藏北高寒草原土壤氮转化对短期增温的响应

德吉央宗

（西藏自治区环境监测中心站生态监测与研究中心，西藏 拉萨850000）

1 引言

一直以来，土壤中的氮被认为是最易耗竭和限制植物生长的营养元素之一，尤其是在高寒生态系统，由于低温的限制，土壤中N矿化作用十分缓慢，成为许多地区植物生长最重要的限制性因子［1］。土壤氮转化的动态过程包括含氮有机质的矿化过程、硝化－反硝化过程、腐殖质的形成过程、植物和微生物对有效态氮的吸收固定作用以及粘土矿物对NH＋4吸收固定等。氮矿化速率决定土壤中用于植物生长的氮素的可利用性，直接影响生态系统的生产力［2］。土壤硝化－反硝化过程产生的N2O、NO等气体，是土壤中所排放温室气体的重要组成部分［3］，尤其是N2O在大气中的寿命长达166±16年，是等摩尔浓度的CO2增温潜势的200～300倍，对全球气候变化有着重要的影响［4］。因此，土壤氮素的转化在植物生长和全球变化中均占据重要作用。

目前，草地生态系统土壤氮转化对温度变化响应的研究主要是在实验室中进行，通过设定不同的温度，不同的时长培养从野外带回的土壤，测定土壤氮矿化、硝化等过程的变化。例如Cookson等［5］分别用25℃和5℃的条件培养苏格兰阿伯丁草地生态系统的土壤，发现在25℃条件下培养土壤的总矿化和硝化速率远高于在5℃条件下培养的土壤。Wang等［6］对中国内蒙古草地土壤的研究表明，在低温时（－10℃、0℃、5℃）土壤净氮矿化和硝化差异不大，但当温度超过5℃时，随着培养温度的升高土壤净N矿化和硝化呈迅速增加的趋势。Maag和Vinther［7］对6种类型的土壤进行培养，发现由硝化作用产生的N2O随着温度升高呈下降趋势，而反硝化产生的N2O则随着温度的增加而增加。这些通过室内培养的实验能否真正的反映生态系统在野外的真实情况，还存在很大的争议。然而，目前通过野外控制试验研究草地土壤氮转化对温度变化响应的报道还不多。

青藏高原的草地面积约占总面积的60%，是欧亚大陆最大的草地单元，具有辐射强、年均温低、昼夜温差大、雨热同期、降雨主要集中在短暂的生长季、降雨变辐大等显著特征［8］。其中，由耐寒的多年生典型旱生草本植物所构成的高寒草原是分布最广、面积最大的一个草地类型，它不仅是亚洲中部高寒环境中典型的生态系统之一，而且在世界高寒地区也极具代表性［9］。过去几十年青藏高原的气候发生了很大的变化，气温和降水量总体呈上升的趋势。由于高海拔地区对气候的变化更为敏感，这些气候的波动会对青藏高原生态系统产生强烈的影响，导致高原生态系统的格局、过程与功能发生改变［10］。本研究测定模拟增温条件下藏北半干旱高寒草原生态系统土壤总硝化、反硝化速率及氮转化相关微生物变化动态，以期为揭示藏北高寒草原土壤氮转化与全球气候变化关系，同时也为保护高寒草原生态系统的稳定结构，合理进行生态系统管理提供科学依据。

2 材料和方法

2.1 研究区概况

研究区位于藏北申扎县的中科院申扎高寒草原与湿地观测试验站（30°57′N，88°42′E，4675ma.s.l）观测样地，属于寒冷半干旱高原季风气候区域。根据距离试验站2km的申扎县气象局近30年的气象观测资料，区域年平均温度为0℃，1月平均气温为－10.1℃，7月平均气温为9.6℃，无绝对无霜期，到达地面的太阳直接辐射的年度周期为2916h，年均降水量300mm，降水主要集中在5～9月。研究区域自然环境恶劣，土壤十分贫瘠。土壤容重为1.76g/cm3，pH值为8.78，土壤有机碳、总氮、总磷、总钾含量为分别为11.12、1.03、0.52、31.22g/kg，土壤颗粒组成中0.25～0.05mm 和0.5～0.25mm颗粒占优势（Xuyang Lu Plos）。研究区高寒草原植被盖度小于20%，优势种为青藏高原典型的物种紫花针茅和青藏苔草，伴生种主要为火绒草、景天、茵陈蒿等。

2.2 实验设计

在申扎站的试验用地中选取地势平坦，植被分布相对均一的高寒草原草地作为试验样地，在试验样地内随机布设增温样方和对照样方各3个。增温试验采用国际冻原计划（International Tundra Experiment，ITEX）普遍采用的一种被动增温法——开顶式生长室（Open－top chamber，OTC）完成，使用美国产玻璃纤维制作OTC。在每个OTC周围设置对照样方，每个OTC之间的距离设置在20m以上，保证互不干扰。开顶式生长室为圆锥体结构，底面积和顶面积分别为2.60m2和0.94m2，由于藏北申扎地区春季风沙较大，OTC的高度设为1.60m。开顶式生长室于2010年10月安装完成，于2011年开始观测。

为了观测开顶式气室设置后模拟增温样方和对照样方的环境因子，设置自动气候记录系统观测OTC内外的小气候特征。在OTC内外中心距离地面35cm处安装空气温湿度传感器（Humidty/Temp，Decagon，Washington DC，USA）监测 OTC空气温湿度；同时设置土壤温湿度传感器（5TM，Decagon，Washington DC，USA）自动监测10cm自动监测土壤温湿度特征。气候因子监测从2011年5月开始，每60min采集一次数据，所有采集的数据自动存储到数据采集器（EM50，Decagon，Washington，DC，USA）中。

2.3 取样和测定

在2011年8月底在对照样方和增温样方取土壤样品。取样分为两部分，第一部分在每个样方取7个环刀样（直径5.6cm，高4.1cm）用于测定土壤总硝化和反硝化速率；第二部分在每个样品取土壤鲜样1kg左右，用于测定相关微生物数量和活性。所有的样品置于便携式冷藏箱中迅速带回实验室，于4℃冰箱中保存，在10d内对开始对样品进行分析测定。

土壤总硝化和反硝化速率采用气压分离技术（Barometric Process Separation，BaPS）进行测定，BaPS仪器由德国UMS GmbH公司生产。主要工作原理是建立一个等温、密闭的土壤系统，在这个系统中，假定只有以下几个过程跟压力相关：总硝化作用是净消耗O2的过程，使气压降低；反硝化作用是净CO2和净的NxOy（NO、N2O、N2）产生过程，使气压上升；土壤呼吸使气压不发生变化；CO2溶解于土壤水，使气压降低，根据气压的平衡反过来最终可以精确得到土壤样品的总硝化和反硝化速率的瞬时值和一段时间内的平均值。硝化细菌培养采用改良斯蒂芬逊培养基，置28℃恒温箱培养2d，稀释法测定；反硝化细菌培养采用组合培养基，置28℃恒温箱培养2d，稀释法测定；氨化细菌培养采用牛肉膏蛋白胨琼脂培养基，30℃恒温箱培养2d，以平板涂抹法测定。

3 结果与分析

3.1 土壤温度、湿度变化

从6月3日到9月30日连续观测OTC内小气候（图1）发现，OTC内空气平均温度为12.78℃，而OTC外小气象站记录的空气平均温度为9.04℃，也就是说增稳装置使OTC内小环境的温度升高了3.74℃。对比OTC内外的土壤温度发现，通过增温装置的布设，OTC内土壤温度明显增加，OTC内平均土壤温度为17.05℃，比 OTC 外 的 土 壤 平 均 温 度 （13.59℃）高3.46℃，由此可见，土壤温度的增幅略低于空气温度的增幅。OTC内外的土壤湿度也有较大的差别，OTC外土壤平均湿度为15.86%，而OTC内土壤湿度为12.67%。因此，增温装置使土壤的湿度下降了3.19%，分析其原因，是因为OTC的布设使空气温度和土壤温度均升高，从而加速了土壤水分的蒸散发，从而造成土壤水分含量的下降。对比OTC内外的空气温度、土壤温度和土壤湿度的季节变化发现，虽然OTC内外的小气候条件有所差别，但是其季节变化趋势基本上保持一致。

图1 OTC增温条件下对照和增温样方土壤温度、湿度

3.2 土壤总硝化、反硝化速率变化

硝化作用和反硝化作用是土壤中氮素转化的两个重要过程，是当今氮素研究的热点之一。硝化作用是氨在微生物作用下氧化为硝酸的过程，不仅会产生少量的N2O，而且还影响到许多与氮素损失有关的转化。

过程的进行；而土壤反硝化作用是指在反硝化细菌的作用下，土壤中的硝酸盐被还原成氮气的过程。不同土壤理化性质、不同用地类型、不同管理方式均影响土壤硝化和反硝化作用过程。本研究中增温对高寒草原土壤总硝化速率影响不大（图2），高寒草原对照样方和增温样方的总硝化速率分别为0.94和1.03mg/kg·d，增温后使高寒草原土壤总硝化速率仅增加了10%。温度的增高明显促进了高寒草原的反硝化速率，高寒草原对照样方和增温样方的反硝化速率分别为0.59和0.99mg/kg·d，增温后使高寒草原土壤反硝化速率增加了67%。

3.3 土壤N转化细菌数量变化

高寒草地土壤中的N转化细菌如表1所示，高寒草原增温后土壤中氨化细菌、亚硝化细菌和反硝化细菌数量有所增加，分别比对照样方高43.16%、58.97%和14.78%，土壤硝化细菌数量有所减少，比对照样方低36.03%；但统计分析的结果显示，对照和增温样方间的土壤氨化细菌、硝化细菌、亚硝化细菌和反硝化细菌数量之间的差异均未达到显著水平。

图2 OTC增温条件下高寒草原土壤的总硝化和反硝化速率

表1 高寒草原对照样方、增温样方土壤N转化细菌数量

4 结语

在藏北高寒草原布设增温装置开顶式生长室（OTC）后，OTC内土壤温度明显增加，比OTC外的土壤平均温度高3.46℃，而增温装置使土壤的湿度下降了3.19%。

增温对高寒草原土壤总硝化速率影响不大，使高寒草原土壤总硝化速率仅增加了10%；温度的增高明显促进了高寒草原的反硝化速率，使高寒草原土壤反硝化速率增加了67%。

高寒草原增温后土壤中氨化细菌、亚硝化细菌和反硝化细菌数量有所增加，土壤硝化细菌数量有所减少；但在对照样方和增温样方之间的差异并未达到显著水平。

［1］Song M，Xu X，Hu Q，Tian Y，Ouyang H，Zhou C.Interactions of plant species mediated plant competition for inorganic nitrogen with soil microorganisms in an alpine meadow［J］.Plant and Soil，2007（297）：127～137.

［2］Bhandral R，Saggar S，Bolan N S，Hedley M J.Transformation of nitrogen and nitrous oxide emission from grassland soils as affected by compaction［J］.Soil and Tillage Research，2007（94）：482～492.

［3］Hosen Y，Tsuruta H，Minami K.Effects of the depth of NO and N2O productions in soil on their emission rates to the atmosphere：analysis by a simulation model［J］.Nutrient Cycling in Agroecosystems，2000（57）：83～98.

［4］Watchendorf C，Lampe C，Taube F，Dittert K.Nitrous oxide emissions and dynamics of soil nitrogen under 15N－labeled cow urine and dung patches on a sandy grassland soil［J］.Journal of Plant Nutrition and Soil Science，2008（171）：171～180.

［5］Cookson W R，Osman M，Marschner P，Abaye D A，Clark I，Murphy D V，Stockdale E A，Watson C A.Controls on soil nitrogen cycling and microbial community composition across land use and incubation temperature［J］.Soil Biology ＆ Biochemistry，2007（39）：744～756.

［6］Wang C，Wan S，Xing X，Zhang L，Han X.Temperature and soil moisture interactively affected soil net N mineralization in temperate grassland in Northern China［J］.Soil Biology ＆ Biochemistry，2006（38）：1101～1110.

［7］Maag M and Vinther F P.Nitrous oxide emission by nitrification and denitrification in different soil types and at different soil moisture contents and temperatures［J］.Applied Soil Ecology，1996（4）：5～14.

［8］Lin X，Wang S，Ma X，Xu G，Luo C，Li Y，Jiang G，Xie Z.Fluxes of CO2，CH4，and N2O in an alpine meadow affected by yak excreta on the Qinghai－Tibetan plateau during summer grazing periods［J］.Soil Biology ＆ Biochemistry，2009（41）：718～725.

［9］田玉强，高 琼，张智才，等.青藏高原高寒草地植物光合与土壤呼吸研究进展［J］.生态环境学报，2009，18（2）：711～721.

［10］黄 玫，季劲钧，彭莉莉.青藏高原1981～2000年植被净初级生产力对气候变化的响应［J］.气候与环境研究，2008，13（5）：608～616.