组蛋白去乙酰化酶1、7在肾癌组织中的表达及临床意义探讨

组蛋白去乙酰化酶1、7在肾癌组织中的表达及临床意义探讨

刘婷婷1，左文东2，宋立友3， 晋学飞4

(1.吉林省军队离退休干部疗养中心，吉林 长春130000；2.吉林省前卫医院；

3.吉林省肿瘤医院；4.吉林大学中日联医院)

肾癌是泌尿外科常见的恶性肿瘤之一，又叫肾细胞癌或肾腺癌，是一种起源于肾小管上皮细胞的肾实质性肿瘤。目前，对于肾癌的发病机制，国内外仍无统一意见，但都认同肾癌的发生是多因素共同参与形成的[1]。组蛋白去乙酰化酶(HDAC)是一种蛋白酶，在人体内主要控制染色体的结构修饰和调节并控制基因的表达。在细胞核中，组蛋白的乙酰化和去乙酰化的速率大致相同，处于动态平衡，其速率就是由组蛋白乙酰化转移酶(HAT)和组蛋白去乙酰化酶(HDAC)共同调控的。HDAC-1在细胞周期中，主要起到控制细胞周期和转录因子的分化与增殖；HDAC-7近年来在多种肿瘤中都发现了其有过表达的情况，王君等人认为HDAC-7可以作为诊断肾癌的肿瘤标记物之一，并且可以检测其预后情况[2]。本次研究着重探讨HDAC-1和HDAC-7在肾癌组织中的表达情况及其临床意义，现将研究结果报道如下。

1材料与方法

1.1　一般资料

随机选取2013年1月至7月期间，我院泌尿外科收治的、经术后病理检查确诊为肾癌的患者67例。其中男性44例，女性23例，年龄范围48-72岁，平均年龄(57.3±9.6)岁。透明细胞癌51例，颗粒细胞癌9例，混合细胞癌5例，未分化细胞癌2例。根据临床TNM分期，Ⅰ期12例，Ⅱ期15例，Ⅲ期29例，Ⅳ期11例。根据病理分级标准：Ⅰ级为分化良好，Ⅱ级为中等分化，Ⅲ级为分化不良，其中Ⅰ级24例，Ⅱ级28例，Ⅲ级15例。

1.2　研究方法

术中寻找目标瘤体，沿瘤体边缘选取无坏死的肿瘤组织，取2-4 mm作为病例标本[3]，在癌旁取正常组织2-4 mm作为正常标本，用液氮保存，送检。如不能及时送检，将标本保存在-80℃的冰柜内。

标本用10%的甲醛固定，脱水、包埋，做厚度为3 μm的切片3-5张。采用免疫组织化学法(S-P法)对标本切片进行染色，切片脱蜡、水化后，用3%的过氧化氢溶液对过氧化物酶进行阻断，持续15 min。HDAC-1选取鼠抗人HDAC-1单抗，HDAC-7选取兔抗人HDAC-7单抗，阴性对照选用浓度为1%的PBS缓冲液作为一抗，利用苏木精复染后，用DAB试剂盒显色后用显微镜观察标本切片。所有试剂盒均购自上海研晶生物科技有限公司，所有操作均按照相应说明书严格进行操作。

阳性表达判定方法：细胞染色标准：在细胞浆内出现浅黄色、棕黄色或黄褐色颗粒为染色细胞。在400倍光学显微镜下，每张切片随机选取4个视野，每个视野对1000个细胞进行染色计数，观察每个标本的所有切片，计算平均染色细胞数，作为该例标本的染色数量。阴性(-)：染色细胞数量<25%；弱阳性(+)：染色细胞数量在25%-75%；强阳性(++)：染色细胞数量>75%。所有标本标本均由两位病理专家独立审阅并给出结果，当两位专家意见不一致时，请第三位专家独立给予判定。阳性率=(表达阳性标本数+表达强阳性标本数)/该组总标本数×100%。

1.3　统计学方法

采用SPSS 20.0软件对所有实验所得数据进行处理，对计数资料用卡方检验，对计量资料用t检验，组间比较采用秩和检验，取α=0.05作为检验水准。

2结果

2.1　HDAC-1和HDAC-7在肾癌组织和癌旁正常组织中的表达情况

绝大部分肾癌组织中观察到了HDAC-1和HDAC-7的表达情况。HDAC-1染色颗粒主要出现在细胞浆内，HDAC-7染色颗粒主要出现在肾小管上皮细胞细胞核中，还有部分出现在肾小球上皮细胞细胞核中。HDAC-1在肾癌组织中的阳性表达率为80.60%，其中弱阳性21例，强阳性33例，而正常组织中只有7例表达弱阳性，其余均为阴性表达，HDAC-1在肾癌组织中的阳性表达率显著高于正常组织(P<0.05)。HDAC-7在肾癌组织中阳性表达率为61.19%，其中弱阳性29例，强阳性12例，在正常组织中仅有8例表达弱阳性，其余均表达阴性，HDAC-7在肾癌组织中的阳性表达率显著高于正常组织(P<0.05)。

2.2　不同临床分期HDAC-1和HDAC-7的表达情况

13例阴性表达的HDAC-1主要集中在临床分期为Ⅰ期和Ⅱ期的标本中，分别有7例和6例，而Ⅲ期和Ⅳ期标本中HDAC-1全部为阳性表达，随着临床分期的提高，HDAC-1的阳性表达率也随之升高，组间比较具有显著差异(P<0.05)。Ⅰ期和Ⅱ期的标本中，HDAC-7多为阳性表达，在Ⅲ期和Ⅳ期标本中，HDAC-7多为阴性表达，随着临床分期的提升，HDAC-7的阳性表达率也随之下降，组间具有统计学差异(P<0.05)，见表1。

表1　不同临床分期HDAC-1和HDAC-7的表达情况(n)

注：与Ⅰ期比较，*P<0.05；与Ⅱ期比较，#P<0.05

2.3　不同病理分级HDAC-1和HDAC-7的表达情况

病理分级为Ⅰ级的标本中，仅有约1/2的标本HDAC-1表达阳性，而病理分级为Ⅱ级和Ⅲ级的标本中，绝大部分标本HDAC-1呈阳性表达，随着病理分级的提高，HDAC-1的阳性表达率也随之提高，组间具有统计学差异(P<0.05)。病理分级为Ⅰ级的标本中，绝大多数标本HDAC-7呈阳性表达，随着病理分级的提高，HDAC-1的阳性表达率随之降低，组间具有统计学差异(P<0.05)，见表2。

注：与Ⅰ级比较，*P<0.05；与Ⅱ级比较，#P<0.05

3讨论

组蛋白去乙酰化酶(HDAC)是一种类蛋白酶，其主要功能是在细胞染色体修饰过程中和基因表达时发挥调节作用，同时对组蛋白的去乙酰化过程起到调控作用，使之与组蛋白的乙酰化速率接近，从而达到一个动态平衡[4，5]。根据与酵母菌的同源性，HDAC可以分为三型，HDAC-1属于Ⅰ型，HDAC-7属于Ⅱ型。近年来，HDAC-1在多种肿瘤中(如结肠癌、乳腺癌、前列腺癌等)被发现有高表达的情况，Yu J等人在研究中发现，HDAC-1有促进肿瘤细胞增殖的能力，并且与肿瘤细胞对周围组织的浸润和向远处转移有密切关系[6]。作为第一个在哺乳类动物细胞中发现的HDAC，HDAC-1被认为具有调节基因转录的动能。魏曙光等人在研究中发现，HDAC-1几乎参与了整个细胞周期，并且，HDAC-1可以通过对线粒体转位的控制，来促进癌基因的活化和表达[7]。而Takashi等人在对肿瘤细胞中HDAC-1进行干涉的实验中发现，缺少HDAC-1的肿瘤细胞，有丝分裂过程会被抑制，取而代之的是Caspase-3的激活，这种改变可以直接导致肿瘤细胞进入凋亡程序，故提出了HDAC-1抑制剂来治疗肿瘤的新观点[8]。HDAC-7在体内的作用是与肌细胞结合因子-2(MEF-2)结合，对MMP-10(基质金属蛋白酶-10)的表达起到抑制作用，MMP-10可以讲解细胞外基质，这种作用在血管内皮细胞尤为明显[9]。HDAC-7通过上述作用将内皮细胞和平滑肌细胞紧密的连接。Glaser在研究中发现，若HDAC-7的表达发生障碍，则内皮细胞和平滑肌细胞之间的粘附作用会大大降低[10]。本次研究着重探讨HDAC-1和HDAC-7在肾癌组织中的表达情况，为肾癌的治疗提供新思路。

从本次研究的结果中可以看出，肾癌组织中HDAC-1和HDAC-7的阳性表达率均显著高于正常组织(P<0.05)，正常组织中未发现HDAC-1和HDAC-7有强阳性表达，仅有7例和8例的阳性表达。而在对不同临床分期和病理分级的肿瘤标本的检查中发现，随着临床分级和病理分期的提高，HDAC-1的阳性表达率逐渐升高，而HDAC-7的阳性表达率逐渐下降。可以认为HDAC-1在肿瘤发生发展过程中起到了一定作用，正是由于HDAC-1的高表达，才使得抑癌基因被抑制，而原癌基因被激活，随着肿瘤的生长，HDAC-1的表达越来越强烈，可能是肿瘤产生了某种刺激HDAC-1表达的因子，两者互成因果。本次研究只对HDAC-1的表达做了定性研究，至于其定量检测可不可以作为肾癌诊断和评估预后的标志，还有待进一步研究。本次研究结果还发现，随着临床分期和病理分级的提高，HDAC-7的阳性表达率随之降低。这说明HDAC-7的阳性表达率与肿瘤的自然病程和恶性程度均相关。肿瘤细胞生长十分迅速，而当其向远处发生转移时，需要有血管的支持，而HDAC-7的阳性表达率逐渐降低，可能肿瘤血管向外发生转移时的一种特殊变化，也可以认为有其它的促癌因素抑制了HDAC-7的表达。

综上，HDAC-1和HDAC-7在肾癌组织中的表达阳性率显著高于正常肾组织；临床分期和病理分级越高，HDAC-1表达阳性率越高，HDAC-7表达阳性率越低。HDAC-1和HDAC-7可能是促进肾癌形成的一种因子。

参考文献：

[1]Anja Lachenmayer,Sara Toffanin,Laia Cabellos,et al.Combination therapy for hepatocellular carcinoma:Additive preclinical efficacy of the HDAC inhibitor panobinostat with sorafenib[J].Journal of Hepatology,2012,56(6):1552.

[2]王君.HDAC7在肾癌组织中的表达及其临床意义[D].安徽医科大学,2012.

[3]Kurundkar Deepali,Srivastava Ritesh K,Chaudhary Sandeep C,et al.Vorinostat,an HDAC inhibitor attenuates epidermoid squamous cell carcinoma growth by dampening mTOR signaling pathway in a human xenograft murine model.[J].Toxicology and Applied Pharmacology,2012,266(2):1025.

[4]王勇.组蛋白乙酰基转移酶MYST1与肾细胞癌关系的研究[D].吉林大学,2013.

[5]A.Iglesias-Linares,R.M.Yaez-Vico,M.A.González-Moles.Potential role of HDAC inhibitors in cancer therapy:Insights into oral squamous cell carcinoma[J].Oral Oncology,2010,46(5):2469.

[6]Yu J,Mi J,Wang Y,et al.Regulation of radiosensitivity by HDAC inhibitor trichostatin A in the human cervical carcinoma cell line Hela.[J].European Journal of Gynecological Oncology,2012,33(3):36.

[7]魏曙光,窦中岭,孙国贤,等.Caveolin-1和HDAC1蛋白在肾细胞癌中的表达及意义[J].现代泌尿生殖肿瘤杂志,2013,01:32.

[8]Takashi Yoshioka,Shingo Yogosawa,Takeshi Yamada,et al.Combination of a novel HDAC inhibitor OBP-801/YM753 and a PI3K inhibitor LY294002 synergistically induces apoptosis in human endometrial carcinoma cells due to increase of Bim with accumulation of ROS[J].Gynecologic Oncology,2013,13:468.

[9]马永良.DNMT1和HDAC1在肾透明细胞癌中的表达及其相关性研究[D].河北医科大学,2012.

[10]Glaser Keith B,Staver Michael J,Waring Jeffrey F,et al.Gene expression profiling of multiple histone deacetylase (HDAC) inhibitors:defining a common gene set produced by HDAC inhibition in T24 and MDA carcinoma cell lines[J].Molecular Cancer Therapeutics,2003,2(2):164.

收稿日期：(2013-12-14)

文章编号：1007-4287(2015)01-0115-03