超声波辅助提取分离菠菜色素的工艺研究
2015-08-06黄飞屈飞强任晓琼
黄飞,屈飞强,任晓琼
(黄山学院化学化工学院,黄山 245041)
菠菜又称为赤根菜、鹦鹉菜和波斯草,含有丰富的蛋白质、碳水化合物、维生素A、B、C、磷、铁和钙等营养素物质[1],还含有叶绿素、胡萝卜素和叶黄素等多种天然色素[2],对人体具有较好的生理学作用。叶绿素是植物进行光合作用所必需的催化剂,主要以叶绿素a 和叶绿素b 两种形式存在,叶绿素及其钠盐具有杀菌、除臭、解热、止血等功能,被广泛应用于食品、医药卫生和日用化学工业[3]。胡萝卜素具有三种异构体,其中β-胡萝卜素除具有维生素A 的生理活性外,还具有抗氧化作用,清除体内自由基,提高人体免疫力,延缓细胞和机体的衰老,广泛应用于食品、医药、化妆品及饲料添加剂等方面[4]。叶黄素是一种类胡萝卜素,是天然的食品色素和食品营养剂,具有抗氧化、抗衰老和抗突变等生物活性[5]。我国菠菜资源丰富,营养价值高,具有较大的开发利用价值。采用超声波辅助提取方法[6-11]对菠菜色素进行提取,通过单因素实验和正交试验研究了提取剂、料液比、提取温度、超声波功率和超声波时间对提取效果的影响,并利用柱层析法对菠菜色素进行分离。
1 实验部分
1.1 主要仪器
KQ-400KDE 型高功率数控超声波清洗器(昆山市超声仪器有限公司);UV-2100 紫外可见分光光度计(北京瑞利分析仪器有限公司);SHZ-D(Ⅲ)循环水式真空泵(巩义市予华仪器有限责任公司);电子分析天平(梅特勒-托利多仪器(上海)有限公司);RE-52AA 型旋转蒸发仪(上海亚荣生化仪器厂);层析柱(30×2 cm)。
1.2 原料和试剂
市售菠菜;95%乙醇,无水乙醇,丙酮,氢氧化钠,石油醚(60~90 ℃)等均为分析纯;柱层析使用200~300 目柱层析硅胶(青岛海洋化工厂生产)。
2 实验方法
准确称取一定量新鲜干净切碎的菠菜叶,置入洁净干燥的锥形瓶中,在锥形瓶中加入一定量和一定浓度的提取剂,使之混合均匀后,把锥形瓶置于超声波清洗器的浴槽中,一定温度下进行超声波震荡提取一定时间。用循环水式真空泵将超声震荡后混合溶液进行固液分离,收集提取液,取0.5 mL 提取液用提取剂稀释定容到25 mL,用紫外可见分光光度计测其λmax=430 nm 处吸光度A,根据下列公式计算菠菜色素的产率[12]。
C(mg·mL-1)=菠菜色素吸光度A430/吸收系数
菠菜色素的产率= [C(mg·mL-1)×提取液总量(mL)]/ 样品鲜重(g)
将提取液用旋转蒸发仪进行浓缩,根据胡萝卜素、叶黄素、叶绿素极性不同,用柱层析法分离菠菜色素。向层析柱内加入高度为1~2 cm、体积比为10∶1的石油醚-丙酮混合液作为洗脱剂,打开玻璃阀让洗脱剂逐滴流出,当第1 个有色成分滴出时,取一洁净锥形瓶收集,得橙黄色溶液为β-胡萝卜素。将体积比为5∶1 的石油醚-丙酮混合液作为洗脱剂,继续洗脱可得到第2 个色带的棕黄色溶液为叶黄素。再将体积比为2∶1 的石油醚-丙酮混合液作为洗脱剂,可以依次得到叶绿素a(蓝绿色)和叶绿素b(黄绿色)[13-15],最终实现β-胡萝卜素、叶黄素、叶绿素a 和叶绿素b 的分离。
3 结果与讨论
3.1 单因素实验
3.1.1 提取剂对提取菠菜色素的影响
称取3.0 g 新鲜干净的菠菜叶分别置于30 mL的水、0.1%NaOH、5%NaOH、丙酮、95%乙醇、混合液A(乙醇:石油醚=3∶2,体积比)、混合液B(乙醇:丙酮=1∶1,体积比)中,在室温条件下,用超声波清洗器处理30 min。取0.5 mL 提取液,用95%乙醇稀释定容到25 mL,用紫外可见分光光度计测其λmax=430 nm 处吸光度A,计算菠菜色素的产率,实验结果如表1 所示。
表1 不同提取剂对提取效果的影响Table 1 Effects of different extracting reagent on extraction result
由表1 可知,不同的提取剂其提取效果差异较大,混合液要比单一溶剂的提取效果好,混合液从菠菜叶片中直接提取色素效率明显提高,这是一种协萃现象[16]。根据实验结果,选择混合液B(乙醇:丙酮=1∶1,体积比)为提取剂时,提取液的吸光度最大,菠菜色素的产率最高,因此选择混合液B 为提取剂效果较好。
3.1.2 料液比对提取菠菜色素的影响
称取3.0 g 新鲜干净的菠菜叶于锥形瓶中,分别加入9、12 、15 、18、21 mL 的混合液B(乙醇:丙酮=1∶1,体积比),在室温条件下,用超声波清洗器处理30 min。取提取液0.5 mL,用混合液B 稀释定容到25 mL,用紫外可见分光光度计测其λmax=430 nm 处吸光度A,计算菠菜色素的产率,实验结果如表2 所示。
表2 液料比对提取效果的影响Table 2 Effects of the ratio of material to fluid on extraction result
由表2 可知,不同的料液比对提取效果有明显 的影响。在提取过程中,当包容固体的溶液的溶质浓度和浸出液溶质浓度相等时,提取达到平衡[3]。当料液比较小时,菠菜色素浸出液的吸光度较小,产率较低,当料液比为1∶5 时,吸光度达到最大,菠菜色素的产率最高。随料液比的增加,菠菜色素的产率反而减小,因此选择料液比为1∶5 时提取效果较好。
3.1.3 提取温度对提取菠菜色素的影响
称取3.0 g 新鲜干净菠菜叶于锥形瓶中,加入15 mL 混合液B(乙醇:丙酮=1∶1,体积比),保持料液比为1∶5(g·mL-1),分别在30 ℃,40 ℃,50 ℃,60 ℃,70 ℃下,用超声波清洗器处理30 min 后,取提取液0.5 mL,用混合液B 稀释定容到25 mL,用紫外可见分光光度计测其λmax=430 nm 处吸光度A,计算菠菜色素的产率,实验结果如表3 所示。
表3 提取温度对提取效果的影响Table 3 Effects of extraction temperature on extraction result
由表3 可知,不同的提取温度对提取效果有明显的影响。当提取温度较低时,菠菜色素浸出液的吸光度较小,产率较低,当提取温度为50℃时,吸光度达到最大,菠菜色素产率最高。随提取温度的增加,菠菜色素的产率反而减小。这是因为在提取过程中,随着提取温度的增加,菠菜色素分子扩散速度加快,提取剂能更好地溶进其分子中,使其提取效果更好,菠菜色素浸出液的吸光度增加,产率也增加;当提取温度达到一定时,提取剂在菠菜色素分子中达到饱和,不能继续溶进其分子中,菠菜色素浸出液吸光度减小,产率降低,因此选择提取温度为50 ℃提取效果较好。
3.1.4 超声波时间对提取菠菜色素的影响
称取3.0 g 新鲜干净菠菜叶于锥形瓶中,加入15 mL 混合液B(乙醇:丙酮=1∶1,体积比),保持料液比为1∶5(g·mL-1),温度为50 ℃,用超声波清洗器分别处理15、30、45、60、75 min。取提取液0.5 mL,用混合液B 稀释定容到25 mL,用紫外可见分光光度计测其λmax=430 nm 处吸光度A,计算菠菜色素的产率,实验结果如表4 所示。
表4 超声波时间对提取效果的影响Table 4 Effects of ultrasonic extraction time on extraction result
由表4 可知,随着超声波时间的增加,菠菜色素浸出液吸光度逐渐增加,产率也逐渐升高,当超声波时间为60 min 时,菠菜色素浸出液吸光度减小,产率降低。其原因可能是在超声波辐射的过程中,超声波能量直接传递到菠菜叶的内部,使之瞬时加热,温度急剧上升。超声辐射时间越长,温度越高,而菠菜色素对热的稳定性不好,所以导致菠菜色素的吸光度减小[3],产率降低。因此选择超声波时间为60 min 提取效果较好。
3.1.5 超声波功率对提取菠菜色素的影响
称取3.0 g 新鲜干净菠菜叶于锥形瓶中,加入15 mL 混合液B(乙醇:丙酮=1∶1,体积比),保持料液比为1∶5(g·mL-1),温度为50 ℃,用超声波清洗器经过功率分别为120 W、160 W、200 W、240 W、280 W的超声波处理60 min 后,取提取液0.5 mL,用混合液B 稀释定容到25 mL,用紫外可见分光光度计测其λmax=430 nm 处吸光度A,计算菠菜色素的产率,实验结果如表5 所示。
表5 超声波功率对提取效果的影响Table 5 Effects of ultrasonic power on extraction result
由表5 可知,随着超声波功率的增加,菠菜色素 浸出液吸光度不断增加,产率逐渐升高。当超声波功率为240 W 时,菠菜色素浸出液吸光度达到最大,菠菜色素的产率最高。随着超声波功率的继续增加,吸光度反而减小,产率降低。这是因为随着超声功率的增加,超声的空化作用、机械剪切的搅拌作用随之加强,菠菜细胞充分破裂[8]。当超声波功率过大时,可能会引起局部溶液瞬时升温过热,对菠菜色素的结构产生影响,使菠菜色素的构象发生改变[6],从而影响菠菜色素的提取效果。
3.2 正交试验设计
3.2.1 正交试验影响因素的选择
根据单因素实验结果,提取剂、料液比、提取温度、超声波提取时间和超声波功率均会影响菠菜色素的提取,因此选取这五个因素同时作为考察因素,其实验的影响因素和水平见表6。
表6 正交试验因素和水平表Table 6 Factor-level of orthogonal experiment
3.2.2 正交实验结果与讨论
为了提高菠菜色素的产率,考察各实验因素对提取菠菜色素的影响,进行了5 因素4 水平L16(45)正交试验。其正交试验设计及结果见表7。
表7 L16(45)正交试验表及结果Table 7 Results of orthogonal experimen L16(45)
表7 中的R 为各因素的极差值,极差值的大小反映了实验因素对提取菠菜色素产率的影响。由极差分析结果可以看出,以提取菠菜色素产率为考察指标,5 种因素对提取菠菜色素产率的影响程度大小顺序依次为:提取剂(A)>料液比(B)>提取温度(C)>超声波功率(E)>超声波时间(D);因此菠菜色素的最佳提取条件为:A4B2C3E4D1,即以乙醇与丙酮混合液(体积比为1∶1)为提取剂,料液比为1∶5(g·mL-1),提取温度为50 ℃,超声波时间为30 min,超声波功率为280 W,菠菜色素的提取效果最好,其产率为0.187 mg·g-1。
4 结论
(1)利用超声波辅助法提取菠菜中的色素,通过单因素实验和正交试验考察了提取剂、料液比、提取温度、超声波时间和超声波功率对提取效果的影响,得到了提取菠菜色素工艺的最优条件。实验结果表明,以乙醇与丙酮混合液(体积比为1∶1)为提取剂,料液比为1∶5(g·mL-1),提取温度为50 ℃,超声波时间为30 min,超声波功率为280 W,菠菜色素的提取效果最好,其产率为0.187 mg·g-1。超声波辅助提取法具有提取速度快、产率高、节约能源、绿色环保等优点,在天然色素的提取中具有广阔的应用前景。
(2)根据胡萝卜素、叶黄素、叶绿素极性不同,以不同体积比的石油醚-丙酮混合液作为洗脱剂,用层析柱法分离了菠菜色素,既能达到很好的分离效果,又能循环利用溶剂。
[1]舒友琴,梁丽琴,扶庆权,等.菠菜叶蛋白的提取研究[J].食品科学,2005,26(10):124-217.
[2]翟虎,陈小全,孙兆国,等.菠菜色素提取方法的改进及稳定性研究[J].食品与发酵工业,2008,34(2):157-159.
[3]陈正,刘常坤.超声波萃取菠菜叶中叶绿素的研究[J].化学与生物工程,2004(6):37-38.
[4]朱秀灵,车振明,徐伟,等.β-胡萝卜素生理功能及提取技术的研究进展[J].西华大学学报:自然科学版,2005,24(1):71-76.
[5]Wang M C,Rong T,Zhang S F,et al.Antioxidant activity,mutagenicity/ anti-mutagenicity,and clastogenicity/ anticlastogenicity of lutein from marigold flowers [J].Food Chem Toxicol,2006,44(9):1522-1529.
[6]谢宏,尹梅,刘镜,等.响应面法优化超声波辅助提取红米色素的工艺研究[J].食品工业科技,2014,35(3):271-274.
[7]刘亚敏,刘玉民,李琼,等.超声波辅助提取山银花绿原酸工艺及其抗氧化性研究[J].食品工业科技,2014,35(1):186-190.
[8]曹楠楠,陈香荣,吴艳.苦豆子多糖的超声波提取工艺优化及理化性质研究[J].现代食品科技,2014,30(2):209-215.
[9]廖芙蓉,阚建全,熊丽娜.响应面法优化超声波辅助提取籽粒苋花穗色素工艺[J].食品科学,2013,34(2):93-98.
[10]孙海涛,邵信儒.响应面法优化超声波提取山核桃壳色素工艺[J].东北林业大学学报,2012,40(2):74-77.
[11]孙天宇,杨宏志.超声波法提取沙棘叶总黄酮最佳工艺的研究[J].黑龙江八一农垦大学学报,2012,24(3):45-50.
[12]张志良,翟伟晶.植物生理学实验指导[M].北京:北京高等教育出版社,2003.
[13]李东颖,李晓霞,赵喜芝.绿色植物色素的提取及理化性质的研究[J].化学工程师,2005(11):63-64.
[14]杜莉萍,商金玲,王大明,等.薄层色谱法分离菠菜色素及胡萝卜素含量测定[J].分子科学学报,2013,29(1):84-88.
[15]李玉明,林琳,陈坚刚,等.薄层色谱法在叶绿体色素分离实验中的有效应用[J].生物学通报,2005,40(12):53-54.
[16]洪法水,魏正贵,赵贵文.菠菜叶绿素的浸提和协同萃取反应[J].应用化学,2001,18(7):532-535.