热风干燥过程中榆叶叶黄素的降解动力学

樊金玲，胡云霞，张金迪，吴 佳，孙晓菲，朱文学，黄印冉

（1.河南科技大学食品与生物工程学院，河南 洛阳 471003；2.河北省林业科学研究院，河北 石家庄 050061）

热风干燥过程中榆叶叶黄素的降解动力学

樊金玲1，胡云霞1，张金迪1，吴 佳1，孙晓菲1，朱文学1，黄印冉2

（1.河南科技大学食品与生物工程学院，河南 洛阳 471003；2.河北省林业科学研究院，河北 石家庄 050061）

目的：研究热风干燥过程中榆叶叶黄素的降解动力学。方法：采用高效液相色谱法测定榆叶中叶黄素的含量，对叶黄素降解过程进行反应动力学方程拟合，求解降解动力学参数。结果：新鲜榆叶中叶黄素含量较高，为（397.5±27.5）μg/g鲜质量（（1.414±0.105）mg/g干质量）。当风速为0.5m/s，干燥温度为50、60、70℃时，榆叶中叶黄素的热降解符合一级反应动力学模型，半衰期分别为4.5、3.2、2.8h；温度升高，降解反应速率增大；降解反应速率常数与干燥温度的关系符合Arrhenius公式，反应活化能为21.23kJ/mol。结论：热风干燥榆叶时，采用较低的干燥温度有利于提高叶黄素保留率。

榆叶；叶黄素；高效液相色谱法；降解动力学

叶黄素是一种含氧类胡萝卜素，英文习惯名为Lutein，结构式见图1。叶黄素具有多种生理活性，能抵御游离基在人体内造成的细胞与器官损伤，有效预防白内障、动脉硬化、增强免疫力，特别在预防癌变发生，延缓癌症发展等方面具有重要作用[1-9]。美国食品与药品管理局早在1995年已批准叶黄素作为食品补充剂。我国卫生部公告（2007年第8号）称，叶黄素属于营养强化剂，可使用于婴儿配方食品、较大婴儿和幼儿配方食品和学龄前儿童配方食品，2008年卫生部批准叶黄素酯为新功能食品原料。然而，叶黄素在食用蔬菜、水果中含量较少；例如，羽衣甘蓝和菠菜是食物中叶黄素含量较高的蔬菜品种，其叶黄素含量仅分别为0.31725mg/g干质量和0.179mg/g干质量[10-12]。另一方面，叶黄素的稳定性较差，易受温度、光照、氧气、酸、碱等影响而发生降解，使其开发利用受到一定限制[13-19]。

图1 叶黄素结构式Fig.1 Structure of lutein

榆树（Ulmus pumila L.）又名白榆、家榆，为榆科榆属植物，广泛分布于东北、华北、西北及西南各省区[20]。榆叶在我国有悠久的药用和食用历史，如《本草纲目》中记载：“榆叶暴干为末，淡盐水拌，或炙或晒干，拌菜食之，亦辛滑下水气”；我国民间也素有榆叶鲜食、拌面蒸制等食用历史。现代医学研究表明白榆具有较强的抗氧化、抗菌、抗炎、抑制前列腺增生等功能[21-24]。

本实验室的前期研究结果表明：榆叶中含有丰富的类胡萝卜素类物质。本实验在此基础上，采用高效液相色谱法进一步分析了榆叶中的叶黄素含量，着重探讨了榆叶中叶黄素在常见加工方式——热风干燥过程中的降解规律，建立了可有效预测榆叶中叶黄素降解的动力学模型，为榆叶的深加工利用提供了理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

榆叶，榆树品种为白榆，采摘时间2011年6月，由河北省林业科学研究院提供。

正己烷（分析纯）、甲醇（色谱纯） 天津市德恩化学试剂有限公司；叶黄素（纯度95%） 北京华迈科生物技术有限公司；高效液相色谱（high performance liquid chromatography，HPLC）用水为实验室自制超纯水。

1.2 仪器与设备

DHG-9240A电热恒温鼓风干燥箱 上海雷韵试验仪器制造有限公司；AVM05型风速仪 上海双旭电子有限公司；Agilent 1260高效液相色谱仪 美国安捷伦公司；旋转蒸发仪 上海亚荣生化仪器厂；超声波清洗仪 上海生源超声波仪器设备有限公司。

1.3 方法

1.3.1 含水率的测定

取新鲜榆叶片洗净，擦干。置于表面皿中放入105℃烘箱中烘干至恒质量；计算新鲜榆叶的含水率。1.3.2 榆叶热风干燥实验

采摘新鲜健康榆叶，称取18份，每份5g。将榆叶单层平铺在已编好号的物料盘内后，放入干燥箱内，设定风速、风温进行干燥。干燥过程中，每1h取出3份样品，迅速称质量，记为m1,i，按式（1）计算物料含水率，取平均值。将物料用组织粉碎机粉碎，精密称取式（2）计算出来的质量m2,i于试管中，密封好后，放入冰箱；该批次干燥实验结束后，将冰箱中的样品进行真空冷冻干燥。然后进行叶黄素提取及含量测定，取平均值。按上述方法依次进行 50、60、70℃（风速均为0.5m/s）条件下的干燥实验。

干燥不同时间取出物料的含水率为：

式中：Xi为第i次从干燥箱中取出物料的含水率（干基）；X为新鲜榆叶的含水率（干基）；m1,i为第i次从干燥箱中取出物料的质量/g。

若对应取出0.05g绝干榆叶用于叶黄素的检测，每次取出物料粉碎后，用于叶黄素含量测定的样品质量为：

式中：m2,i为第i次从干燥箱中取出的物料中用于叶黄素含量测定的样品质量，其绝干物料质量为0.05g。

1.3.3 榆叶叶黄素的提取

称取榆叶样品置于研钵内，每次加入10 mL正己烷，反复提取至无色，合并提取液，旋转蒸发至干，复溶于20 mL甲醇中，2 000 r/min离心，取上层清液，备用。

1.3.4 榆叶叶黄素的含量测定

采用高效液相色谱外标法定量测定待测样品液中的叶黄素含量。

HPLC条件：色谱柱：ZORBAX SB-C18；柱温：25 ℃；流速：1 mL/min；进样量：5 μL；流动相A：甲醇，流动相B：水。线性梯度洗脱：0～5 min，75%A；5～10 min，75%～95%A；10～17 min，95%A；17～30 min，95%～100%A。检测器波长范围：260～600 nm；检测波长：450 nm。

标准曲线制作：精密称取叶黄素标准品2.5 mg，用冰丙酮溶解并定容于25 mL棕色容量瓶中，得到叶黄素标准品储备液（100 μg/mL）。将储备液分别稀释为以下一系列质量浓度标准品使用液：1、2、4、10、20、40、100 μg/mL，进行HPLC检测。以峰面积为纵坐标，以溶液质量浓度为横坐标，进行线性回归，得到标准曲线方程。

样品叶黄素含量测定：取榆叶叶黄素提取液，过0.45μm滤膜，进行HPLC分析。通过标准曲线测得样品叶黄素质量，并计算榆叶中叶黄素含量。

2 结果与分析

2.1 高效液相色谱法定量分析榆叶中叶黄素含量

图2 叶黄素标准品的HPLC图（450nm）Fig.2 HPLC chromatogram of lutein recorded at 450 nm

利用高效液相色谱分析、外标法测定了榆叶中叶黄素含量。叶黄素标准品的高效液相色谱图如图2所示。叶黄素峰面积与质量浓度在1～100μg/mL范围内线性关系良好，线性回归方程为y=28.479x＋31.75，相关系数达到0.999；此方程可以用于叶黄素峰面积与质量浓度之间的定量分析与计算。

图3 榆叶叶黄素提取物的HPLC图（450nm）Fig.3 HPLC chromatogram of lutein extracted from elm leaves recorded at 450 nm

榆树叶正己烷提取液的HPLC色谱图如图3所示。经计算，新鲜榆叶中的叶黄素含量为（397.5±27.5）μg/g鲜质量（（1.414±0.105）mg/g干质量）。叶黄素虽然广泛存在于高等植物中，但在食用蔬菜、水果中含量较少。羽衣甘蓝和菠菜是食物中叶黄素含量较高的蔬菜品种，其叶黄素含量分别为0.317mg/g干质量和0.179mg/g干质量[10-12]；万寿菊是目前工业提取叶黄素的主要原料，其叶黄素含量约为1.70mg/g干质量。本研究测得榆叶中的叶黄素含量约为羽衣甘蓝的4.5倍，菠菜的7.9倍，接近万寿菊中的叶黄素含量。鉴于榆叶可食、可入药，且叶黄素含量较高，因此可以考虑开发明目食品、保健品等为人们利用。

2.2 榆叶热风干燥过程中叶黄素降解动力学

图4 热风干燥过程中榆叶叶黄素保留率的变化Fig.4 Changes in lutein retention during hot air drying process

图5 热风干燥过程中榆叶叶黄素降解动力学Fig.5 Degradation kinetics of lutein in elm leaves during hot air drying process

当风速0.5m/s时，不同温度热风干燥过程中榆叶叶黄素的保留率随时间的变化如图4所示。同一温度下，随着热风干燥时间的延长，榆叶中叶黄素的含量下降；温度越高，叶黄素降解越快。干燥温度为50、60、70℃，干燥时间2h时，榆叶中叶黄素的保留率分别为75.84%、68.55%和66.23%。

将干燥t小时后的榆叶叶黄素含量Ct和新鲜榆叶叶黄素含量C0的比值取对数后与时间作图，结果见图5，不同干燥温度条件下，－ln（Ct/C0）与时间呈良好的线性关系，相关系数均＞0.97（表1），表明榆叶中叶黄素降解符合一级反应动力学。

按式（3）～（5）计算动力学参数k、t1/2和D值，计算结果见表1。

式中：C0为新鲜榆叶中叶黄素的含量/（mg/g）；Ct为一定温度条件下干燥t小时后榆叶中叶黄素含量/（mg/g）；k为一级反应常数/h-1；t1/2为半衰期，即叶黄素降解50%所需时间/h；D为叶黄素降解90%所需时间/h。

表1 不同温度下榆叶热风干燥过程中叶黄素的降解参数Table1 Degradation parameters for lutein in elm leaves at different temperatures during hot drying process

榆叶中叶黄素在干燥过程中随温度的变化由反应活化能（Ea）、温度系数（Q10）以及Z值来确定。可分别按式（6）～（8）计算，计算结果见表1。

式中：k为一级反应速率常数/h-1；k0为频率常数；Ea为反应活化能/（kJ/mol）；T为温度/K；R为气体常数/（J/（mol·K））。

式（6）（Arrhenius方程）两边同时取对数，由式（3）可得不同温度（T）下降解反应常数（k），以lnk对1/T作线性回归，直线斜率为－Ea/R，截距为lnk0，由直线的斜率即可求出反应活化能Ea。

式中：Q10为温度系数，表示温度每升高10℃，反应速率增大的比例数。k1和k2分别为温度T1和T2时的一级反应速率常数。

式中：Z为半衰期（t1/2）变化10倍所需的温度变化/℃；b为常数。以T对lgt1/2作线性回归，由直线的斜率可得到Z值。

由表1可知，随着干燥温度的升高，榆叶叶黄素降解速率常数k增大，半衰期t1/2和D值相应减小。榆叶干燥过程中叶黄素降解的反应速率常数（k）与温度（T）的关系符合Arrhenius方程，反应活化能为21.23kJ/mol（R2=0.95）。

在多数研究中（包括多种真实的食品体系和模拟体系），叶黄素热降解符合一级动力学模型，如Aparicio-Ruiz等[25]对初榨橄榄油、Henry等[26]对红花油加热过程中叶黄素的降解研究。但也有研究者报道了叶黄素热降解符合多级动力学模型，如Hadjal等[27]的研究表明在两种不同pH值的水溶性模型体系中叶黄素的热降解符合二级动力学（热处理温度45、60、75、90℃）；Achir等[28]的研究表明在棕榈油精和Vegetaline®（一种煎炸用商品油）中叶黄素的热降解更适宜用二级反应动力学模型来描述（热处理温度120、140、160、180℃）。除反应级数外，叶黄素热降解过程的动力学、热力学参数也因所处基质、热处理方式及条件等不同而异。如Aparicio-Ruiz[25]、Henry等[26]报道了由采收季节不同的橄榄为原料榨取的初榨橄榄油中，叶黄素的热降解反应活化能为68.1～75.1kJ/mol，Achir等[28]则报道了叶黄素在棕榈油精和Vegetaline®中叶黄素降解的活化能分别为112、75kJ/mol。

本研究表明热风干燥过程中榆叶中叶黄素降解符合一级反应动力学，反应速率常数为0.1552～0.2457h-1，反应活化能为21.23kJ/mol，D值9.4～14.8h。测定结果接近南瓜汁[29]和番木瓜汁[30]中总类胡萝卜素降解的动力学参数。

热风干燥过程中叶黄素的损失可能由于异构化和氧化反应引起。热处理可引起叶黄素的异构化反应，9-顺式和13-顺式叶黄素是主要的顺式产物[25,31]。迄今为止，在有氧条件下伴随异构化反应同时发生的氧化反应被认为是叶黄素损失的主要原因。加热过程中叶黄素氧化首先生成环氧衍生物，环氧衍生物可进一步发生裂解反应，因裂解位点不同而生成相应的醛和酮及一些挥发性强的短链裂解产物；短链裂解产物也可由叶黄素直接氧化裂解产生。Boon等[32]对类胡萝卜素包括叶黄素的降解机制做了较详尽的论述。

3 结 论

榆叶中叶黄素含量为（397.5±27.5）μg/g鲜质量（（1.414±0.105）mg/g干质量）。风速0.5m/s，温度50、60、70℃条件下进行热风干燥过程中，榆树叶中叶黄素的降解符合一级反应动力学模型；提高干燥温度，叶黄素降解反应速率增大，半衰期分别为4.5、3.2、2.8h；降解反应速率常数与干燥温度的关系符合Arrhenius公式（相关系数0.95），反应活化能为21.23kJ/mol。

[1] WANG Mingchen, TSAO R, ZHANG Shanfeng, et al. Antioxidant activity, mutagenicity/anti-mutagenicity, and clastogenicity/anticlastogenicity of lutein from marigold flowers[J]. Food and Chemical Toxicology, 2006, 44(9): 1522-1529.

[2] FERN˘NDEZ-SEVILLA J M, ACIÉN FERN˘NDEZ F G, MOLINA GRIMA E. Biotechnological production of lutein and its applications[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2010, 86(1): 27-40.

[3] LAKSHMINARAYANA R, RAJU M, KRISHNAKANTHA T P, et al. Lutein and zeaxanthin in leafy greens and their bioavailability: olive oil influences the absorption of dietary lutein and its accumulation in adult rats[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2007, 55(15): 6395-6400.

[4] KIJLSTRA A, TIAN Yuan, KELLY E R, et al. Lutein: more than just a filter for blue light[J]. Progress in Retinal and Eye Research, 2012, 31(4): 303-315.

[5] AIMJONGJUN S, SUTHEERAWATTANANONDA M, LIMPEANCHOB N. Silk lutein extract and its combination with vitamin E reduce UVB-mediated oxidative damage to retinal pigment epithelial cells[J]. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 2013, 124: 34-41.

[6] LAKSHMINARAYANA R, SATHISH U V, DHARMESH S M, et al. Antioxidant and cytotoxic effect of oxidized lutein in human cervical carcinoma cells (HeLa)[J]. Food and Chemical Toxicology, 2010, 48(7): 1811-1816.

[7] SATO Y, KOBAYASHI M, ITAGAKI S, et al. Protective effect of lutein after ischemia-reperfusion in the small intestine[J]. Food Chemistry, 2011, 127(3): 893-898.

[8] YAO Yuan, QIU Qinghua, WU Xingwei, et al. Lutein supplementation improves visual performance in Chinese drivers: 1-year randomized, double-blind, placebo-controlled study[J]. Nutrition, 2013, 29(7/8): 958-964.

[9] HAYES J E, STEPANYAN V, ALLEN P, et al. The effect of lutein, sesamol, ellagic acid and olive leaf extract on lipid oxidation and oxymyoglobin oxidation in bovine and porcine muscle model systems[J]. Meat Science, 2009, 83(2): 201-208.

[10] 杨麦生, 姬秀枝, 徐怀德, 等. 超声波提取羽衣甘蓝叶黄素的工艺研究[J]. 山西农业大学学报, 2008, 28(2): 212-215.

[11] 韩蕾, 宋曙辉. 植物叶黄素的高效液相色谱分析测定[J]. 中国农学通报, 2005, 21(1): 73-75.

[12] HSU Y W, TSAI C F, CHEN W K, et al. Determination of lutein and zeaxanthin and antioxidant capacity of supercritical carbon dioxide extract from daylily (Hemerocallis disticha)[J]. Food Chemistry, 2011, 129(4): 1813-1818.

[13] 李大婧, 刘志凌, 刘春泉. 叶黄素酯和叶黄素的光热降解动力学[J].江苏农业学报, 2008, 24(1): 97-98.

[14] 赵学超. 蛋黄中叶黄素分离纯化及功能性质研究[D]. 无锡: 江南大学, 2009.

[15] DHUIQUE-MAYER C, TBATOU M, CARAIL M, et al. Thermal degradation of antioxidant micronutrients in Citrus juice: kinetics and newly formed compounds[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2007, 55(10): 4209-4216.

[16] 刘维涓. 叶黄素催化氧化降解产物的 GC-MS 分析鉴定[J]. 林产化学与工业, 2009, 29(2): 85-89.

[17] KHALIL M, RAILA J, ALI M, et al. Stability and bioavailability of lutein ester supplements from Tagetes flower prepared under food processing conditions[J]. Journal of Functional Foods, 2012, 4(3): 602-610.

[18] LAKSHMINARAYANA R, ARUNA G, SANGEETHA R K, et al. Possible degradation/biotransformation of lutein in vitro and in vivo: isolation and structural elucidation of lutein metabolites by HPLC and LC-MS (atmospheric pressure chemical ionization)[J]. Free Radical Biology & Medicine, 2008, 45(7): 982-993.

[19] LI Xiuxia, HAN Lujia. Iron (II)-induced isomerization of (all-E)-xanthophyll pigments lutein, zeaxanthin, and β-cryptoxanthin in acetone[J]. European Food Research and Technology, 2008, 227(5): 1307-1313.

[20] 中国科学院中国植物志编辑委员会. 中国植物志[M]. 北京: 科学出版社, 1998.

[21] KIM S I, SIM K H, CHOI H Y. A comparative study of antioxidant activity in some Korean medicinal plant used as food materials[J]. Molecular & Cellular Toxicology, 2010, 6(3): 279-285.

[22] LEE H Y, KIM C K, MUN T K, et al. Antibacterial activity of Ulmus pumila L. extract[J]. Korean Journal of Applied Microbiology and Biotechnology, 1992, 20(1): 1-5.

[23] 谭毓治, 伍爱婵, 叶勇增, 等. 榆白皮抗前列腺增生和抗炎作用研究[J].中药药理与临床, 2003, 19(1): 21-22.

[24] GHOSH C, CHUNG H Y, NANDRE R M, et al. An active extract of Ulmus pumila inhibits adipogenesis through regulation of cell cycle progression in 3T3-L1 cells[J]. Food and Chemical Toxicology, 2012, 50(6): 2009-2015.

[25] APARICIO-RUIZ R, M¸NGUEZ MOSQUERA M I, GANDULROJAS B. Thermal degradation kinetics of lutein, β-carotene and β-cryptoxanthin in virgin olive oils[J]. Journal of Food Composition and Analysis, 2011, 24(6): 811-820.

[26] HENRY L K, CATIGNANI G L, SCHWARTZ S J. Oxidative degradation kinetics of lycopene, lutein, and 9-cis and all-trans β-carotene[J]. Journal of the American Oil Chemists’ Society, 1998, 75(7): 823-829.

[27] HADJAL T, DHUIQUE-MAYER C, MADANI K, et al. Thermal degradation kinetics of xanthophylls from blood orange in model and real food systems[J]. Food Chemistry, 2013, 138(4): 2442-2450.

[28] ACHIR N, RANDRIANATOANDRO V A, BOHUON P, et al. Kinetic study of β-carotene and lutein degradation in oils during heat treatment[J]. European Journal of Lipid Science and Technology, 2010, 112(3): 349-361.

[29] DUTTA D, DUTTA A, RAYCHAUDHURI U, et al. Rheological characteristics and thermal degradation kinetics of beta-carotene in pumpkin puree[J]. Journal of Food Engineering, 2006, 76(4): 538-546.

[30] AHMED J, SHIVHARE U S, SANDHU K S. Thermal degradation kinetics of carotenoids and visual color of papaya puree[J]. Journal of Food Science, 2002, 67(7): 2692-2695.

[31] AMAN R, SCHIEBER A, CARLE R. Effects of heating and illumination on trans-cis isomerization and degradation of β-carotene and lutein in isolated spinach chloroplasts[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2005, 53(24): 9512-9518.

[32] BOON C S, MCCLEMENTS D J, WEISS J, et al. Factors influencing the chemical stability of carotenoids in foods[J]. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 2010, 50(6): 515-532.

Degradation Kinetics of Lutein in Elm Leaves during Hot Air Drying Process

FAN Jin-ling1, HU Yun-xia1, ZHANG Jin-di1, WU Jia1, SUN Xiao-fei1, ZHU Wen-xue1, HUANG Yin-ran2
(1. College of Food and Bioengineering, Henan University of Science and Technology, Luoyang 471003, China; 2. Hebei Province Forestry Academy of Science, Shijiazhuang 050061, China)

Purpose: This study aimed to determine the degradation kinetics of lutein in elm leaves during hot air drying process at different drying temperatures. Methods: The content of lutein in elm leaves was determined by high performance liquid chromatography (HPLC). The process of lutein degradation was fitted with a reaction kinetic equation and the degradation kinetic parameters were resolved. Results: The content of lutein in elm leaves was (397.5 ± 27.5) μg/g fresh weight (FW) or (1.414 ± 0.105) mg/g dry weight (DW). Analysis of kinetic data suggested a first-order reaction for the degradation of lutein in elm leaves with the half-lives of 4.5, 3.2 and 2.8 h at 50, 60 and 70 ℃, respectively. Increasing temperatures from 50 to 70 ℃ enhanced the degradation of lutein during drying process. The temperature-dependent degradation was adequately modeled on the Arrhenius equation. The activation energy value for the degradation of lutein in elm leaves was 21.23 kJ/mol. Conclusion：Hot-air dried elm leaves at lower temperature can retain higher levels of lutein.

elm leaves; lutein; high performance liquid chromatography; degradation kinetics

O656.3

A

1002-6630（2014）11-0006-05

10.7506/spkx1002-6630-201411002

2013-06-30

国家自然科学基金面上项目（31171723）

樊金玲（1973—），女，教授，博士，研究方向为天然产物化学。E-mail：fanjinling@haust.edu.cn