两株具有芘降解功能的植物内生细菌的分离筛选及其特性

孙 凯，刘 娟，李 欣，凌婉婷

(南京农业大学土壤有机污染控制与修复研究所，南京 210095)

两株具有芘降解功能的植物内生细菌的分离筛选及其特性

孙 凯，刘 娟，李 欣，凌婉婷*

(南京农业大学土壤有机污染控制与修复研究所，南京 210095)

从植物体内筛选具有多环芳烃 (PAHs) 降解功能的内生细菌并定殖于植物体，有望有效地去除植物体内PAHs，从而减低植物污染风险。采用富集培养法，从长期受PAHs污染的植物体内分离筛选出2株能以芘为唯一碳源和能源生长的内生细菌BJ03和BJ05，经形态观察、生理生化特性及16S rDNA序列同源性分析，将2株菌分别鉴定为不动杆菌属 (Acinetobactersp.) 和库克氏菌属 (Kocuriasp.)。并研究了2株内生细菌对芘的降解能力及环境条件对其降解芘的影响。结果表明，菌株BJ03和BJ05在以浓度为50 mg/L的芘为唯一碳源生长时，于30 ℃、150 r/min摇床培养15 d后，对芘的降解率分别为65.0%和53.3%。2株菌在pH值 (6.0 — 9.0)、温度 (25 — 40 ℃) 和盐浓度 (NaCl含量为0 — 15 g/L) 条件下生长良好，且皆为好氧生长，通气量越大，菌株生长越旺盛，对芘的降解能力越强。添加C、N源可有效促进菌株BJ03和BJ05的生长，加速其对芘的降解速率。当外加C源为蔗糖、N源为酵母膏时，2株菌在30 ℃摇床培养4 d后，对芘的降解率分别高达71.1%和55.3%。2株菌的细胞表面疏水率最大分别为93.7%和43.9%，对四环素和利福平敏感，而对其它多种抗生素具有较强的抗性。

植物内生细菌；多环芳烃；芘；降解；16S rDNA

土壤有机污染引起的植物污染风险已成为国际关注的热点问题之一[1- 2]。多环芳烃 (PAHs) 是土壤污染中广泛存在的有机污染物，具有致癌、致畸、致突变作用，能通过食物链富集进而威胁人群健康[3- 5]。芘是由4个苯环对称排列组成的稠环芳烃，结构稳定，是PAHs中一种典型的难降解高分子量代表化合物，被作为监测PAHs污染的指示物和其它PAHs光化学降解、生物降解的模型分子之一[6- 7]。

植物内生细菌是指能够定殖在植物健康组织间隙或细胞内，并与宿主植物建立和谐共生关系的一类微生物[8]。研究发现，植物内生细菌在植物体内生长繁殖过程中可产生生长素、酶类等次生代谢产物，影响植物体内的激素水平，从而调节植物代谢，促进植物生长，提高植物耐受性[9- 11]。同时，植物可为内生细菌提供稳定的生存环境和大量的营养物质[12]。近年来，PAHs污染区功能内生细菌的筛选及其与植物吸收代谢PAHs的关系引起了研究者关注。Ho等[13]从各种植物体内分离出多种功能内生细菌，并指出其中部分内生细菌可提高PAHs污染土壤上植株的根长和生物量，增强植株对PAHs污染的耐受性。陈小兵等[14]研究指出，内生细菌Enterobactersp. 7J2对一定浓度菲具有较好的降解效果，且该菌可在小麦体内定殖，并能促进小麦生长。由此，筛选具有PAHs降解特性的植物功能内生菌并将其定殖在目标作物上，有望调控植物对PAHs的抗性、吸收和代谢作用，进而有效地规避植物PAHs污染风险。然而，国内外相关资料仍很少。

本研究通过富集培养，从南京扬子石化PAHs污染区植物体内分离筛选出2株能以芘为唯一能源和碳源生长的植物内生细菌，并系统地研究了其生物学特性和对芘的降解效能，以期为利用功能内生细菌来调控植物代谢PAHs，进而有效地规避作物污染风险提供新思路和途径。

1 材料与方法

1.1 试验材料

芘 (纯度>98%): 购于德国Fluka公司，分子量202.26 g/mol、纯水中溶解度为0.12 mg/L、辛醇-水分配系数 (logKow) 为5.18。甲醇为色谱纯，其余试剂为分析纯。

供试植株 (小飞蓬和三叶草): 采自江苏省南京市江宁扬子石化芳烃厂排污口区。植株生长良好，采集后立即带回实验室进行芘降解菌的分离筛选。

1.2 培养基

LB培养基：蛋白胨 10 g/L，酵母粉 5 g/L，NaCl 10 g/L，蒸馏水 1000 mL，pH 7.0 — 7.2。固体培养基加2.0%琼脂。121 ℃高压蒸汽灭菌20 min。

无机盐培养基 (MSM)∶(NH4)2SO41.50 g/L，K2HPO4·3H2O 1.91 g/L，KH2PO40.50 g/L，MgSO4·7H2O 0.20 g/L，微量元素溶液2 mL，蒸馏水1000 mL，pH 7.0 — 7.2。固体培养基加2.0%琼脂。121 ℃高压蒸汽灭菌20 min。

微量元素溶液：CoCl2·6H2O 0.1 g/L，MnCl2·4H2O 0.425 g/L，ZnCl20.05 g/L，NiCl2·6H2O 0.01 g/L，CuSO4·5H2O 0.015 g/L，Na2MoO4·2H2O 0.01 g/L，Na2SeO4·2H2O 0.01 g/L。

芘降解培养基：1mg/mL的芘甲醇溶液过0.22 μm滤膜除菌，取一定量置于灭菌的三角瓶中，待甲醇挥发完，加入已灭菌的MSM培养液，除非说明，芘的终浓度为50 mg/L。

磷酸盐缓冲液：K2HPO4·H2O 21.75 g/L，Na2HPO4·12H2O 33.4 g/L，KH2PO448.7 g/L，NH4Cl 5.2 g/L。121 ℃高压蒸汽灭菌20 min。

1.3 具有芘降解功能的植物内生细菌的分离筛选

将新鲜植株用无菌水冲洗干净，置于超净台内用75%酒精漂洗3—5 min，无菌水冲洗3—4次，0.1%次氯酸钠溶液漂洗3—5 min，无菌水再冲洗数次。将经表面消毒的植物样品移入LB固体平板上，30 ℃培养24 h后，检查平板上是否有细菌生长。经检验完全消毒后，将植株移入无菌研钵，用灭菌剪刀剪碎，加10 mL无菌水充分研磨，吸取5 mL上清液加入到100 mL芘降解培养基中，150 r/min、30 ℃避光摇床培养，每隔7 d转接到新鲜的芘降解培养基中。转接4次后，取培养液梯度稀释并涂布于MSM固体平板 (培养基表面预先用50 mg/L芘甲醇溶液涂布)，30 ℃恒温培养，待平板上长出菌落，经反复的分离、筛选和纯化，直至得到典型单菌落。挑选有明显降解圈且长势旺盛的菌株，进行芘降解和菌种鉴定试验。

1.4 功能内生细菌的菌悬液制备

将菌株接种到LB液体培养基中，150 r/min、30 ℃摇床培养48 h，8000 r/min离心5 min，弃上清液后，加入磷酸盐缓冲液使菌体混合均匀，再次离心，重复2次，用磷酸盐缓冲液调整菌悬液OD600nm值为1.0，4 ℃备用。

1.5 功能内生细菌对芘的降解特性

1.5.1 菌株生长和芘降解率的测定

在芘浓度为50 mg/L的MSM培养基中，按5%的接种量加入菌悬液 (OD600nm值为1.0)，30 ℃、150 r/min摇床培养15 d，定时取样，以不接种培养基做空白对照，实验重复3次。分别用UVmini- 1240紫外分光光度计和高效液相色谱仪 (HPLC) 测定培养液中OD600nm值和芘浓度。芘浓度测定采用整瓶提取培养基的方法。向培养基中加入二倍体积色谱甲醇，30 min超声萃取，高速离心后过0.22 μm滤膜，用岛津高效液相色谱 (LC- 10AT) 测定芘浓度。高效液相色谱设定参数：Inertsil ODS-SP-C18反相色谱柱 (150 mm ×4.6 mm，5 μm)，流动相甲醇∶水=90∶10，流速1.000 mL/min，柱温40 ℃，检测波长245 nm，进样量20 μL。

1.5.2 环境条件对菌株生长和芘降解的影响

研究了pH、温度、盐浓度和通气量对2株菌生长和芘降解的影响。将所筛选2株内生细菌在LB液体培养基中活化48 h后，按照5%的接种量向芘降解培养基中加入菌悬液，分别设置不同的pH值 (4.0、5.0、6.0、7.0、8.0、9.0、10.0)、盐浓度 (NaCl浓度为0、5g/L、10、15、20、25、30 g/L) 和装液量 (10、20、30、40、50、60、70 mL，另设70 mL静置培养作对照)，150 r/min、30 ℃摇床培养15 d，定时测定培养液中2株菌的OD600nm值和芘浓度。选择不同的摇床温度 (15、20、25、30、35、40、45 ℃)，150 r/min培养15 d，了解温度对2株菌生长和芘降解的影响。

1.5.3 外加C、N源对菌株生长和芘降解的影响

以葡萄糖、乳糖、蔗糖、麦芽糖作为外加C源；以硝酸钾、硝酸铵、硫酸铵、尿素、胰蛋白胨、酵母膏作为外加N源。外加C、N源的量均为100 mg/L。在芘降解培养基中摇床培养4 d，测定培养液中细菌生物量和芘的残留浓度，并计算芘的降解速率。

1.6 功能内生细菌的生物学特性

1.6.1 细胞表面疏水率的测定

细胞表面疏水性采用BATH测定方法[15]。具体步骤如下：制备菌悬液，调整OD600nm值在0.60左右。取5 mL菌悬液置于试管中，按照梯度加入二甲苯 (0、1、2、3、4、5、6、7 mL)，室温下剧烈振荡1 min后，静置5 min分层。用无菌注射头快速吸取下相水溶液3 mL，以磷酸盐缓冲液为对照，在600 nm波长下测定OD值，实验重复3次。细胞表面疏水率CSH%= (对照组OD600nm-实验组OD600nm)/对照组OD600nm×100%。

1.6.2 抗性试验

研究了菌株BJ03和BJ05的抗性，将2株菌分别点接于不同浓度的抗生素平板 (抗生素：庆大霉素、氨苄青霉素、卡那霉素、红霉素、氯霉素、壮观霉素、四环素、利福平；浓度：10、20、50、75、100 mg/L)。以不加抗生素的LB固体平板作为阴性对照。于30 ℃恒温培养48 h，观察培养皿中菌落生长情况。

1.7 菌种鉴定

1.7.1 生理生化特性分析

菌株的形态及生理生化特性测定参照文献进行[16]。

1.7.2 16S rDNA序列同源性分析

16S rDNA克隆所用正向引物为16S- 27F：5′-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3′；反向引物为16S-1492R：5′-TACCTTGTTACGACTT-3′(上海英骏生物技术有限公司合成)。PCR反应体系 (25L)：Premix 12.5L，模板DNA 1L，引物16S-27F 和引物16S-1492R 0.5L，重蒸水10.5L。PCR扩增条件：(1) 须变性，94 ℃ 4 min；(2) 变性，94 ℃ 30 s，退火，55 ℃ 30 s，延伸，72 ℃ 30 s，30个循环；(3) 终极延伸，72 ℃ 10 min；(4) 保温，10 ℃ 10 min。琼脂糖凝胶电泳检测。PCR产物的测序由南京金斯瑞测序有限公司完成。16S rDNA序列通过Genbank进行Blast比对分析。

2 结果与分析

2.1 功能内生细菌的鉴定

2.1.1 菌株BJ03和BJ05的形态特征和生理生化特性

从南京受PAHs污染地区采集的小飞蓬和三叶草中分别分离筛选到1株芘降解内生细菌BJ03和BJ05，均为革兰氏阴性菌，无芽孢。菌株BJ03菌落呈白色，圆形，表面光滑，隆起，边缘规则，菌体为杆状。菌株BJ05菌落呈灰白色，凸起，边缘整齐，菌体为球状。生理生化试验见表1。

表1 菌株BJ03和BJ05的生理生化特性

+表示发酵糖类只产酸不产气及其它试验中呈阳性反应; -表示阴性反应

2.1.2 菌株16S rDNA序列同源性分析

将菌株BJ03和BJ05的16S rDNA序列在Genebank中进行比对，结果表明，菌株BJ03与多株Acinetobactersp.的序列相似性最大为97%，菌株BJ05与Kocuriasp.的序列相似性高达100%。结合2株菌的形态学特征、生理生化特性和16S rDNA序列同源性分析，初步将菌株BJ03和BJ05鉴定为不动杆菌属 (Acinetobactersp.)和库克氏菌属 (Kocuriasp. )。

2.2 芘降解功能内生细菌的生长和降解曲线

菌株BJ03和BJ05以芘为唯一碳源的生长和芘降解曲线见图1。2株菌培养1 d，菌体数量均有所下降，可能是由于培养初期，MSM培养基中的芘浓度较高，2株菌生长不适应，而芘本身的毒性又可对菌株产生不同程度的毒害作用，从而使菌体数量下降。在培养2—7 d内，随着培养天数的增加，菌体数量逐渐增加，芘的降解率也逐渐增大。菌株BJ03和BJ05分别培养至第7天和第8天时，菌体数量达到最大值。之后，菌体数量有减小的趋势，而芘的降解率增加缓慢，降解速率明显降低。分析原因可能是由于菌株生长后期，培养液中芘的剧毒中间代谢产物的大量积累，影响到细菌体内酶的活性，从而抑制了菌株的生长和芘降解基因的表达。培养15 d后，空白对照组中芘的回收率为94.6%，菌株BJ03和BJ05对芘的降解率分别为65.0%和53.3%，说明2株菌能以芘为唯一碳源和能源进行生长且对芘具有一定的降解能力。根据培养液中芘残留率随时间的变化，拟合降解动力学曲线，菌株BJ03的降解动力学方程为c=108.42e-0.0754t，R2=0.9723，半衰期为10.3 d；菌株BJ05的降解动力学方程为c=108.97e-0.0518t，R2=0.9452，半衰期为15.0 d。式中，c表示芘残留率%，t表示培养天数d。

图1 以芘为唯一碳源时，2株菌的生长和芘降解曲线Fig.1 Utilization of pyrene as a sole source of carbon for growth and pyrene-degradation by two strains

2.3 环境条件对2株菌生长和芘降解的影响

pH和温度是影响微生物生长的关键因素，优选出最佳pH和温度，提供微生物良好的生存环境，对微生物降解芘至关重要。由图2可知，菌株BJ03和BJ05的适宜pH范围为6.0—9.0。当pH为7.0时， 2株菌生长最佳，对芘的降解率分别为65.6%和52.9%。在偏酸或偏碱性环境中，2株菌对芘的降解能力较低。可能是由于强酸或强碱条件下，抑制了菌株的生长，从而影响其对芘的降解效果。菌株BJ03在35 ℃时生长最快，对芘的降解率达到最大值69.4%；而菌株BJ05在30 ℃时生长最快，对芘的降解率达到最大值53.0% (图2)。温度较高或较低均会降低菌株BJ03和BJ05对芘的降解能力。可能是由于高温或低温降低了2株菌体内芘降解酶的活性，从而影响菌株对芘的降解能力。

图2 pH和温度对2菌株生长和芘降解的影响Fig.2 Effect of pH and temperature on growth and pyrene-degradation capacity of two strains

盐浓度和装液量对植物内生细菌生长及其对芘降解的影响见图3。当NaCl浓度为5 g/L时，菌株BJ03和BJ05的生长较好，对芘的降解最佳；当NaCl浓度大于5 g/L时，2株菌的生长和对芘的降解率均有逐渐降低的趋势 (图3)。分析原因可能是由于较高的盐浓度导致细胞脱水，从而抑制菌株的生长。通过改变三角瓶中培养基的装液量来初步研究氧气供给对菌株降解芘的影响。由图3可知，装液量与菌株的生长和芘的降解率成负相关，随着装液量的增加，菌株BJ03和BJ05的生长及芘的降解率均逐渐减小。当装液量为10 mL时，2株菌生长最好，对芘的降解率分别高达71.9%和63.9%。70 mL静置对照组中2株菌的生长和芘的降解率最低，分析原因是静置不利于培养液与空气交换导致菌体供氧不足。因此可以得出结论，2株菌均为好氧生长。

图3 NaCl浓度和装液量对2菌株生长和芘降解的影响Fig.3 Effect of NaCl concentration and liquid volume on growth and pyrene-degradation capacity of two strains

2.4 外加C、N源对2株菌生长和芘降解的影响

有研究表明[17]，在降解培养基中添加不同的C、N源，可促进微生物的生长和对有机污染物的降解。添加C、N源对菌株BJ03和BJ05的生长及其对芘降解的影响见图4和图5，外加不同的C、N源对2株菌的生长和芘降解均会产生不同程度的影响。当外加C源为蔗糖、N源为酵母膏时，摇床培养4 d后，菌株BJ03和BJ05的生物量和芘的降解率都明显高于其它外加C、N源，2株菌的菌液OD600nm值分别为0.788和0.256，芘的降解率分别高达71.1%和55.3%，降解速率显著提高。当外加C源为蔗糖、N源为尿素时，4 d内菌株BJ03和BJ05的培养液中OD600nm值分别为0.112和0.035，芘的降解率分别只有10.3%和10.2%。分析原因可能是由于蔗糖和酵母膏是微生物生长的良好营养物质，它们的存在能促进菌体的生命活动，进而增强菌株对芘的代谢能力。而尿素的存在导致2株菌对芘的降解率很低，可能是由于尿素对2株菌的生长产生抑制作用或者2株菌不能利用尿素进行良好生长，这一原因有待试验的进一步证实。

图4 外加C、N源对菌株BJ03生长和芘降解的影响Fig.4 Effect of exotic carbon and nitrogen sources on growth and pyrene-degradation capacity by strain BJ03

图5 外加C、N源对菌株BJ05生长和芘降解的影响Fig.5 Effect of exotic carbon and nitrogen sources on growth and pyrene-degradation capacity by strain BJ05

图6 细胞表面疏水性Fig.6 Cell surface hydrophobicity

2.5 菌株疏水性

细菌的细胞表面疏水性是决定细菌非特异性黏附到生物和非生物表面及界面的重要因素之一，也是影响细菌吸收和降解疏水性有机物的主要因素之一[15]。该试验测定了利用LB液体培养基培养出的2株菌细胞表面疏水性，结果见图6。菌株BJ03和BJ05的细胞表面疏水性不同，其最大疏水率分别为93.7%和43.9% (图6)。菌体表面疏水性的不同可影响细胞摄取PAHs的方式，进而影响PAHs分子的生物降解。菌株疏水性越强，芘在菌体表面的吸附结合越多。

2.6 抗性试验

明确降解菌株的抗性可为后期检测其是否能成功定殖到植物体内提供筛选标记。将常用的8种抗生素以不同的浓度梯度分别加入到LB固体培养基中，观察培养皿中菌落生长状况。2株菌抗性实验结果表明，菌株BJ03对四环素和利福平较敏感，而对其它抗生素都具有较强的抗性；菌株BJ05对庆大霉素、四环素和利福平较敏感，对氨苄青霉素和卡那霉素等抗生素具有较好的抗性，结果见表2。

4 讨论

目前国内外已有的资料中，研究者主要通过添加外源化学制剂和菌根真菌等方法来调控植物对PAHs等有机污染物的吸收积累作用。高彦征等[18]研究指出，低浓度Tween80可促进植物吸收PAHs，而浓度较高时则抑制植物对PAHs的吸收。近年来，程兆霞等[19]研究表明，接种丛枝菌根真菌Glomusmosseae和Glomusetunicatum可促进植物吸收土壤中的芘，并显著提高植株根、茎、叶对芘的积累量。Gao等[20]盆栽试验结果表明，接种PAHs降解菌 (Acinetobactersp. ) 能够增加水稻根茎叶的生物量，加速PAHs污染土壤的生物修复。Rifat等[21]从原油污染区分离到2株具有萘、菲、荧蒽降解特性的Kocuriasp. CMG2028和CMG2042。然而，国内外对能否利用功能内生细菌降解有机污染物及其调控植物对有机污染物的吸收代谢作用的报道较少。

表2 菌株BJ03和BJ05的抗性试验结果

+：表示有抗性，-：表示无抗性

本研究从PAHs污染场地的植物体内分离筛选到2株具有芘降解特性的功能内生细菌BJ03和BJ05，并研究了环境条件对2株菌生长和芘降解的影响。结果表明，菌株BJ03和BJ05摇床培养15 d后对芘 (50 mg/L) 的降解率均在50%以上。2株菌均为好氧生长；对pH、温度和NaCl浓度均有一定的适应范围；外加C源为蔗糖、N源为酵母膏时，2株菌的生长和对芘的降解速率显著提高。

功能内生细菌在植物体内的定殖分布已有较多报道，如刘云霞等[22]研究指出，植物内生细菌可定殖于植物的根毛、叶片和维管组织等多种部位。刘忠梅等[23]用链霉素和利福平抗性标记菌株B946，浸种处理，该菌能向小麦茎基部和叶内转移。有研究表明，植物体内有机污染物的代谢是通过植物酶系进行的，如P450、GSTs、过氧化物酶、超氧化物歧化酶和水解酶等[24- 25]。它们通过诱导有机污染物在植物体内的许多降解反应来控制其对污染物的选择性和抗性。然而，能否将功能内生细菌定殖在植物体内调节植物体内酶系活性，增强植物对有机污染物的吸收代谢，进而规避植物污染风险，国内外尚缺乏研究和探索。针对本研究所筛选的2株芘降解内生细菌BJ03和BJ05，分别点接于不同浓度的抗生素平板，结果表明2株菌对多种抗生素都有较好的抗性。因此，可以通过多种抗性筛选，检测2株菌能否在目标作物体内良好定殖及其定殖后在植物体内的分布。为进一步探讨内生细菌在植物体内的传导途径及其对植物吸收积累 PAHs 的调控规律，了解内生细菌对植物体内主要酶系活性的响应及其与植物代谢PAHs的关系等诸多问题提供前提条件。

5 结论

本研究从长期受PAHs污染的植物体内分离筛选到2株能以芘为唯一碳源进行生长的内生细菌BJ03和BJ05，初步鉴定为不动杆菌属 (Acinetobactersp. ) 和库克氏菌属 (Kocuriasp.)。在150 r/min、30 ℃摇床培养15 d后，2株菌对芘的降解率分别为65.0%和53.3%。菌株BJ03和BJ05的生长及其对芘的降解有一定的环境适应能力，外加蔗糖和酵母膏能明显地促进2株菌的生长和芘降解。2株菌的细胞表面疏水率最大分别为93.7%和43.9%，且对多种抗生素具有较好的抗性。

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Isolation, identification, and performance of two pyrene-degrading endophytic bacteria

SUN Kai, LIU Juan, LI Xin, LING Wanting*

InstituteofOrganicContaminantControlandSoilRemediation,NanjingAgricultureUniversity,Nanjing210095,China

Anthropogenic soil contamination has become a worldwide environmental problem in the past decades. Polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) are ubiquitous environmental pollutants in soil contaminated with crude oil, creosote, and coal tar. They are generated and dispersed into the environment by fossil fuel combustion, wood treatment processes, automobile exhaust, and waste incineration. The effect and fate of PAHs in soil is of great environmental and human health concern because of the carcinogenic, mutagenic, and teratogenic properties of PAHs. They have been frequently found in soils with high concentrations. PAHs present in soil may be absorbed by plants and translocated from roots to shoots, which is the major pathway for toxic organic substances to reach the food chain/web. Because plants form the basis of human and animal food chains, potentially harmful organic contaminants could find their way into human and animal populations via this route. Clearly, understanding the uptake of PAHs by plant and reducing the plant PAH contamination are essential for assessment of both the PAH exposure to humans and other animal species and the risk represented by PAH-contaminated soils.

Endophytic bacteria in plant tissues protect plants from external harsh environments and promote the plant growth. However, there is still little information available heretofore on the endophytic bacteria-influenced uptake and metabolism of PAHs by plants. We proposed that isolation of PAH-degrading endophytic bacteria from plant and colonization of them in the target plants are expected to improve the PAH degradation in plant, thereby reducing the risk of plant PAH contamination. In this study, two pyrene-degrading endophytic bacterial strains, named as BJ03 and BJ05, were isolated from plants grown in PAH-contaminated soils. They were individually identified asAcinetobactersp. andKocuriasp. based on the morphology, physiology, and 16S rDNA gene sequence analysis. The degradation characteristics of pyrene by strains BJ03 and BJ05 with different environmental conditions were investigated. It was observed that 65.0% and 53.3% of pyrene in culture solution were degraded by BJ03 and BJ05 at 30 ℃ and 150 r/min in 15 days, respectively. The two strains grew well under the condition of pH 6—9, 25—40 ℃, and NaCl concentrations of 0—15 g/L. BJ03 and BJ05 grew aerobically, and the stronger aeration resulted in their better growth and the faster degradation of pyrene in culture solution. The addition of exotic carbon (C) and nitrogen (N) sources in medium effectively promoted the bacteria growth and pyrene degradation. When sucrose and yeast extract were added as the respective C and N sources, 71.1% and 55.3% of pyrene were degraded by BJ03 and BJ05 within 4 days. BJ03 and BJ05 were observed with different cell surface hydrophobicity. The resistance tests revealed that the obtained two strains were sensitive to tetracycline and rifampicin, but were resistant to a variety of other antibiotics. This study provides new perspectives on the endophytic bacteria-influenced uptake of organic contaminants by plants. Results are valuable for the risk assessment of plant PAH contamination, and are instructive to the management of PAH-contaminated sites.

endophytic bacteria; polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs); pyrene; degradation; 16S rDNA

国家自然科学基金资助项目(41171380,41201501,51278252)；中国博士后科学基金资助项目(2011M501246)；江苏省自然科学基金资助项目(BK2012370, BK20130030)

2012- 10- 09;

2013- 03- 04

10.5846/stxb201210091393

*通讯作者Corresponding author.E-mail: lingwanting@njau.edu.cn

孙凯，刘娟，李欣，凌婉婷.两株具有芘降解功能的植物内生细菌的分离筛选及其特性.生态学报,2014,34(4):853- 861.

Sun K, Liu J, Li X, Ling W T.Isolation, identification, and performance of two pyrene-degrading endophytic bacteria.Acta Ecologica Sinica,2014,34(4):853- 861.