禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼生化及非特异性免疫指标的影响

李 芹，唐洪玉，郑永华，邓丽蓉

(西南大学 动物科技学院 水产科学系，重庆 北碚 400715)

禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼生化及非特异性免疫指标的影响

李 芹，唐洪玉，郑永华，邓丽蓉

(西南大学 动物科技学院 水产科学系，重庆 北碚 400715)

【目的】 研究禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼生长、血液学、生物化学及非特异性免疫指标的影响。【方法】 将厚颌鲂幼鱼分成4组，分别为对照组(正常投喂24 d，F0)、禁食3 d后连续投喂21 d(F3组)、禁食7 d后连续投喂17 d(F7组)、禁食12 d后连续投喂12 d(F12组)，在禁食前、禁食后及恢复投喂后取样，检测其生长指标(体质量、体长、肥满度、肝体指数(HSI)、脏体指数(VSI))、红细胞压积、血清皮质醇质量浓度、血糖浓度及血清、肝胰脏和头肾超氧化物歧化酶(SOD)、溶菌酶活性。【结果】 禁食后，厚颌鲂幼鱼的肥满度、肝体指数、脏体指数大多显著降低(P<0.05)，恢复投喂后均能恢复至正常水平(F12组VSI除外)。禁食后恢复投喂对幼鱼的红细胞压积无显著影响(P>0.05)。F3、F7组幼鱼的血糖在禁食后与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)，而F12组幼鱼在禁食后血糖浓度显著下降(P<0.05)，恢复投喂后各试验组血糖浓度均恢复至正常水平。禁食后F3组幼鱼皮质醇质量浓度与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)，而F7、F12组幼鱼皮质醇质量浓度则极显著升高 (P<0.01)，恢复投喂后均恢复至对照组(F0)水平。禁食后F3组幼鱼血清和肝胰脏SOD活性与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)，F7、F12组幼鱼血清和肝胰脏SOD活性显著降低(P<0.05)，恢复投喂后血清和F3、F7组肝胰脏SOD活性与对照组无显著性差异(P>0.05)，F12组幼鱼肝胰脏SOD活性显著低于对照组(P<0.05)。禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼肝胰脏溶菌酶活性无显著影响(P>0.05)。禁食后F3、F7组幼鱼血清溶菌酶活性与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)，F12组幼鱼血清溶菌酶活性显著低于对照组(P<0.05)，恢复投喂后，各试验组血清溶菌酶活性均与对照组(F0)无显著差异(P>0.05)。禁食后，F3组幼鱼头肾溶菌酶活性与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)，F7、F12组幼鱼头肾溶菌酶活性显著降低(P<0.05)，恢复投喂后，F3、F7组幼鱼头肾溶菌酶活性分别与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)，但F7组幼鱼头肾溶菌酶活性显著低于F3组，F12组幼鱼头肾溶菌酶活性显著低于对照组(P<0.05)。【结论】 厚颌鲂幼鱼在禁食3 d投喂21 d时能达到完全性补偿生长，也不会降低幼鱼的非特异性免疫水平。建议在厚颌鲂养殖过程中采用禁食-再投喂的方式诱导鱼类的补偿生长时，禁食期以不超过4 d为宜。

厚颌鲂(Megalobramapellegrini)；禁食-再投喂；生长指标；生物化学指标；非特异性免疫指标

在商品鱼的养殖过程中，适宜的投喂策略会明显降低养殖成本，因此养殖者经常会采取禁食-再投喂的方式诱导鱼类的补偿生长。但当鱼类处于禁食状态下会发生一系列的行为和适应性的生理生化变化来适应这种不利的条件[1-2]，而这些适应性的变化可能会影响鱼类的养殖福利。多年来对鱼类饥饿胁迫的研究多集中在饥饿对鱼体的生长、体组成及消化生理等方面。近年来，国内外学者如Morshedi等[3]、Barcellos等[4]、Bayir等[5]探讨了禁食对鱼类血液学及非特异性免疫方面的影响。厚颌鲂(Megalobramapellegrini)隶属于鲤科(Cyprinidae)鲌亚科(Cultrinae)鲂属(Megalobrama)，地方名“乌鳊”、“鳊鱼”，是长江上游重要的经济鱼类[6]。本试验在养殖条件下对厚颌鲂幼鱼进行禁食后再投喂，测定了禁食后再投喂幼鱼的生长、部分血液学、生物化学及非特异性免疫指标，研究了禁食对厚颌鲂幼鱼养殖过程中福利的影响，探讨了适宜厚颌鲂幼鱼生长的投喂策略，以期为厚颌鲂的人工养殖奠定一定的理论基础。

1 材料与方法

1.1 试验鱼

厚颌鲂幼鱼来源于重庆市东平水产养殖有限公司，所有幼鱼均由同一批受精卵孵化。试验鱼在容积为200 L的水族箱暂养1周，投喂水蚯蚓。

1.2 试验设计

挑选规格整齐，体格健壮，体质量平均为(4.02±0.96) g/尾的幼鱼360尾。按下列组别随机分组后放入20 L小水族缸进行试验。每组3个重复，每个水族缸放鱼30尾。F0组(对照组)：连续投喂24 d；F3组：禁食3 d后连续投喂21 d；F7组：禁食7 d后连续投喂17 d；F12组：禁食12 d后连续投喂12 d。投喂期间各组幼鱼每天投喂3次，时间分别为上午08:00，中午12:00，晚上18:00，饵料为水蚯蚓，每次投喂1 h后将残余饵料清除干净。养殖期间水温(26.0±0.5) ℃，溶氧(6.79±0.28) mg/L，自然光照。

1.3 样品采集与处理

1.3.1 样品采集 各组分别在禁食前、禁食后和整个试验结束后取样，每次取样时间均为取样日的早上08:00(喂食前)，每试验组每个重复取6尾鱼，分别用于生长样品和血液样品的测定。为了避免应激对检测数据的影响，在取样时3个操作者同时操作，每组鱼取样时间不超过2 min。

1.3.2 生长样品的处理 每尾鱼先测体长和体质量，之后再置于冰盘解剖，取出内脏后，称取内脏质量，分别剥离肝胰脏和头肾后称质量。称质量后的肝胰脏和头肾置于-80 ℃低温冰箱保存，用于测定SOD和溶菌酶活性。

1.3.3 血液样品的处理 将样品鱼放入200 mg/L的MS-222溶液中麻醉。鱼侧翻后取出，立即断尾取血约1.0 mL，将血液分成2份,1份立即采用毛细管血液离心机3 000g离心10 min，读取红细胞压积。另1份血液样品置4 ℃冰箱过夜，于4 ℃条件下以1 500g离心10 min，收集血清，-80 ℃保存，用于测定血糖浓度、血清皮质醇质量浓度及SOD和溶菌酶活性。

1.4 测定项目及方法

1.4.1 生长指标的测定 肝体指数(HSI)的计算:

HSI=(肝质量/体质量)×100%。

脏体指数(VSI)的计算:

VSI=(内脏质量/体质量)×100%。

肥满度(K)的计算:K=100×(W/L3)。

式中：W为体质量(g)，L为体长(cm)。

特定生长率(SGR)的计算公式如下：

SGR=100(ln FBW-ln IBW)/T。

式中：IBW为恢复生长时的体质量(g),FBW为终末体质量(g),T为投喂时间(d)

1.4.2 血液学、生物化学及非特异性免疫指标的测定 将样品鱼的一部分血清按照Eddie等[7]的方法制备提取物，采用酶联免疫吸附法测定血清皮质醇含量，所用试剂盒购自北京方程生物科技有限公司；另一部分血清采用南京建成生物工程研究所试剂盒检测血糖及血清SOD和溶菌酶活性。取头肾、肝胰脏组织解冻后，用滤纸吸干水分，准确称取质量，按质量体积比加入9倍的预冷生理盐水，用匀浆器匀浆成10%组织匀浆液，4 ℃、4 000 r/min离心10 min,取上清液，然后采用南京建成生物工程研究所试剂盒检测肝胰脏SOD、溶菌酶活性以及头肾溶菌酶活性。

1.5 数据统计分析

试验数据用“平均值±标准误”表示，采用SPSS 19.0统计软件进行one-way ANOVA分析，组间差异进行Duncan’s多重比较。

2 结果与分析

2.1 禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼生长的影响

禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼生长的影响如表1所示。

注：同列数据后标不同小写字母表示差异显著(P<0.05)。下表同。

Note:Different lowercase letters in each column indicate significant differences between the groups (P<0.05).The same for below tables.

由表1可以看出，随着禁食时间的增加，禁食后厚颌鲂幼鱼体质量呈下降趋势，且各试验组间均存在显著性差异(P<0.05)，尤其是F12组幼鱼体质量仅为(3.19±0.37) g/尾。再投喂后各组幼鱼均能恢复生长，F3组幼鱼的体质量达(7.65±0.39) g/尾，超过了对照组(F0)体质量，但两组间差异不显著(P>0.05)，而F12组幼鱼体质量仅为(6.78±0.52) g/尾，显著低于其他各组幼鱼 (P<0.05)。禁食后厚颌鲂幼鱼体长各组间无显著性差异(P>0.05)，恢复生长后，F3组幼鱼体长与对照组间无显著性差异(P>0.05)，而F7、F12组幼鱼体长则显著低于对照组(F0)和F3组幼鱼(P<0.05)。各试验组的特定生长率均显著高于对照组(F0) (P<0.05)。

禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼的肥满度、肝体指数和脏体指数的影响如表2所示。由表2可知，F3组厚颌鲂幼鱼禁食后，肥满度、肝体指数及脏体指数较对照组(F0)略有降低，但无显著性差异(P>0.05)；F7、F12组幼鱼禁食后，其肥满度、肝体指数及脏体指数显著低于对照组(F0) (P<0.05)。恢复投喂后，F3组和F7组幼鱼的肥满度、肝体指数及脏体指数均恢复至正常水平，其中F7组幼鱼肥满度显著高于对照组(F0)，其他组与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)；F12组幼鱼的肥满度和肝体指数恢复至正常水平，而脏体指数显著低于对照组(F0)及其余试验组(P<0.05)。

2.2 禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼血液及生化指标的影响

禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼红细胞压积的影响如图1所示。由图1可知，在整个禁食过程中，F3、F7、F12组幼鱼禁食后红细胞压积分别为(32.16±1.89)%，(33.76±3.01)%和(31.47±1.79)%，均高于同期对照组(F0)，但无显著性差异(P>0.05)。恢复投喂后，对照组(F0)及F3、F7、F12组厚颌鲂幼鱼红细胞压积分别为(31.44±2.68)%，(31.79±2.14)%，(32.05±2.76)%和(31.72±1.89)%，各组间无显著性差异(P>0.05)。

禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼血糖的影响如图2所示。由图2可知，F3、F7组厚颌鲂幼鱼禁食后血糖浓度有所降低，分别为(6.02±0.61)和(5.87±0.73) mmol/L，但与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)；而F12组幼鱼禁食后血糖为(4.16±0.68) mmol/L，显著低于对照组(F0) (P<0.05)。恢复投喂后，各试验组的血糖浓度均恢复至正常水平，与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)。

从图3可知，F3组厚颌鲂幼鱼禁食后，皮质醇质量浓度略有增加，为(9.21±1.01) ng/mL，与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)；而F7、F12组幼鱼禁食后，皮质醇质量浓度分别为(31.25±2.89)和(34.56±3.24) ng/mL，极显著高于对照组(F0) (P<0.01)。恢复投喂后，皮质醇质量浓度均恢复至正常水平，与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)。

2.3 禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼非特异性免疫指标的影响

2.3.1 SOD活性 禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼SOD活性的影响如图4所示。由图4可以看出，禁食后，F3组厚颌鲂幼鱼血清SOD活性为 (33.05±3.17) U/mL，略高于对照组(F0)，但差异不显著(P>0.05)；F7组、F12组幼鱼血清SOD活性分别为(27.52±2.04) 和(18.44±2.47) U/mL，显著低于对照组(F0) (P<0.05)。恢复投喂后，F3、F7、F12组幼鱼血清SOD活性均恢复至正常水平，与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)。

由图4还可以看出，禁食后，F3组厚颌鲂幼鱼肝胰脏SOD活性升高，与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)；F7、F12组幼鱼肝胰脏SOD活性分别为(51.28±4.39)和 (49.21±4.07) U/mg，显著低于对照组(F0) (P<0.05)。恢复投喂后，F3、F7组幼鱼肝胰脏SOD活性恢复至正常水平，与对照组(F0)无显著差异(P>0.05)， F12组幼鱼肝胰脏SOD活性显著低于对照组(F0)和F3、F7组幼鱼(P<0.05)。

2.3.2 溶菌酶活性 禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼溶菌酶活性的影响如图5所示。从图5可知，禁食后，F3、F7组厚颌鲂幼鱼血清溶菌酶活性分别为(1.08±0.16)和(0.95±0.14) U/mL，均略高于对照组(F0)，但无显著性差异(P>0.05)；F12组幼鱼禁食后，血清溶菌酶活性为 (0.74±0.06) U/mL，显著低于对照组(F0)(P<0.05)。恢复投喂后，F3、F7、F12组幼鱼血清溶菌酶活性均与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)。

由图5可见，F3组幼鱼禁食后头肾溶菌酶活性为(2.52±0.16) U/mg，略高于对照组(F0)，但差异不显著(P>0.05)；而F7、F12组幼鱼在禁食后头肾溶菌酶活性分别为(1.81±0.15)和(1.67±0.11)U/mg，均显著低于对照组(F0) (P<0.05)。恢复投喂后，F3、F7组幼鱼头肾溶菌酶活性分别与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)，但F7组幼鱼头肾溶菌酶活性显著低于F3组(P<0.05)；F12组幼鱼头肾溶菌酶活性未恢复至正常水平，显著低于对照组(F0)(P<0.05)。

由图5可见，F3、F7、F12组厚颌鲂幼鱼肝胰脏溶菌酶活性在禁食后均略有下降，但与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)。恢复投喂后，F3、F7、F12组幼鱼肝胰脏溶菌酶活性均恢复至正常水平，与对照组(F0)无显著性差异(P>0.05)。

3 讨 论

3.1 禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼生长指标的影响

在本研究中，随着禁食时间的增加，禁食后厚颌鲂幼鱼体质量显著降低(P<0.05)，恢复投喂后，F3组幼鱼经禁食后能完全恢复至正常水平，而F7、F12组幼鱼的体质量和体长指标经禁食后均显著低于对照组(P<0.05)，而其特定生长率均显著高于对照组和F3组，表现出部分补偿生长的能力。该结果与程宵玲[8]对厚颌鲂幼鱼的研究结果一致，表明厚颌鲂幼鱼在禁食4 d以上再恢复投喂即不能表现出完全补偿生长的能力。

肥满度是衡量鱼类能量储存及反映鱼类健康的一个粗略的指标，其值的变化可以反映出鱼类营养状况的变化[9]。本试验的研究结果与学者对团头鲂(MegalobramaamblycephalaYih)[10]、赤鲷(Pagruspagrus(Linnaeus))[11]的研究结果一致。表明短时间禁食并不会影响鱼类的营养及福利状况。同样，鱼类的肝体指数和脏体指数也是反映其营养状况的指标。在瓦氏黄颡鱼(Pelteobagrusvachelli)[12]、大西洋鳕(GadusmorhuaL.)[13]的研究也发现，禁食后其肝体指数也会降低，这与本研究的结果有一致性。但在犬齿牙鲆(Paralichthysdentatus)[14]的研究中则发现，饥饿对肝体指数的影响不大。这可能是由于不同鱼的肝脏在能量储藏过程中所起作用不同，在饥饿过程中肝脏的变化也就各不相同。程宵玲[8]研究表明，厚颌鲂幼鱼在饥饿过程中会主要消耗糖原和脂肪。因此在发生饥饿胁迫时由于糖原和脂肪的消耗，作为糖原和脂肪的主要储存器官的肝脏质量和体积均会变小，这就使得随禁食时间的延长导致厚颌鲂幼鱼的肝体指数显著降低。随着禁食时间的增加可引起鱼类消化道及其附属腺体的全面退化[15]。本研究中F12组幼鱼脏体指数在恢复投喂后仍不能恢复至正常水平，这可能表明，厚颌鲂幼鱼经短时间的禁食并不会影响其营养状况，但随禁食时间的延长可能会导致饥饿效应持续作用于鱼体，从而影响厚颌鲂幼鱼的营养状况。

3.2 禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼血液及生化指标的影响

鱼类红细胞压积的降低反映了血液输氧能力的下降,饥饿导致鱼体需氧量减少,进而使代谢水平降低,这是鱼类在饥饿时降低对储存能量的利用以维持基本生命活动的一种本能适应[16]。在本研究中，所有试验组在禁食过程中及恢复投喂后厚颌鲂幼鱼的红细胞压积均无显著性变化(P>0.05)，类似结果在舌齿鲈(Dicentrarchuslabrax,Linnaeus,1758)[17]、赤鲷[11]、黑点海鲷(Pagellusbogaraveo,Brünnich,1768)[17]等鱼类的研究中被证实。但也有研究表明，如胭脂鱼(Myxocyprinusasiaticus)[18]在饥饿至30 d时其红细胞压积会显著降低，鲈鱼(Lateolabraxjaponicus)[16]在饥饿4周后红细胞压积也会显著低于正常水平。这可能表明禁食时间会对红细胞压积产生明显的影响，但短时间的禁食并不会影响鱼类的红细胞压积。

在鱼类处于饥饿或营养不良时，因鱼的种类不同而表现出不同的结果，有些鱼类如虹鳟(Oncorhynchusmykiss)[19]、舌齿鲈[17]、黑点海鲷[17]等在禁食后并不会导致其血清皮质醇质量浓度的变化。在本研究中，厚颌鲂幼鱼血清皮质醇质量浓度在禁食3 d后与对照组无显著性差异(P>0.05)，而在禁食7 d、12 d后极显著高于对照组幼鱼(P<0.01)，类似结果在塞内加尔鳎(Soleasenegalensis)[20]、克林雷氏鲶(Rhamdiaquelen)[4]、欧洲鳗鲡(Anguillaanguilla)[21]、赤鲷[11]等鱼类中被证实。该结果可能表明，厚颌鲂幼鱼禁食时血清皮质醇对鱼体内能量物质的利用起到重要的作用，是幼鱼应对饥饿胁迫的一种反应，随着禁食时间的延长势必会影响幼鱼的养殖福利。

本研究中，厚颌鲂幼鱼禁食3 d和7 d组在试验期间血糖浓度无显著变化，而禁食12 d组幼鱼在禁食后血糖浓度显著低于对照组 (P<0.05)。通常认为鱼类在禁食后，血液中的葡萄糖并不能来源于食物，只能来源于肝糖原的分解和异生作用。厚颌鲂幼鱼在禁食12 d后其血糖浓度不能继续维持在正常水平，这与鱼体糖原的消耗有密切关系，这在程宵玲[8]对厚颌鲂幼鱼在禁食后对糖原的检测结果得以证实。因此，对于厚颌鲂幼鱼而言，随着禁食时间的延长，可能会对鱼体的营养状况、肝脏机能造成不利影响。

3.3 禁食后再投喂对厚颌鲂幼鱼非特异性免疫指标的影响

在本研究中，厚颌鲂幼鱼在禁食3 d后，血清和肝胰脏SOD活性均升高，但与对照组无显著性差异(P>0.05)， 而在禁食7 d和12 d后血清和肝胰脏SOD活性均显著下降(P<0.05)。在目前对鱼类的研究中发现，不同种类、不同年龄鱼类的SOD活性在饥饿状态下呈现出不同的变化。如异育银鲫(Carassiusauratusgibelio)[22]饥饿8 d后SOD活性显著降低，但随饥饿时间的延长SOD活性会显著增加。而褐鳟(Salmotrutta)[5]、舌齿鲈(Dicentrarchuslabrax,Linnaeus,1758)[23]则类同于厚颌鲂，在禁食后SOD活性会呈现出先升高的趋势，但随着禁食时间的延长SOD活性则会明显降低；在恢复投喂后，各试验组血清中SOD活性均能恢复至正常水平，但禁食12 d的幼鱼肝胰脏SOD活性则未能恢复至正常水平。这可能表明由于禁食时间延长导致的机体氧化损害在恢复投喂后并未得到恢复，会导致机体消除活性氧自由基的能力降低，从而会使鱼体体内免疫水平降低。

本研究中,厚颌鲂血清、肝胰脏及头肾溶菌酶活性在禁食后再投喂的研究结果类似于赤鲷[11]、黑点海鲷[17]、黄颡鱼(Pelteobagrusfulvidraco)[24]。在舌齿鲈[17]的研究中则发现，其血浆和头肾的溶菌酶活性在饥饿胁迫下无显著性变化。而中华鲟(Acipensersinensis)[25]则随着饥饿时间的增加其头肾溶菌酶活性会显著增加。这些不同的研究结果可能说明，鱼类溶菌酶活性在饥饿胁迫下的变化情况随鱼的种类、年龄、性别、受检组织及饥饿时间的不同而不同。厚颌鲂幼鱼血清、肝胰脏和头肾溶菌酶活性中，以头肾溶菌酶活性最大，主要是因为头肾是鱼类重要的免疫器官，内含丰富的白血球，而鱼类溶菌酶主要是由嗜中性白细胞和单核细胞等白细胞产生的[26]。而这也可能是头肾溶菌酶活性受到饥饿胁迫的影响最为明显的原因。厚颌鲂在禁食初期溶菌酶活性略有升高，可能是鱼体在饥饿胁迫下免疫系统会启动保护机制以维持机体的生理功能及适应环境，而当进一步延长禁食时间后免疫系统的承受能力到达极限后，溶菌酶活性会降低，鱼体的非特异性免疫水平也会下降。

综上所述，厚颌鲂幼鱼在禁食3 d投喂21 d的投喂方案下，能达到完全性补偿生长，且禁食对厚颌鲂幼鱼的部分血液学、生物化学指标无不利影响，尤其是短期禁食不会降低鱼体的非特异性免疫水平，不会影响鱼体的营养状况、健康状况及养殖福利。因此，在厚颌鲂的养殖过程中，建议在采用禁食-再投喂的方式诱导鱼类的补偿生长时，禁食期以不超过4 d为宜。

[1] Bélanger F,Blier P U,Dutil J D.Digestive capacity and compensatory growth in Atlantic cod (Gadusmorrhua) [J].Fish Physiology and Biochemistry,2002,26:121-128.

[2] Mccue M D.Starvation physiology:Reviewing the different str-ategies animals use to survive a common challenge [J].Comparative Biochemistry and Physiology:Part A,2010,156:1-18.

[3] Morshedi V,Ashouri G,Khochanian P,et al.Effects of short-term starvation on hematological parameters in cultured juvenile Beluga [J].Journal of Veterinary Research,2011,66:363-368.

[4] Barcellos L J G,Marqueze A,Trapp M,et al.The effects of fa-sting on cortisol,blood glucose and liver and muscle glycogen in adult jundiáRhamdiaquelen[J].Aquaculture,2010,300:231-236.

[5] Bayir A,Sirkecioglu A N,Bayir M,et al.Metabolic responses to prolonged starvation,food restriction,and refeeding in the brown trout,Salmotrutta:Oxidative stress and antioxidant defenses [J].Comparative Biochemistry and Physiology:Part B,2011,159:191-196.

[6] 丁瑞华.四川鱼类志 [M].成都:四川科学技术出版社，1994.

Ding R H.The fishes of Sichuan [M].Chengdou:Sichuan Publishing House of Science and Technology,1994.(in Chinese)

[7] Eddie E D,Norman Y S W.Ontogeny of thyroid hormones,cortisol,hsp70 and hsp90 during silver sea bream larval development [J].Life Sciences,2003,72:805-818.

[8] 程宵玲.厚颌鲂幼鱼继饥饿后的补偿生长研究 [D].重庆：西南大学,2009.

Cheng X L.Compensatory growth response to following starvation in juvenile ofMegalobramapellegrini[D].Chongqing:Southwest University,2009.(in Chinese)

[9] Goede R W,Barton B A.Organismic indices and an autopsy-based assessment as indicators of health and condition of fish [J].American Fisheries Society Symposium,1990,8:93-108.

[10] 乔秋实,徐维娜,朱 浩,等.饥饿再投喂对团头鲂生长、体组成及肠道消化酶的影响 [J].淡水渔业,2011,41(2):63-68.

Qiao Q S，Xu W N，Zhu H,et al.Effects of starvation-and-refeeding on the growth，body composition and intestinal digestive enzyme ofMegalobramaamblycephalaYih [J].Freshwater Fisheries,2011,41(2):63-68.(in Chinese)

[11] Gabriella C,Maria G D,Rosalba C,et al.Short fasting and refeeding in red porgy (Pagruspagrus,Linnaeus 1758):Response of some haematological,biochemical and non specific immune parameters [J].Marine Environmental Research,2012,81:18-25.

[12] 陈锦云, 陈玉翠.饥饿对瓦氏黄颡鱼消化管、肝指数和性腺指数的影响 [J].生物学杂志,2010,27(5):67-68.

Chen J Y，Chen Y C.Efects of starvation on alimentary canal，HSI and GI ofPelteobagrusvachelli[J].Journal of Biology,2010,27(5):67-68.(in Chinese)

[13] Henriette H,Albert K,Imsland C D,et al.Effect of different feeding regimes on growth in juvenile Atlantic cod,GadusmorhuaL. [J].Aquaculture,2012,364/365:298-304.

[14] Cavallotti C,Cavallotti D,Peseosolldo N,et al.Age-related cha-nges in rat optic nerve:Morph-ological studies [J].Anat Histol Embryol,2003,32(1):12-16.

[15] Yin X,Baek R C,Kirschner D A,et al.Evolution of a neuroprotective function of central nervous system myelin [J].J Cell Bio1,2006,172(3):469-478.

[16] 钱云霞,陈惠群,孙江飞.饥饿对养殖鲈鱼血液生理生化指标的影响 [J].中国水产科学,2002,9(2):133-137.

Qian Y X,Chen H Q,Sun J F.Effects of starvation on hematological and blood biochemical indices in culturedLateolabraxjaponicus[J].Journal of Fishery Sciences of China,2002,9(2):133-137.(in Chinese)

[17] Caruso G,Denaro M G,Caruso R,et al.Response to short term starvation of growth,haematological,biochemical and non-specific immune parameters in European sea bass (Dicentrarchuslabrax,Linnaeus,1758) and blackspot sea bream (Pagellusbogaraveo,Brünnich,1768) [J].Marine Environmental Research,2011,72:46-52.

[18] 金 丽,赵 娜,周传江,等.饥饿对胭脂鱼血液指标及造血的影响 [J].水生生物学报,2012,36(4):665-673.

Jin L,Zhao N,Zhou C J,et al.Effects of starvation on hematological parameters and hematogenesis inMyxocyprinusasiaticus[J].Acta Hadrobiologica Ainica,2012,36(4):665-673.(in Chinese)

[19] Pottinger T G,Rand-Weaver M,Sumpter J P.Overwinter fas-ting and refeeding in rainbow trout:Plasma growth hormone and cortisol levels in relation to energy mobilization [J].Comparative Biochemistry and Physiology:Part B,2003,136:403-417.

[20] Yvette S W,Gonzalo M,Manuel Y,et al.Food deprivation induces chronic stress and affects thyroid hormone metabolism in Senegalese sole (Soleasenegalensis) post-larvae [J].Comparative Biochemistry and Physiology:Part A,2012,162:317-322.

[21] Caruso G,Maricchiolo G,Micale V,et al.Physiological responses to starvation in European eel (Anguillaanguilla):Effects on haematological,biochemical,non-specific immune parameters and skin structure [J].Fish Physiology and Biochemistry,2010,36:71-83.

[22] 姚 峰,甄恕其,杨严鸥.循环饥饿后异育银鲫幼鱼的补偿生长及部分生理生化指标的变化 [J].淡水渔业,2010,40(4):39-43.

Yao F,Zhen S Q,Yang Y O.Compensatory growth and some physiological and biochemical indices after experiencing cycles of feed deprivation and re-feeding in young fish of gibel carp,Carassiusauratusgibelio[J].Freshwater Fisheries,2010,40(4):39-43.(in Chinese)

[23] Efthimia A,Elissavet K,Konstantinos F,et al.Starvation and re-feeding affect hsp expression,MAPK activation and antioxidant enzymes activity of European Sea Bass (Dicentrarchuslabrax) [J].Comparative Biochemistry and Physiology:Part A,2013,165:79-88.

[24] 孙红梅,黄 权,丛 波.饥饿对黄颡鱼血液中几种免疫相关因子的影响 [J].大连水产学院学报,2006,21(4):307-310.

Sun H M,Huang Q,Cong B.Effects of starvation on factors associated with immunity in yellow catfish (Pelteobagrusfulvidraco) [J].Journal of Dalian Fisheries University,2006,21(4):307-310.(in Chinese)

[25] Feng G P,Shi X T,Huang X R,et al.Oxidative stress and antioxidant defenses after long-term fasting in blood of Chinese Sturgeon (Acipensersinensis) [J].Procedia Environmental Sciences,2011,8:465-479.

[26] 韩加凤,华雪铭,黄旭雄,等.壳聚糖投喂方式对草鱼抗饥饿胁迫能力的影响 [J].水产学报,2010,34(3):459-465.

Han J F,Hua X M,Huang X X,et al.Effects of feeding modes of chitosan on prevention of starvation ofCtenopharyngodonidellus[J].Journal of Fisheries of China,2010,34(3):459-465.(in Chinese)

Effects of fasting and re-feeding on biochemical and non-specific immune indexes ofMegalobramapellegrinijuvenile

LI Qin,TANG Hong-yu,ZHENG Yong-hua,DENG Li-rong

(DepartmentofFisheriesScience,CollegeofAnimalScienceandTechnology,SouthwestUniversity,Beibei,Chongqing400715,China)

【Objective】 The effects of fasting and re-feeding on growth and hematological,biochemical and non-specific immune indexes ofMegalobramapellegrinijuvenile were studied.【Method】Megalobramapellegrinijuveniles were distributed in four experimental groups.The first group was considered as the control (fed normally F0) while the other three groups were fasted for 3 d(F3),7 d(F7),and 12 d (F12),respectively before re-feeding to 24 d.The growth parameters (weight,length,fatness K,HSI,and VSI),hematocrit,serum cortisol,blood glucose and serum,hepatopancreas,head-kidney SOD activities and lysozyme activities inMegalobramapellegrinijuveniles were determined before and after fasting and after re-feeding.【Result】 After fasting,most of the growth parameters including fatness K,HIS,and VSI significantly decreased (P<0.05),and these parameters could return to normal levels after re-feeding (except for the VSI of F12).The hematocrit of juveniles was not significantly affected by fasting and re-feeding (P>0.05).Blood glucose values of juveniles in F3and F7remained unchanged during fasting with no significantly difference compared with the control (P>0.05),but blood glucose values of juveniles in F12significantly decreased (P<0.05).After re-feeding,the blood glucose of juveniles could return to the same levels as the control.After fasting,the cortisol levels of F3were not significantly different (P>0.05).Fasting periods of 7 d and 12 d significantly increased serum cortisol levels compared with the control (P<0.01),and they returned to basal levels after re-feeding.After fasting,the serum and hepatopancreas SOD activities of F3were not significantly different (P>0.05),while the SOD activities of F7and F12significantly decreased (P<0.05).After re-feeding,the serum SOD activities and hepatopancreas SOD activities of F3and F7group returned to the levels of the control group,but the hepatopancreas SOD activities of F12remained significantly lower than that of the control (P<0.05).The hepatopancreas lysozyme activities of juveniles were not significantly affected (P>0.05) by fasting and re-feeding.After fasting,the serum lysozyme activities of F3and F7groups were not significantly different (P>0.05) compared with the control,but the activities of F12significantly decreased (P<0.05).After re-feeding,the activities of experimental groups returned to the same levels of control group.After fasting,the head-kidney lysozyme of F3was not significantly different (P>0.05) compared with the control,but the activities of F7and F12significantly decreased (P<0.05).After re-feeding, the activities of F3and F7returned to the levels of control group, but the activities of F12were significantly lower than the control (P<0.05).【Conclusion】 The juveniles of F3could completely grow back to normal level and the hematological,biochemical and non-specific immune indexes were not significantly impacted during a fasting period of 3 days and re-feeding.Thus a no more than 4 days fasting was recommended in the use of fasting and re-feeding during growth ofMegalobramapellegrini.

Megalobramapellegrinijuvenile;fasting and re-feeding;growth index;biochemical index;non-specific immune index

2013-09-17

中央高校基本科研业务费专项(XDJK2012C091)；中国长江三峡集团公司项目；农业部科技教育司项目 (200903048-08)

李 芹(1972-)，女，重庆人，讲师，硕士，主要从事水产动物增养殖原理与技术研究。E-mail:liqin8849@163.com

唐洪玉(1970-)，女，重庆人，副教授，硕士，主要从事水产养殖学研究。E-mail:thy1970@163.com

时间:2015-01-05 08:59

10.13207/j.cnki.jnwafu.2015.02.034

S965.118

A

1671-9387(2015)02-0049-09

网络出版地址:http://www.cnki.net/kcms/detail/61.1390.S.20150105.0859.034.html