体质量在兔窒息心跳骤停模型中对诱导亚低温的影响

陈 胜, 闵红叶, 李 宏, 陈艳清, 庄育刚, 彭 沪

(同济大学附属第十人民医院急诊医学科, 上海 200072)



·基础研究·

体质量在兔窒息心跳骤停模型中对诱导亚低温的影响

陈 胜, 闵红叶, 李 宏, 陈艳清, 庄育刚, 彭 沪

(同济大学附属第十人民医院急诊医学科, 上海 200072)

目的 观察体质量在兔窒息心跳骤停模型中对两种诱导亚低温方法的影响。方法 体质量1000～2500g兔24只麻醉后，随机分成冰袋组和4℃生理盐水组，夹闭气管法制造心跳骤停模型。心跳骤停后3min开始心肺复苏，同时分别采用冰袋放在动物的上腹或耳缘静脉输注4℃生理盐水的方法诱导亚低温；定义直肠温度降低 2℃ 为诱导亚低温完成。采用t检验比较两组诱导亚低温所需时间，并用Pearson相关检验分析两组诱导亚低温所需时间与体质量的关系。结果 所有动物均达到自主循环重建，且自主循环重建持续至实验结束。冰袋组诱导亚低温所需时间显著短于4℃生理盐水组[(22.8±4.7)minvs(42.5±4.0)min,P<0.001]。冰袋组诱导亚低温所需时间与体质量正相关(r=0.725,P=0.029)，但4℃生理盐水组诱导亚低温所需时间与体质量不相关(r=0.342,P=0.418)。结论 兔心跳骤停模型中，诱导亚低温用冰袋快于静脉输注4℃生理盐水。临床上早期诱导亚低温选择方法时需要考虑体质量的影响。

心跳骤停； 心肺复苏； 亚低温； 体质量

心跳骤停发生后，诱导亚低温能够改善患者的神经学结局已得到广泛的承认，国外心肺复苏指南也推荐对心跳骤停的患者进行亚低温治疗[1]。心跳骤停发生后越早开始诱导亚低温效果可能越好[2]，甚至有可能因需要尽早开始诱导亚低温而延迟复苏也是有价值的[3]。目前有多种诱导亚低温的方法，但它们在安全性、有效性和易行性三方面各不相同[4-5]。其中，使用冰袋和静脉输注4℃生理盐水这两种方法诱导亚低温是安全、有效和易行的，并且这两种方法可以在转运患者时在救护车上就开始使用[1-2，6]。有学者发现，在大动物和成人中诱导亚低温，静脉输注4℃生理盐水要快于冰袋[9]。但院外发生心跳骤停的患者，可能是体质量较大的成人，也可能是体质量很小的婴幼儿，而体质量对诱导亚低温的影响仍不清楚。因此，本研究主要观察兔窒息心跳骤停模型中体质量对冰袋和静脉输注4℃生理盐水的这两种方法诱导亚低温影响。

1 材料与方法

1.1 动物准备及分组

大耳白兔，雌雄不拘，体质量1000～2500g，平均1736g。所有兔实验前的晚上开始禁食，但不禁水。经耳缘静脉用30mg/kg的戊巴比妥钠将兔麻醉后，平卧位固定于实验台上。分离、暴露气管后，行气管切开，气管内插管并打结固定。气管插管接一台容量控制小动物呼吸机(DW3000，淮北正华生物仪器有限公司)，潮气量设定为20ml/kg，呼吸频率设定为50次/min，气源为空气。分离、暴露左侧颈动脉，将用肝素生理盐水冲管的16G动脉插管从颈动脉插入主动脉测量主动脉压力。心电探针插入肢体皮下，用生物信号采集系统(BL- 420F，成都泰盟科技有限公司)采集心电信号和主动脉压力信号。利用直肠肛温探头监测肛温，肛温探头接监护仪(IntelliVue MP30, Massachusetts公司)，显示温度。准备完毕后，将动物随机分入冰袋组和4℃生理盐水组。如果动物分入4℃生理盐水组，则建立另外一只耳缘静脉通道输注4℃生理盐水。

1.2 实验方案

平衡5min后，记录基础温度，在呼气相夹闭气管的同时暂停呼吸机。心跳骤停定义为主动脉搏动消失，且主动脉压力低于10mmHg[8](1mmHg=0.133kPa)。心跳骤停3min后定义为0时。达到0时，解除气管夹闭，重新启动呼吸机，同时开始胸外按压。按压采用单手的掌跟，按压点为胸骨正中，按压频率120次/min，按压尽量做到按压与放松等时，按压深度大概为兔胸廓完全复原时前后径的30%，按压由同一名操作者完成。在0时，记录温度并开始诱导亚低温： 冰袋组采用一个装有1kg冰的长30cm宽20cm的塑料袋，将塑料袋放在兔的上腹部和下胸部；4℃生理盐水组，利用一个加压输液泵从第二个耳缘静脉通路以1ml/(kg·min)的速度输入预先制冷至4℃的生理盐水，整个输液过程中生理盐水袋子放在冰箱4℃冷藏层中。

自主循环重建(restoration of spontaneous circulation, ROSC)定义为自主脉搏出现且主动脉收缩压不低于60mmHg，持续自主循环重建定义为ROSC持续长于5min。按压2min后，停止按压5s，判断是否达到ROSC。如果达到，则终止按压。如果没有达到，则继续按压，同时从麻醉用的耳缘通路给予200μg/kg的肾上腺素和200μg/kg的阿托品，给药后用5ml的生理盐水冲管。肾上腺素和阿托品每5min给1次，阿托品最多给3次。每两分钟暂时停止按压，判断是否达到ROSC。

实验终点为诱导亚低温的完成，定义为0时温度降低2℃，实验最主要的观察指标是达到亚低温所需要的时间。整个实验在一个装有空调的实验室进行，实验室温度设定为22～24℃。预实验显示，大多数兔的基础体温为37.0～37.5℃。如果兔的基础体温低于37.0℃，此兔从实验中排除；如果兔的基础体温高于37.6℃，则用装有冷水的手套将兔的温度降至37.6℃，然后开始平衡。

1.3 统计学处理

2 结 果

2.1 实验动物一般情况

实验共用兔28只，其中3只在准备过程中死亡，另有1只因基础体温36.8℃被排除，剩余24只等量随机分入冰袋组和4℃生理盐水组。两组一般情况差异无统计学意义(P>0.05)，见表1。所有动物均达到ROSC，且持续至实验结束，两组动物达到ROSC的时间没有显著性差异(P>0.05)。

表1 两组实验用兔的一般情况

2.2 降温速度

两组动物体温均快速下降，冰袋组的降温速度要快于4℃生理盐水组(图1)。冰袋组诱导亚低温所需时间显著短于4℃生理盐水组[(22.8±4.7) minvs(42.5±4.0)min,P<0.001]。

图1 两组降温的时间和速率Fig.1 Induction times and temperature between two groups

2.3 诱导亚低温所需时间与体质量的关系

冰袋组诱导亚低温所需时间与体质量正相关(r=0.725,P=0.029)，但4℃生理盐水组诱导亚低温所需时间与体质量不相关(r=0.342，P=0.418)，见图2。

图2 两组体质量与诱导亚低温时间的关系Fig.2 The correlation of induction time and body weight between two groups

3 讨 论

本研究发现，在兔心跳骤停模型中，诱导亚低温用冰袋快于静脉输注4℃生理盐水；使用冰袋时，诱导亚低温所需时间与体质量正相关，但静脉输注 4℃ 生理盐水时，诱导亚低温所需时间与体质量不相关。

使用冰毯或冰袋诱导亚低温时，降温的速度似乎随着动物的体质量增加而逐渐变慢： 小鼠为3.0～4.7℃/min[9]，大鼠为0.2～0.3℃/min[10]，猪为4.2℃/h[10]，成年人为0.9℃/h[1]。本实验中，冰袋组兔平均22.8min温度降低2℃看起来是合理的。降温的速度与诱导亚低温所需时间成反比，所以诱导亚低温所需时间应该随着体质量的增加而增加。

在大动物或人，以1ml/(kg·min)的速度静脉输注4℃液体能够大致在30min内完成亚低温的诱导，并且在稳定血流动力学建立之前或之后都是安全有效的。本实验中，4℃生理盐水组，以1ml/(kg·min)的速度静脉输注4℃生理盐水可使兔的温度平均在42.4min降低2℃。从兔到成人，静脉输注4℃液体诱导亚低温时，诱导亚低温所需时间似乎与体质量无关。

本研究达到实验终点是兔的平均温度是34.7℃，要高于一些临床研究和动物实验的亚低温的上限，但是它在研究[10]采用的温度范围之内。因为动物的基础体温比较高，降低2℃已可以满足临床亚低温的需要。

有研究者担心肛温探头距离冰袋太近，可能会受到冰袋的直接影响，不能很好地反映动物的中心温度。Jia等[11]在大鼠心跳骤停模型中利用冰毯诱导亚低温，他们监测的是腹膜腔的温度。Abella等[9]同样用装有冰水的手套在小鼠心跳骤停模型中诱导亚低温，他们监测的都是肛温。同时，该研究证实小鼠的肛温和脑温也具有良好的一致性。本研究将冰袋放置在兔的上腹部，温度探头和冰袋的距离要大于以上实验中两者的距离。

在成人，用冰袋进行体表降温通常需要2h左右才能够达到亚低温，而静脉输注4℃液体则可以在30min内达到亚低温[12]。本研究发现在兔心跳骤停模型中，诱导亚低温用冰袋快于静脉输注4℃生理盐水；使用冰袋时，诱导亚低温所需时间与体质量正相关，但静脉输注4℃生理盐水时，诱导亚低温所需时间与体质量不相关。本研究推测存在一个“关键体质量”，在这个关键点采用冰袋和静脉输注4℃液体这两种方法可以同时完成诱导亚低温。当体质量大于“关键体质量”，诱导亚低温采用静脉输注4℃液体要快于用冰袋；当体质量小于“关键体质量”，诱导亚低温采用冰袋要快于用静脉输注4℃液体。因为兔的体质量范围比较窄，本研究没有找到这个“关键体质量”。早期和快速达到亚低温不仅取决于采用的方法，而且取决于研究对象。所以，本研究结果提示临床上早期诱导亚低温选择方法时需要考虑体质量的影响。

[1] Bernard SA, Gray TW, Buist MD， et al. Treatment of comatose survivors of out-of-hospital cardiac arrest with induced hypothermia[J]. N Engl J Med， 2002,346(8)： 557-563.

[2] Clumpner M, Mobley J. Raising the dead. Prehospital hypothermia for cardiac arrest victims may improve neurological outcome and survival to discharge[J]. EMS Mag, 2008,37(9)： 52-60.

[3] Zhao D, Abella BS, Beiser DG, et al. Intra-arrest cooling with delayed reperfusion yields higher survival than earlier normothermic resuscitation in a mouse model of cardiac arrest[J]. Resuscitation, 2008,77(2)： 242-249.

[4] Alzaga AG, Cerdan M, Varon J, et al. Therapeutic hypothermia[J]. Resuscitation, 2006,70(3)： 369-380.

[5] Vanden Hoek TL, Kasza KE, Beiser DG, et al. Induced hypothermia by central venous infusion： saline ice slurry versus chilled saline[J]. Critical Care Med, 2004,32(9 Suppl)： S425-431.

[6] 彭沪，陈远卓，高成金，等.胸外按压器械AutoPulse及PetCO2、脉搏、SPO2监测在急诊CPR中的应用评价[J].同济大学学报： 医学版，2012，33(3)： 47-50.

[7] Nordmark J, Rubertsson S. Induction of mild hypothermia with infusion of cold (4 degrees C) fluid during ongoing experimental CPR[J]. Resuscitation， 2005,66(3)： 357-365.

[8] Chen MH, Xie L, Liu TW, et al. Epinephrine, but not vasopressin, improves survival rates in an adult rabbit model of asphyxia cardiac arrest[J].Am J Emerg Med， 2007,25(5)： 509- 514.

[9] Abella BS, Zhao D, Alvarado J, et al. Intra-arrest cooling improves outcomes in a murine cardiac arrest model[J]. Circulation， 2004,109(22)： 2786-2791.

[10] Tadler SC, Callaway CW, Menegazzi JJ. Noninvasive cerebral cooling in a swine model of cardiac arrest[J]. Acad Emerg Med， 1998,5(1)： 25-30.

[11] Jia X, Koenig MA, Shin HC, et al. Improving neurological outcomes post-cardiac arrest in a rat model： immediate hypothermia and quantitative EEG monitoring[J]. Resuscitation， 2008,76(3)： 431-442.

[12] Boue Y, Lavolaine J, Bouzat P， et al. Neurologic recovery from profound accidental hypothermia after 5 hours of cardiopulmonary resuscitation[J]. Crit Care Med， 2014,42(2)： 167-170.

Effect of body weight on the induction of mild hypothermia by two different methods in a rabbit model of asphyxia cardiac arrest

CHENSheng,MINHong-ye,LIHong,CHENYan-qing,ZHUANGYu-gang,PENGHu

(Dept. of Emergency, Tenth People’s Hospital, Tongji University, Shanghai 200072, China)

Objective To investigate the effect of body weight on the induction of mild hypothermia by two different methods in a rabbit model of asphyxia cardiac arrest. Methods Twenty four anaesthetized rabbits weighted 1000-2500g were randomized into two groups： one treated with an ice bag and the other treated with intravenous 4℃ saline for induction of mild hypothermia. Cardiac arrest was induced by clamping endotracheal tube. After 3min of cardiac arrest, cardiopulmonary resuscitation was begun. Simultaneously, mild hypothermia was induced by putting an ice bag over the abdomen or infusion of 4℃ saline via ear vein. 2℃ decrease of rectal body temperature was considered as the completion of hypothermia induction. Induction times were compared byttest, and analyzed with respect to body weight by Pearson correlation. Results All rabbits had restoration of spontaneous circulation and it lasted through the experiments. Induction time in the ice bag group was significantly shorter than that in the intravenous 4℃ saline group(22.8±4.7minvs42.5±4.0min,P<0.001). There was a significant correlation between induction time and body weight in the ice bag group(Pearson Correlation：r=0.725,P=0.029), but no significant correlation was observed between induction time and body weight in the intravenous 4℃ saline group(Pearson Correlation：r=0.342,P=0.418). Conclusion In a rabbit model, induction of mild hypothermia with an ice bag is faster than that with intravenous 4℃ saline. The effect of body weight should be considered when choosing an appropriate method to achieve early induction of mild hypothermia.

cardiac arrest; cardiopulmonary resuscitation; mild hypothermia; body weight

10.16118/j.1008-0392.2015.01.010

2014-08-08

陈 胜(1984—)，男，主治医师，硕士.E-mail： chensheng0302@163.com

彭 沪.E-mail： denkepeng@189.cn

R 541

A

1008-0392(2015)01-0042-04