再生天然丝蛋白的分子构象转化特征与机理的研究现状

张野妹，潘志娟，2

(1.苏州大学纺织与服装工程学院，江苏苏州215021;2.现代丝绸国家工程实验室，江苏苏州215123)

天然丝包括蚕丝、蜘蛛丝等，由于其优异的力学性能再加上良好的生物相容性和生物可降解性而受到了广泛的关注，尤其是在生物医用领域，包括组织工程支架、药物释放等方面具有很好的应用前景。但是通过天然丝再生得到的丝蛋白材料的性能，特别是力学性能，却与天然丝存在较大差距，并因此制约了再生丝蛋白材料的应用。

材料的性能取决于结构，对材料结构的深入探究对提高其性能具有至关重要的作用。二级结构(分子构象)是决定再生天然丝蛋白材料性能的主要因素之一，除了蛋白质本身的结构，如氨基酸片段的排列，丝蛋白二级结构还受许多因素的影响，如成丝过程［1］、pH 值、温度、金属离子、溶剂、丝蛋白浓度等。近年来，研究人员采用各种测试技术对再生天然丝蛋白材料制备过程中二级结构的转变进行了探讨。用红外光谱(FTIR)和拉曼光谱分析不同构象丝蛋白的酰胺谱带在光谱中的吸收位置;X-射线衍射光谱(XRD)是对β-折叠结晶结构进行测定;圆二色光谱(CD)是利用蛋白质作为光学活性物质，丝蛋白分子在不同波长光下具有圆二色性，即光通过时对左右旋圆偏振光吸收率的差异，进行构象的定性或定量分析;核磁共振光谱(NMR)是利用丙氨酸残基中Cβ的化学位移对丝蛋白分子构象变化的灵敏度，以及在10×10-6～30×10-6(10～30 ppm)范围内对其去卷积可以得到丝蛋白二级结构的成分信息［2］。随着科技的发展，电子顺磁共振光谱(EPR)、荧光光谱等越来越多的测试技术被用来进行丝蛋白分子构象含量的测定和转变机理的研究。

笔者主要对近年来关于再生天然丝蛋白(主要是桑蚕丝素蛋白，下文中简称丝素蛋白)溶液或膜，在不同条件下分子构象的转变特征及机理进行综述分析，以更好地了解丝蛋白二级结构与性能之间的关系，从而为制备高性能的再生天然丝蛋白材料提供理论基础。

1 溶剂对天然丝蛋白分子构象的影响

1.1 醇类溶剂的作用

Jin Nam等［3］研究了醇的类型和浓度对再生丝素蛋白构象转变的影响。用CD测定了加入甲醇、乙醇、丁醇、辛醇等不同类型的醇溶剂后，再生丝素蛋白溶液的构象变化。结合XRD测定结果发现，加入甲醇和乙醇后，谱图上都清晰地出现了β-折叠构象的特征，但辛醇处理则没有出现β-折叠而是保持了无规卷曲构象;丁醇作用后，谱图特征则显示出β-折叠、无规线团和α-螺旋的混合构象。FTIR的测定结果反映了甲醇浓度的作用为:体积分数在5%以下时，丝蛋白溶液主要呈现为无规卷曲结构，大于15%时出现明显的β-折叠构象，并且强度随浓度增加而增强。进一步用XRD测定与分析发现，当体积分数大于15%时，构象从无规向β-折叠转变，与FTIR的结果一致，并且浓度增加后丝素蛋白的结晶度也增大。

陈新等［4-5］运用时间分辨红外光谱研究再生丝素蛋白膜和溶液经不同浓度醇处理后分子构象的转变机理。实验结果表明，对于丝素膜，通过膜的溶胀而使丝蛋白分子链获得可以运动的自由空间进而发生氢键重组是构象转变的前提，醇分子的大小、浓度(水含量)均对构象转变有显著影响。由于甲醇分子体积较小可以扩散到膜中使其溶胀，丝蛋白膜在纯甲醇中可以发生构象转变，但是在纯乙醇和纯异丙醇中却几乎不能发生构象转变;当醇浓度太高时，由于水太少膜得不到充分的膨胀而无法进行构象的转变;当乙醇和异丙醇溶液中水的体积分数达到7% ～8%时，由于有足够的水使膜溶胀，丝蛋白开始发生构象转变。丝蛋白构象转变速率随醇溶液中水含量的增加而增大，当水的含量足够多时，丝蛋白构象转变速率不再受膜溶胀速率控制而是受醇浓度的影响，但是当醇浓度太低时，会导致膜的溶解。溶液中由于蛋白分子链能够更自由更完全地移动，所以构象转变更显著，并且膜和溶液中蛋白分子构象的转变都经历了三个阶段:1)成核阶段，这一阶段只有在醇浓度较低时才能看到，速度较慢且速度取决于醇浓度，同时丝蛋白浓度的降低也会使β-折叠结构的形成减慢;2)β-折叠结构快速形成阶段;3)β-折叠结构完善阶段，速度较慢。

Zhonghou Zheng等［6］用硫氰酸锂溶液溶解柞蚕丝丝素，经过透析后得到柞蚕丝素蛋白水溶液，用圆二色光谱测得丝蛋白水溶液的分子构象主要为α-螺旋和无规卷曲结构。将丝蛋白水溶液常温风干后得到丝蛋白膜，并用乙醇处理，然后分别用XRD、FTIR、拉曼光谱测定了乙醇处理前后的丝蛋白膜的分子结构。研究发现，丝蛋白膜中的分子主要为α-螺旋和无规卷曲结构，经体积分数为60% ～80%的乙醇处理后，分子构象从无规卷曲向β-折叠的转变，乙醇体积分数在40%以下时膜发生溶解，而浓度太高时(体积分数为99.7%)对丝蛋白分子构象基本没有影响。

Lin Ma等［7］利用圆二色光谱及通过对蛋白原本的荧光性和外加疏水性荧光探针ANS后环境荧光性的研究，探讨了丝素蛋白在醇(包括甲醇和乙醇)-水混合物中分子构象转变的机理。实验结果表明，在醇体积分数达到30%之前，丝蛋白的分子构象显示的是无规卷曲，而醇体积分数达到30%之后出现的是β-折叠构象，说明丝蛋白分子构象在醇-水混合物中从无规卷曲转变为β-折叠构象，并且这种转变与溶剂的微观结构有很密切的联系。醇浓度较低时，由于水还是保持原本的四面体结构所以对肽单元的溶解性几乎没有影响，而醇浓度较高时，醇水混合物中四面体式的水结构转变为链条状的水结构，使得肽单元之间为了减少与溶剂分子间接触时的热力学阻碍而形成分子内氢键作用，从而诱导丝蛋白β-折叠构象的形成。

醇类是最常见的能诱导丝蛋白分子构象变化的有机溶剂。丝蛋白的构象转变本质上是一个氢键重组过程，醇溶液对构象转变的诱导作用分为两部分，第一部分是使得分子链运动，第二部分是醇分子进入丝蛋白分子链中，与丝蛋白分子间产生疏水相互作用，破坏丝蛋白原有氢键，从而使分子链重排，引起构象的转变。丝蛋白溶液中由于分子链本身就有足够的运动空间，醇对其分子构象的诱导作用主要是第二部分，所以构象转变的程度与速度主要取决于醇的浓度。醇浓度越高，对原有氢键的破坏能力越强，构象转变速率越快。而对于再生丝蛋白膜，使膜溶胀以获取分子链自由运动的空间是构象转变的前提，所以除了甲醇分子体积较小可以直接进入丝蛋白膜中使其溶胀外，其他体积较大的醇类溶剂必须含有一定量的水使膜充分溶胀后才能完成对构象转变的诱导作用。最近又有另外一种理论认为，当醇-水混合物中醇浓度较高时，四面体式的水结构转变为链条状的水结构，使得肽单元之间为了减少与溶剂分子间接触时的热力学阻碍而形成分子内氢键作用，从而诱导丝蛋白β-折叠构象的形成［7］。

1.2 酸类等溶剂的作用

Rangam Rajkhowa等［8］采用 FTIR 研究了甲酸、三氟乙酸对再生丝素蛋白膜二级结构的影响。以三氟乙酸为溶剂制得的丝蛋白膜，β-折叠含量比丝素蛋白水溶液直接制得的膜稍高，而使用甲酸时，则比前两者高很多，丝素蛋白膜几乎成为水不溶性膜。但是不同溶剂制得的丝蛋白膜经乙醇处理后β-折叠含量都超过50%，并且α-螺旋转变为β-折叠的速率比无规卷曲快。

Sung-Won Ha 等［9］综合采用 XRD、FTIR、13C NMR研究了丝素蛋白(SF)在甲酸或三氟醋酸(TFA)作用下，溶液和固态丝素蛋白的分子结构。溶液态的丝素蛋白13C NMR分析表明，两种混合丝蛋白溶液中都主要为无规卷曲结构，甲酸/SF溶液中存在少量的β-折叠结构或类似的有序结构，而TFA/SF溶液中存在少量中间变换结构。红外光谱的测定结果显示，从丝蛋白水溶液直接冻干的丝素蛋白和再生丝素蛋白膜都显示无规卷曲构象，甲醇处理后转变为β-折叠结构，而再生甲酸/SF膜显示的是β-折叠结构，再生TFA/SF膜则同时包含无规卷曲和β-折叠结构。XRD分析数据进一步说明，甲酸比TFA更有利于丝蛋白β-折叠结构的形成。研究认为，溶剂的选择应该是使丝蛋白在溶解过程中保持有序的silk I结构而非促使β-折叠结构的形成，然后在固化过程中形成β-折叠结构，这样才能使再生丝蛋白纤维具有更加优异的力学性能。

莫春丽等［10］采用时间分辨全反射红外光谱研究了醋酸蒸汽在再生丝素蛋白膜中的扩散过程，及其对再生丝素蛋白膜构象转变的诱导作用。实验结果显示，在醋酸蒸汽的作用下，丝蛋白构象转变为了β-折叠结构，并证实了构象转变的根本原因在于醋酸分子充分渗透到丝蛋白聚合体中使丝蛋白原有氢键断裂，并重组形成β-折叠结构，同时丝素蛋白膜中水的存在可以加快醋酸分子的扩散速度进而影响分子构象的转变。

Yu Suzuki等［11］采用NMR研究了丝素蛋白在六氟异丙醇(HFIP)和六氟丙酮三水合物(HFA)两种溶剂，以及在水溶液中的二级结构差异。1H-13C异核单量子相干光谱表明，丝蛋白在水溶液中有典型的无规卷曲结构，而在HFIP和HFA中则为α-螺旋结构。

许箐等［12］用拉曼光谱对LiBr溶解的再生蜘蛛丝蛋白膜的构象进行了分析，结果显示丝蛋白膜中同时包含α-螺旋、β-折叠和无规卷曲;红外光谱显示，用HFIP溶解的丝蛋白膜以无规和α-螺旋结构为主。

甲酸、醋酸等对丝蛋白的作用与醇类溶剂类似，它们都会促进丝蛋白的分子构象向β-折叠转变，而六氟异丙醇、六氟丙酮、三氟乙酸、三氟醋酸等溶剂则会使溶液态的丝蛋白构象保持在螺旋或者类螺旋的结构，而在丝蛋白固化过程中转变为β-折叠结构，从而有可能制得力学性能更好的再生丝蛋白材料性能。

2 金属离子和pH值对天然丝蛋白分子构象的影响

2.1 碱金属离子的作用

Qing-Xia Ruan等［13］利用固态NMR及在此基础上推广的二维NMR-NMR相关分析，研究了钠离子对丝素蛋白构象的影响。当钠离子的浓度比家蚕腺体内钠离子的含量高很多时，部分丝蛋白的构象会从螺旋结构转变为β结构。丝素蛋白分子构象的变化经历了螺旋或无规卷曲到类螺旋结构、类β-折叠结构、β-折叠结构的转变。钠离子与丝蛋白的结合点可能为某种能促进β-折叠构象形成的氨基酸序列中的羰基氧原子，由于Na+—O结合力较弱，所以钠离子对二级结构转变的影响弱于钙、铜、钾离子。该课题组［14］还采用二维相关核磁共振技术研究了钾离子对螺旋/无规卷曲、类螺旋、类β-折叠、β-折叠这4种构象变化先后顺序的影响。分析结果表明，随着钾离子浓度从0～3.7mg/g变化时，诱导了丝蛋白构象从螺旋结构向β-结构的转变，并且变化顺序为:螺旋/无规卷曲→类螺旋→类β-折叠→β-折叠，而继续增加钾离子浓度后，丝蛋白分子构象又从β-结构回到螺旋结构。

Xin-Gui Li等［15］用圆二色光谱研究了金属离子(Li+、Na+、K+)对再生丝素蛋白水溶液分子构象转变的影响，发现这几种金属离子都能使丝蛋白溶液从开始的无规卷曲转变为规整的β-折叠结构，并且在Li+、Na+、K+三种离子浓度相同的情况下，它们对β-折叠结构形成的作用效果K+＞Na+＞Li+。

陈新等［16］运用时间分辨红外光谱研究碱金属盐溶液对再生蜘蛛丝蛋白膜的分子构象转变的影响。发现钠离子有助于加快β-折叠的形成，而钾离子则有助于提高蜘蛛丝蛋白膜中β-折叠结构的含量。动力学分析表明，再生蜘蛛丝蛋白膜的构象转变由快慢两相组成，其中较快相对应于链段运动引起的构象转变，而较慢相则对应于整条大分子链的运动引起的构象转变。

碱金属溶液对丝蛋白分子构象的诱导作用是通过碱金属离子与某些氨基酸残基片段中羰基氧原子的结合，改变原有丝蛋白分子内或分子间的作用，从而实现构象的转变。由于碱金属离子(或水化离子)半径的差异，使它们对丝蛋白分子构象转变的诱导作用也有所不同［13］。

2.2 铜离子的作用

二价铜离子对丝蛋白分子构象的影响在诸多金属离子中较为显著，因此备受关注。

Xiao-Hong Zong等［17］综合13C NMR、拉曼光谱及Cu(Ⅱ)离子的EPR研究了pH值和铜离子对丝素蛋白分子构象的影响。拉曼光谱的定性分析和13C NMR的定量分析表明，加入适量的铜离子会诱导丝蛋白分子构象从silkⅠ向silkⅡ转变，并且这种转变受pH值影响。随着 pH值从8.0降到5.2，silkⅡ(包括与silkⅡ相关的中间态结构)的含量增加了1倍多，说明弱酸性环境更有利于silkⅡ结构的形成。Cu(Ⅱ)的EPR结果显示:pH值从6.9减小到5.2时，铜离子与丝素蛋白的络合方式也发生了从Cu—3N1O到Cu—2N2O和Cu—1N3O的转变，所以构象的改变和铜离子与丝素蛋白的络合方式有密切关系。不同pH值下，当铜离子浓度从0.09增大到1.8 mg(Cu)/g(SF)时，silkⅡ含量都呈现先增加后减少的趋势，只是pH值不同时，silkⅡ含量达到最大值时的铜离子浓度不一样。在pH值为5.2时，silkⅡ含量最高的铜离子浓度对应的Cu—2N2O络合方式的含量也最多，铜离子浓度继续增加时，Cu—2N2O络合方式的含量也减少。这一结果进一步说明铜离子与丝素蛋白络合方式及分子构象转变间存在密切关系，并且Cu—2N2O络合方式可能与silkⅡ构象的形成有关，而Cu—1N3O络合方式可能导致了silkⅠ以及与silkⅠ相关的中间态结构的形成。

宗小红等［18］利用远紫外圆二色光谱研究了水溶液中Cu(Ⅱ)离子对丝素蛋白构象的影响，结果表明溶液中加入二价铜离子后，丝蛋白分子构象由原来的无规卷曲向β-折叠转变，但当二价铜离子浓度太大时β-折叠构象含量反而减少，并且Cu(Ⅱ)离子对丝素蛋白构象的影响遵循“成核依赖性”机理，这与存在于中枢神经系统中的朊蛋白在Cu(Ⅱ)离子诱导下的病变过程非常相似，从而可以为中枢神经系统疾病的研究提供帮助。

钟一鸣等［19］综合外加疏水性荧光探针ANS和荧光猝灭等多种荧光分析手段，及远紫外圆二色实验进一步研究了Cu(Ⅱ)离子诱导丝素蛋白构象转变的机理。Cu(Ⅱ)离子可能通过与再生丝素蛋白水溶液中的疏水区域直接络合，破坏结合点原有的稳定结构，从而诱导丝素蛋白发生构象转变以形成稳定的β-折叠构象，并且铜离子除了会和丝素蛋白的组氨酸残基络合外，还会与色氨酸残基发生可逆络合。

二价铜离子虽然和醇类溶剂类似，是通过破坏丝蛋白原有疏水结构的稳定性来诱导分子构象的转变，但是醇类溶剂的破坏区域是体系中大量存在的疏水相互作用，而二价铜离子则是与丝蛋白分子中特定的点直接进行络合。

2.3 铁及其他离子的作用

Dan Ji等［2］研究了铁离子和亚铁离子对丝蛋白折叠过程的诱导作用，采用固态13C NMR、拉曼光谱及铁离子的EPR分析铁离子/亚铁离子对丝蛋白的折叠过程的影响。NMR和拉曼光谱的结果显示，铁离子和亚铁离子对丝蛋白二级结构的影响是不同的。当铁离子浓度超过临界值时，会诱导二级结构从螺旋向β-折叠转变，而亚铁离子则不能。从丝蛋白silkⅡ含量随铁离子浓度的变化曲线中看出，当浓度达到75.0 μg/g时，silkⅡ含量才显著的增加，说明较少含量的铁离子可以使丝蛋白中螺旋结构与β-折叠结构的比例保持基本不变，但含量再增加，由于铁离子与非结晶空隙部分的某些特殊残基的相互作用而产生更多的β-折叠结构。一旦折叠模式形成，折叠发生的速度就会因为丝蛋白中疏水部分间强烈的疏水作用而急剧加快，从而导致β-折叠部分的集聚，折叠过程具有成核依赖性。拉曼光谱中I850/I830值可以反映出酪氨酸相关区域的微环境，结合NMR数据可以得到二级结构和酪氨酸相关区域微环境的相关信息，当丝蛋白处于螺旋构象时，I850/I830值为3.25，说明酪氨酸相关区域为明显的疏水环境，而处于较松散的过渡态结构，如:类螺旋或类β-折叠时，I850/I830值降为2.3左右，但还是处于疏水范围，说明酪氨酸相关区域为中度疏水环境，当丝蛋白处于β-折叠结构时，I850/I830值又回到3.3，此时酪氨酸相关区域为明显的疏水环境。

Ping Zhou等［20］利用二维拉曼相关光谱及13C固态NMR研究了钙离子对丝素蛋白分子构象从silk I到silkⅡ转变的影响。实验结果表明，钙离子浓度在10 mg/g时，silkⅡ(包括与silkⅡ相关的中间态结构)的含量达到最大值，而继续增加钙离子浓度其含量反而减少，说明钙离子浓度较高时会抑制silkⅡ构象的形成，这可能是因为钙离子浓度较高时，会诱导凝胶的形成。pH值与钙离子浓度的混合作用研究表明，silkⅡ构象最高含量仍出现在钙离子浓度为10mg/g时，并且该钙离子浓度下，随着pH值的增加，silkⅡ构象含量减少。虽然在钙离子浓度小于10mg/g时，对silkⅡ构象的形成有促进作用，但是即使在silkⅡ构象含量总体最高的条件下，silkⅠ构象含量还是占主导位置，所以需要其他条件，比如拉伸流动、剪切力、其他金属离子的作用等来完成从silkⅠ到silkⅡ的转变。

周文等［21］采用拉曼光谱研究Fe(III)和Mn(II)对高浓度再生丝素蛋白水溶液中丝蛋白构象的影响，研究表明Fe(III)能够诱导丝蛋白的构象由无规线团和(或)螺旋结构向β-折叠转变，机理与Cu(Ⅱ)相似，但是Mn(II)对丝蛋白的构象没有明显的影响。

铁离子和钙离子由于与丝蛋白分子的络合点不同，对丝蛋白分子构象的影响有很大差异，铁离子的加入有助于β-折叠构象的形成，而钙离子虽然可以增加β-折叠结构的含量，但是丝蛋白溶液中还是以silkⅠ为主，说明钙离子有利于维持丝蛋白在溶液中的稳定结构。

2.4 pH值的作用

pH值是通过改变丝蛋白所带电荷的情况来影响丝蛋白分子间的排列，从而使构象发生转变。

Ping Zhou等［20］利用二维拉曼相关光谱及13C固态NMR研究发现，在pH值较低时，促进了silkⅡ结构的形成;而pH值较高时，分子构象保持了silk I结构的特征，并且pH值对分子构象的影响是质子化作用的结果，pH值减少导致质子增多，使氨基酸侧链所带负电荷减少，分子链间更容易靠近形成氢键作用，再加上固化过程中水的排出，使得分子间排列更规整而发生重折叠。

Wei Wei［22］等利用一种新型的毛细管干法纺丝装置模拟了蚕的吐丝过程，并研究了pH值对分子构象的影响，结果发现降低pH值(接近丝蛋白的等电点)有助于 β-折叠分子的形成。Xin-Gui Li等［15］也证实了这一点。

3 温度和丝蛋白浓度对天然丝蛋白分子构象的影响

彭显能等［23］用二维相关红外光谱研究再生丝素蛋白膜的构象与温度之间的关系。将样品从130℃升温到220℃或在180℃的恒温过程中，丝素蛋白分子链的构象会发生变化。二维相关光谱证实了构象变化响应顺序为:先是无规线团的“崩溃”及氧化过程的发生，然后才是β-折叠或α-螺旋结构的增加和完善。

Wei Tao等［24］研究了再生柞蚕丝素蛋白水溶液中的分子构象，并研究了温度和丝蛋白浓度对溶胶-凝胶转变过程中构象变化的影响。通过圆二色、13C NMR、拉曼光谱发现，丝蛋白水溶液的分子构象主要为α-螺旋和无规卷曲，并存在少量的β-折叠结构，这与桑蚕丝素蛋白水溶液只有无规卷曲而没有α-螺旋构象不同。随着温度和溶液浓度的增加，凝胶速度增加，凝胶过程中柞蚕丝素蛋白从无规卷曲向β-折叠构象转变。

Jin Nam等［3］研究了再生丝素蛋白在不同凝固温度下的分子构象转变情况，XRD和FTIR数据表明，较高凝固温度下丝蛋白中出现了较少的β-折叠结晶结构，总体说来温度从-60℃升高到-10℃对分子构象几乎没有影响。

Xin-Gui Li等［15］用圆二色光谱及紫外-可见吸收光谱研究发现，改变溶液温度和浓度，再生丝素蛋白溶液的分子构象会从开始的无规卷曲转变为规整的β-折叠结构，并且β-折叠构象含量随着溶液浓度和温度的升高而增加。

温度通过提供能量让分子链热运动、重新排列从而实现分子构象的转变。丝蛋白浓度较大时可以使分子间距减小，更有利于β-折叠结构的形成。这两种因素对丝蛋白分子构象的作用较溶剂、金属离子、pH值都小。

4 剪切力等外力对天然丝蛋白分子构象的影响

Chang Seok Ki等［25］通过 CD、FTIR 及固体13C NMR研究了丝胶(SS)在剪切条件下对丝素(SF)溶液构象的影响。剪切前SS/SF混合溶液或膜都主要呈无规卷曲构象，但随着SS含量的增加β-折叠片段的含量有所增加;剪切后得到的沉积物，FTIR显示典型的β-折叠结晶结构，而NMR显示，除了β-折叠外，分子中还保留有一定量的无规卷曲结构;剪切后残余的SF/SS溶液，CD显示的主要还是无规卷曲结构，而FTIR和NMR分析结果则不同:加入SS后分子构象主要为β-折叠，并且当SS质量分数为10%时，β-折叠结构含量最高，这种差异主要是因为CD测试的是溶液，而FTIR和NMR测试的则是溶液固化后得到的膜。

Xin-Gui Li等［26］用圆二色光谱、拉曼光谱、红外光谱等研究了超声波或挤出处理对再生丝素蛋白溶液分子构象的影响，发现相比温度、蛋白浓度、pH值、金属离子等，超声波或挤出处理对分子构象的影响更大，处理后无规卷曲结构含量会稳步减少而β-折叠结构含量则显著增加，并且挤出处理相比超声波处理更能得到高含量的β-折叠结构。在偏振显微镜下可以观察到，挤出处理后水溶液会出现液晶态，说明剪切力作用对丝蛋白分子在水溶液中形成液晶态规整的β-折叠构象起到了关键的作用。

蚕或蜘蛛吐丝过程就是丝蛋白在外力作用下由无规卷曲或螺旋结构向β-折叠构象转变的过程，所以外力作用是影响丝蛋白分子构象的一个重要因素，并且这种外力作用往往比其他因素的影响更大。

5 结语

诱导丝蛋白分子构象转变的外源因素中，除了剪切力等外力作用外，溶剂和金属离子是较为重要的两个因素。本质上这两者都是通过破坏丝蛋白原有疏水结构的稳定性来诱导分子构象的转变，只是两者的作用区域不同，溶剂的破坏区域是体系中大量存在的疏水相互作用，而金属离子则是与丝蛋白分子中特定的点直接进行络合。与丝蛋白分子的作用点及其离子(或水化离子)半径的差异，使不同种类的金属离子对丝蛋白构象转变的影响也有所不同，其中铜离子和钾离子对形成β-折叠结构的作用较为显著;溶剂中，醇类溶剂可以通过对再生丝蛋白材料进行后处理使其分子构象β-折叠化，而六氟异丙醇等有机溶剂则有利于丝蛋白在溶液状态时保持稳定的silk I构象。较低的pH值可以促进β-折叠的形成，而温度与丝蛋白浓度对丝蛋白分子构象的影响较小。

再生天然丝蛋白材料由于其广阔的应用前景受到了越来越多的关注，对丝蛋白二级结构进行系统的研究，了解溶剂、金属离子等外源性因素对丝蛋白二级结构的影响，可以为高性能再生天然丝蛋白材料的制备条件提供优化的指导性信息。

［1］LEFEVRE T，BOUDREAULT S，CLOUTIER C，et al.Diversity ofmoleculartransformationsinvolved in the formation of spider silk［J］.Journal of Molecular Biology，2011，405(1):236-253.

［2］JI D，DENG Y B，ZHOU P.Folding process of silk fibroin induced by ferric and ferrous ions［J］.Journal of Molecular Structure，2009，938(1):305-310.

［3］NAM J，PARK Y H.Morphology of regenerated silk fibroin:effectsoffreezing temperature，alcoholaddition and molecular weight［J］.Journal of Applied Polymer Science，2001，81(12):3008-3021.

［4］陈新，周丽，邵正中，等.时间分辨红外光谱对丝蛋白膜构象转变动力学的研究:再生蚕丝蛋白膜在高浓度醇溶液中的构象转变［J］.化学学报，2003，61(4):625-629.CHEN Xin，ZHOU Li，SHAO Zhengzhong，et al.Conformation transition of silk protein membranes monitored by time-resolved FT-IR spectroscopy:Conformation transition behavior of regenerated silk fibroin membranes in alcohol solution at high concentration［J］.Acta Chimica Sinica，2003，61(4):625-629.

［5］CHEN X，SHAO Z Z，KNIGHT D P，et al.Conformation transition kineticsofBombyx morisilk protein［J］.Proteins:Structure，Function，and Bioinformatics，2007，68(1):223-231.

［6］ZHENG Z H，WEI Y Q，YAN S Q，et al.Preparation of regenerated Antheraea yamamaisilk fibroin film and controlled-molecular conformation changes by aqueous ethanol treatment［J］.Journal of Applied Polymer Science，2010，116(1):461-467.

［7］MA L，HE W R，HUANG A M，et al.Mechanism of conformational transition of silk fibroin in alcohol-water mixtures［J］.Chinese Journal Chemistry，2011，29(5):877-882.

［8］RAJKHOWA R， LEVIN B， REDMOND S L， et al.Structure and properties of biomedical films prepared from aqueous and acidic silk fibroin solutions［J］.Journal of Biomedical Materials Research Part A，2011，97(1):37-45.

［9］HA S W，TONELLI A E，HUDSON S M.Structural studies of Bombyx morisilk fibroin during regeneration from solutions and wet fiber spinning［J］.Biomacromolecules，2005，6(3):1722-1731.

［10］莫春丽，DICKO Cedric，邵正中，等.时间分辨全反射红外光谱对醋酸诱导丝蛋白构象转变的研究［J］.化学学报，2009，67(22):2641-2644.MO Chunli，DICKO Cedric，SHAO Zhengzhong，et al.Time-resolved total reflectance FT-IR spectroscopy characterization on conformational change of silk fibroin induced by acetic acid［J］.Acta Chimica Sinica，2009，67(22):2641-2644.

［11］SUZUKI Y，GERIG J T，ASAKURA T.NMR study of interactions between silk model peptide and fluorinated alcohols for preparation of regenerated silk fiber［J］.Macromolecules，2010，43(5):2364-2370.

［12］许箐，潘志娟，钱丹娜，等.不同工艺条件下再生蜘蛛丝蛋白的分子结构［J］.苏州大学学报，2005，25(2):10-14.XU Jing，PAN Zhijuan，QIAN Danna，et al.Molecular structure of regenerated spider silk protein［J］.Journal of Soochow University，2005，25(2):10-14.

［13］RUAN Q X，ZHOU P.Sodium ion effect on silk fibroin conformation characterized by solid-state NMR and generalized 2D NMR-NMR correlation［J］.Journal of Molecular Structure，2009，883/884:85-90.

［14］RUAN Q X，ZHOU P，HU B W，et al.An investigation into the effect of potassium ions on the folding of silk fibroin studied by generalized two-dimensional NMR-NMR correlation and Raman spectroscopy［J］.FEBS Journal，2008，275(2):219-232.

［15］LI X G，WU L Y，HUANG M R，et al.Conformational transition and liquid crystalline state of regenerated silk fibroin in water［J］.Biopolymers，2008，89(6):497-505.

［16］陈新，邵正中，KNIGHT David P，等.时间分辨红外光谱对丝蛋白膜构象转变动力学的研究:不同碱金属离子对蜘蛛丝蛋白膜构象转变的影响［J］.化学学报，2002，60(12):2203-2208.CHEN Xin，SHAO Zhengzhong，KNIGHT David P，et al.Conformation transition of silk protein membranes monitored by time-resolved FTIR spectroscopy:effect of alkali metal ions on Nephila spidroin membrane［J］.Acta Chimica Sinica，2002，60(12):2203-2208.

［17］ZONG X H，ZHOU P，SHAO Z Z，et al.Effect of pH and copper(II)on the conformation transitions of silk fibroin based on EPR，NMR，and raman spectroscopy［J］.Biochemistry，2004，43(38):11932-11941.

［18］宗小红，周平，邵正中，等.再生丝素蛋白在水溶液中构象转变的 Cu(II)离子效应［J］.科技通报，2005，50(11):1080-1084.ZONG Xiaohong，ZHOU Ping，SHAO Zhengzhong，et al.EffectofCu(II)on the conformation transitions of regenerated silk fibroin in water［J］.Bulletin of Science and Technology，2005，50(11):1080-1084.

［19］钟一鸣，杨宇红，陈新，等.铜离子对水溶液中再生丝素蛋白构象转变的诱导作用［J］.高分子学报，2009(10):1056-1060.ZHONG Yiming，YANG Yuhong，CHEN Xin，et al.Cu(II)-induced conformation transition of regenerated silk fibroin in aqueous solutions［J］.Acta Polymerica Sinica，2009(10):1056-1060.

［20］ZHOU P，XIE X，KNIGHT D P，et al.Effects of pH and Calcium ions on the conformational transitions in silk fibroin using 2D Raman correlation spectroscopy and13C Solid-State NMR［J］.Biochemistry，2004，43(35):11302-11311.

［21］周文，郁芳，邵正中，等.铁和锰对桑蚕丝蛋白构象转变的影响［J］.化学学报，2007，65(19):2197-2201.ZHOU Wen，YU Fang，SHAO Zhengzhong，et al.Effect of Fe and Mn on the conformation transition of Bombyx mori silk fibroin［J］.Acta Chimica Sinica，2007，65(19):2197-2201.

［22］WEI W，ZHANG Y P，ZHAO Y M，et al.Bio-inspired capillary dry spinning of regenerated silk fibroin aqueous solution［J］.Materials Science and Engineering C，2011，31(7):1602-1608.

［23］彭显能，陈新，武培怡，等.二维相关红外光谱研究再生蚕丝蛋白膜的构象与温度之间的关系［J］.化学学报，2004，62(21):2127-2130.PENG Xianneng，CHEN Xin，WU Peiyi，et al.Investigation on the conformation transition of regenerated silk fibroin films under thermal treatment by two-dimensional(2D)correlation FT-IR spectroscopy［J］.Acta Chimica Sinica，2004，62(21):2127-2130.

［24］TAO W，LI M Z，ZHAO C X.Structure and properties of regenerated Antheraea pernyi silk fibroin in aqueous solution［J］.International Journal of Biological Macromolecules，2007，40(5):472-478.

［25］KI C S，UM I C，PARK Y H.Acceleration effect of sericin on shear-induced β-transition of silk fibroin［J］.Polymer，2009，50(19):4618-4625.