增殖、凋亡的影响及机制。方法取对数生长期结肠癌细胞株HT-29,分别加入终浓度为10、20、40、80、160、320 μmol/L的塞来昔布进行干预,MTT法检测细胞增殖情况;流式细胞术检测细胞周期分布及凋亡;Western blotting、RT-PCR法检测Cox-2表达。结果塞来昔布干预后HT-29细胞生长受到明显抑制,且呈时间、剂量依赖性(P均<0.05)。塞来昔布作用24 h后,HT-29细胞G0/G1期比例明显升高,S期细胞比例降低(P均<0.05);塞来昔布处理后细胞凋亡率明显升高(P均<0.05);细胞Cox-2蛋白及mRNA表达均明显降低(P均<0.05)。结论 塞来昔布可体外抑制结肠癌细胞株增殖并诱导凋亡,其机制可能与抑制Cox-2蛋白表达有关。
关键词:结肠癌;塞来昔布;HT-29细胞;细胞凋亡;Cox-2蛋白
doi:10.3969/j.issn.1002-266X.2015.45.013
中图分类号:R735.35文献标志码:A
收稿日期:(2015-06-10)
目前认为,结肠癌发生可能与慢性炎症刺激有关[1],非甾体类抗炎药(NAIDs)可降低结肠癌发病风险[2]。Cox是NAIDs的主要作用靶点,包括Cox-1和Cox-2两种亚型。Cox-2可催化花生四烯酸转化为多种前列腺素产物,在炎症过程中发挥重要作用。研究[3]表明,结肠癌中可见到Cox-2过表达。塞来昔布是一种选择性Cox-2抑制剂,对包括结肠癌在内的多种肿瘤具有抑制作用,并可增强化疗药物效果[4],但具体作用机制尚待进一步研究。2014年5月,我们探讨了塞来昔布对结肠癌细胞株HT-29细胞周期、细胞凋亡的影响及机制。
1材料与方法
1.1材料结肠癌HT-29细胞株购自上海细胞库;塞来昔布购自南京德宝生化器材有限公司;四甲基偶氮唑盐(MTT)购自美国Sigma公司; AnnexinV-FITC凋亡试剂盒购自杭州联科生物公司;小鼠抗人Cox-2单克隆抗体购自Santa Cruz公司。
1.2细胞培养、分组及干预大肠癌细胞株HT-29采用10%胎牛血清的McCoy′s 5A培养液培养。选择对数生长期细胞,调整为单细胞悬液,接种于96孔板。10、20、40、80、160、320 μmol/L塞来昔布处理组分别加入终浓度为10、20、40、80、160、320 μmol/L的塞来昔布,溶剂对照组给予DMSO。
1.3细胞生长存活率测算细胞培养24、48 h后,采用MTT法检测细胞增殖情况。根据公式计算细胞生长存活率:细胞生长存活率=实验组A值/对照组A值×100%。
1.4细胞周期及凋亡情况检测收集细胞,将细胞浓度调整为1×106/L。取0.5 mL细胞悬液,加入2 mL 75%冰乙醇,固定后检测细胞周期。同时取0.5 mL细胞悬液,离心弃上清,加入0.5 mL Binding Buffer重悬细胞,按说明书操作检测细胞凋亡情况。实验重复3次。
1.5HT-29细胞Cox-2蛋白检测采用Western blotting法。收集细胞,PBS洗涤后加入适量RIPA细胞裂解液,置冰上孵育1 h,4 ℃、12 000 r/min离心30 min。采用BCA蛋白浓度测定试剂盒定量蛋白。每一处理组取等量蛋白,95 ℃变性5 min后冷却上样。变性不连续聚丙烯酰胺凝胶电泳后转移至PVDF膜,封闭。加入1∶500稀释的小鼠抗人Cox-2单克隆抗体,4 ℃过夜。用1×TBS-T洗膜3次,每次10 min。加入辣根过氧化物酶标记的1∶5 000浓度的二抗,反应1.5 h,洗膜后ECL发光法显色。
1.6HT-29细胞Cox-2 mRNA检测采用RT-PCR法。通过TRIzol一步法(Gibco公司)提取细胞总RNA。按反转录试剂盒(Promega公司)说明书操作合成cDNA。PCR反应体系:GoTaq Green Master 12.5 μL,上下游引物1 μL,2 μL反转录产物,加水至终体积25 μL。至PCR扩增仪上,95 ℃变性5 min,94 ℃ 50 s,55 ℃ 30 s,72 ℃ 30 s,35个循环后72 ℃延伸10 min。Cox-2引物上游5′-CAGAGTTG-GAAGCACTCTATGG-3′;下游5′-GGACAGCCCTTCA-CGTTATT-3′。PCR产物置于1.5%琼脂糖凝胶中电泳,紫外分析仪观察并照相,凝胶分析软件分析各条带平均灰度值。
2结果
2.1塞来昔布对HT-29细胞生长的影响在20~320 μmol/L浓度范围内,塞来昔布对HT-29细胞的生长抑制呈浓度及时间依赖性(P均<0.05)。10 μmol/L浓度塞来昔布对细胞存活无明显影响(P>0.05)。10、20、40、80、160、320 μmol/L的塞来昔布作用24、48 h后细胞生长存活率见表1。
表1 塞来昔布作用24、48 h后HT-29细胞
注:与对照组相比,*P<0.05。
2.2塞来昔布对HT-29细胞周期分布的影响与对照组相比,塞来昔布处理细胞24 h后, 20、40、80 μmol/L基来昔布处理组G0/G1期细胞百分比明显升高(P均<0.05)。20、40、80 μmol/L塞来昔布处理组S期细胞比例较对照组明显减低(P均<0.05),见表2。
表2 塞来昔布处理后HT-29细胞周期分布比例
注:与对照组相比,*P<0.05。
2.3塞来昔布对HT-29细胞凋亡的影响20、40和80 μmol/L塞来昔布处理24 h后,HT-29细胞凋亡率分别为(9.56±0.71)%、(13.36±1.55)%和(17.45±2.21)%,对照组为(6.60±0.58)%,与对照组比较,P均<0.05。
2.4塞来昔布对Cox-2蛋白及mRNA表达的影响40 μmol/L塞来昔布处理组与对照组Cox-2蛋白表达量分别为0.196±0.035、0.542±0.047,Cox-2 mRNA表达量分别为0.413±0.051、0.926±0.063,两组Cox-2蛋白及mRNA表达比较,P<0.05。
3 讨论
结肠癌是我国较常见的胃肠道恶性肿瘤,近年来发病率呈上升趋势。许多患者确诊时已达晚期,不但丧失了手术机会,而且对放化疗敏感性下降,5年生存率不到20%[5]。因此,寻找新的治疗手段或药物十分必要。NSAIDs具有降低结肠癌发病率的作用,对结肠癌的治疗有重要意义。传统NSAIDs同时影响Cox-1与Cox-2表达,可造成包括胃肠道出血等在内的严重不良反应,临床应用受到限制。塞来昔布是选择性Cox-2抑制剂,可抑制多种肿瘤细胞增殖[6],并增强放化疗对肿瘤的杀伤作用[7]。与传统NSAIDs相比,具有较好的耐受性[8],因此具有较好的临床应用前景。本研究发现,塞来昔布在体外可抑制结肠癌细胞HT-29增殖,提示其具有一定的抗肿瘤作用。
为了进一步观察塞来昔布对HT-29细胞的抑制作用,我们通过流式细胞术检测HT-29细胞周期及凋亡情况。结果显示,塞来昔布作用后,G0/G1期细胞比例增加,而S期细胞比例降低,提示HT-29细胞发生了细胞周期G0/G1期阻滞。与对照组相比,塞来昔布处理组细胞凋亡率明显增高。提示塞来昔布可以通过诱导细胞周期阻滞、促进凋亡而发挥抑制HT-29细胞增殖的作用。这一过程可能涉及多个信号途径,如NF-κB型号通路[9]、p53[10]等。
Cox-2对肿瘤细胞的作用机制是目前研究热点。Cox-2是一种诱导表达型酶,生理状态下无表达或低水平表达,但在细胞因子、生长因子、致癌剂及某些癌基因产物的刺激下,其表达可明显增加[11],促进花生四烯酸转化为多种前列腺素产物,在炎症及肿瘤的发生中起到重要作用。前列腺素E2(PGE2)是一种重要的Cox-2催化产物,与肿瘤血管新生及肿瘤细胞侵袭、转移、逃避免疫监视等密切相关[12]。研究发现,Cox-2抑制剂可下调肿瘤细胞中PGE2水平,并抑制细胞增殖。选择性Cox-2抑制剂如Celecoxib与其他药物具有协同作用,可通过下调mTOR信号途径活性抑制肿瘤细胞增殖[13]。本研究采用RT-PCR法检测发现,HT-29细胞中存在Cox-2表达。塞来昔布作用后,HT-29细胞中的Cox-2蛋白表达明显下降,提示塞来昔布可能通过下调细胞内Cox-2表达水平抑制其催化产物如PGE2的生成,以及影响其他信号通路活性,从而抑制结肠癌肿瘤细胞增殖。
综上所述,塞来昔布在体外可抑制结肠癌细胞增殖,诱导发生细胞周期阻滞及凋亡,其机制可能与抑制细胞中Cox-2蛋白表达有关。
参考文献:
[1] Danese S, Mantovani A. Inflammatory bowel disease and intestinal cancer: a paradigm of the Yin-Yang interplay between inflammation and cancer [J]. Oncogene, 2010,29(23):3313-3323.
[2] Grösch S, Maier TJ, Sciffmann S, et al. Cyclooxygenase-2 (COX-2)-independent anticarcinogenic effects of selective COX-2 inhibitors [J]. J Natl Cancer Inst, 2006,98(11):736-747.
[3] Shiff SJ, Rigas B. The role of cyclooxygenase inhibition in the antineoplastic effects of nonsteroidal antiinflammatory drugs (NSAIDs) [J]. J Exp Med, 1999,190(4):445-450.
[4] Zhang DQ, Guo Q, Zhu JH, et al. Increase of cyclooxygenase-2 inhibition with celecoxib combined with 5-FU enhances tumor cell apoptosis and antitumor efficacy in a subcutaneous implantation tumor model of human colon cancer [J]. World J Surg Oncol, 2013,(11):16.
[5] Jemal A, Bray F, Center MM, et al. Global cancer statistics [J]. CA Cancer J Clin, 2011,61(2):69-90.
[6] 陈超,郭雪兴,刘军权,等.塞来昔布联合NK细胞对裸鼠人肝癌皮下移植瘤生长的影响[J]. 山东医药,2014,54(29):8-11.
[7] Rao PN, Grover RK. Apricoxib, a COX-2 inhibitor for the potential treatment of pain and cancer [J]. IDrugs, 2009,12(11):711-722.
[8] Schwartz JI, Dallob AL, Larson PJ, et al. Comparative inhibitory activity of etoricoxib, celecoxib, and diclofenac on COX-2 versus COX-1 in healthy subjects [J]. J Clin Pharmacol, 2008,48(6):745-754.
[9] Funakoshi-Tago M, Shimizu T, Tago K, et al. Celecoxib potently inhibits TNFalpha-induced nuclear translocation and activation of NF-kappaB [J]. Biochem Pharmacol, 2008,76(5):662-671.
[10] Liu HF, Hsiao PW, Chao JI. Celecoxib induces p53-PUMA pathway for apoptosis in human colorectal cancer cells [J]. Chem Biol Interact, 2008,176(1):48-57.
[11] Compare D, Nardone O, Nardone G. Non-steroidal antiinflammatory drugs in the carcinogenesis of the gastrointestinal tract [J]. Pharmaceuticals, 2010,3(8):2495-2516.
[12] Wang D, Dubois RN. Prostaglandins and cancer [J]. Gut, 2006, 55(1):115-122.
[13] Li J, Xue L, Hao H, et al. Rapamycin combined with celecoxib enhanced antitumor effects of mono treatment on chronic myelogenous leukemia cells through downregulating mTOR pathway [J]. Tumour Biol, 2014,35(7):6467-6474.