植物抗线虫基因与抗性机理研究进展

叶德友， 陈劲枫

（1．甘肃省农业科学院蔬菜研究所，兰州 730070； 2．南京农业大学园艺学院，南京 210095）

植物寄生线虫严重危害全球农业生产，全世界每年因线虫造成的作物产量损失高达1 000亿美元［1］。植物寄生线虫的取食策略各不相同，外寄生线虫主要寄生在植物的根皮细胞，如毛刺线虫属（Trichodor us spp．），而内寄生线虫，如根结线虫属（Meloidogyne spp．）和 孢 囊 线 虫 属 （Heteroder a spp．和Globoder a spp．），在植物根部建立永久性的取食位点后，线虫便从中吸取营养，进行生长发育和繁殖［2］。内寄生线虫可通过轮作、土壤消毒和选用抗病品种进行防治，然而，根结线虫具有广泛的寄主范围，孢囊线虫在无寄主的条件下仍可在土壤中存活长达10年以上，这使得通过轮作来防治线虫也无济于事。防治植物内寄生线虫的化学措施，包括利用一些非特异性的和极其有毒的杀线虫剂，由于化学药剂对环境造成污染和受政府的严格控制，这一方法在实际生产中受到严重制约。因此，抗线虫品种的选育显得愈来愈重要，最重要的是研究抗性基因及其内在的抗性机理。

有关内寄生线虫与寄主之间的互作关系前人已进行了大量的研究，内寄生线虫抗性基因的定位与克隆，对解析线虫抗性的遗传及分子机理作出了巨大贡献。本文对近年来在植物抗线虫基因与抗性机理方面取得的研究成果做一综述。

1 抗线虫基因

1．1 甜菜抗线虫基因

第一个抗线虫基因Hs1pro－1是从甜菜（Beta vulgaris）中获得的，该基因是一单显性基因，对甜菜孢囊 线 虫 （beet cyst nematode，BCN，Heteroder a schachtii）具有抗性［3］。该基因编码产物包含一个富亮氨酸重复序列（LRRs）和一个预测跨膜结构域（T M），其蛋白质结构与番茄抗叶霉病基因Cf－9编码蛋白结构相似。携带Hs1pro－1基因的甜菜叶片上通常会形成囊肿，有时会产生所谓的“多顶”表型。不具有这些不利性状的抗性植株后代其外源导入片段减小，研究发现抗性植株后代中其外源导入片段减小到原始片段的35%和17%，分子检测后发现在抗性植株中均不含有Hs1pro－1基因，这表明在导入片段上可能存在其他的抗线虫基因［1］。

栽培甜菜中缺乏BCN抗源，其品种抗性均是通过种间杂交将野生甜菜B．patell aris，B．procumbens和B．webbiana中的BCN抗性导入栽培甜菜中［4］。通过种间杂交形成3种抗线虫甜菜植株：（1）染色体附加系（2n＝19）；（2）染色体片段附加系（2n＝18＋f）和（3）染色体代换系（2n＝18）［1］。这3种野生甜菜中至少含有3个抗线虫基因，它们分别位于3条不同的同源染色体上，其中Hs1位于B．patell aris，B．procu mbens和B．webbiana的Ⅰ染色体上，分别 为 Hs1pat－1，Hs1pro－1和 Hs1web－1，Hs2 位于B．procumbens和B．webbiana的Ⅶ染色体上，分别 为 Hs2pro－7和 Hs2web－7，Hs3 （Hs3web－8）位 于B．webbiana的Ⅷ染色体上［4］。野生甜菜 B．procu mbensⅠ染色体上的 Hs1pro－1基因，B．webbiana Ⅰ染色体上的 Hs1web－1和Ⅶ染色体上的 Hs2web－7基因均已导入栽培甜菜中，且这3个抗性基因均被定位于栽培甜菜的Ⅳ染色体上［5］。

1．2 马铃薯抗线虫基因

马铃薯孢囊线虫（potato cyst nematode，PCN）是马铃薯生产上的一种重要病原线虫。目前，已在马铃薯中定位了许多抗线虫基因。Gpa2是第一个从马铃薯中分离到的抗线虫基因，它是一个单显性抗性基因，抗马铃薯白线虫（Gl oboder a pallida），是采用图位克隆从马铃薯野生亚种Sol anu m tuber osum ssp．andigenaⅫ染色体的一个复合位点中分离得到的［6］。Gpa2与抗马铃薯X病毒基因Rx1高度同源，两者具有93%的核苷酸相似性和88%的氨基酸同源性。该复合位点上除了Gpa2与Rx1基因外，还鉴定到了另外两个抗病基因同源序列（resistance gene ho mol ogues，RGHs），其中RGH1 是一个功能未知的预测抗性基因，而RGH3可能是一个假基因［7］。Bakker等［8］从马铃薯二倍体种S．tuberosum ssp．tuberosum 的3个单体中鉴定到了9个Gpa2／Rx1基因同源序列，与Gpa2和Rx1基因具有93%～95%的序列相似性，位于马铃薯Ⅻ染色体上的Gpa2／Rx1基因簇内。

此外，在马铃薯中还定位了一些数量性状与单显性抗性基因位点。Gro1．4被定位于S．spegazziniiⅢ染色体上，抗马铃薯金线虫（Globoder a rostochiensis），马铃薯二倍体种Ⅳ染色体上的QTL位点Gpa4对马铃薯白色肥囊线虫具有抗性，GroI，Gro1．2和Gro1．3均源自S．spegazzinii，分别位于马铃薯Ⅶ、Ⅹ和Ⅺ染色体上，对马铃薯金线虫具有抗性［9］，Rmc1是一个位于S．bulbocastanu m XI染色体上的单显性基因，抗根结线虫、孢囊线虫、马铃薯长管蚜（Macrosiphu m euphorbiae）与甘薯粉虱（Bemisia tabaci）［10］。在马铃薯V染色体上定位了5个抗性基因，分别为Gpa，Gpa5，Gr p1，Gro VI和H1，Gpa是一个QTL，源自S．spegazzinii，对马铃薯白线虫具有抗性［11］，Gpa5位于Ⅸ染色体上，与Gpa6共同作用抗马铃薯白线虫［12］，Gpa5，Gpa6和Gr p1均被定位于S．tuberosum 与马铃薯野生种S．ver nei，S．ver nei ssp．ballsii，S．oplocense和S．tuberosum ssp．andigena的种间杂种上，目前尚不清楚它们的确切来源。Gr p1是一个单显性基因，对马铃薯白线虫和马铃薯金线虫均具有抗性［13］。Gro VI和H1也是单显性基因，两者均抗马铃薯金线虫，GroVI源自S．vernei，而 H1 源自S．tuberosum ssp．andigena［14］。

1．3 番茄抗线虫基因

栽培番茄（Lycopersicon esculentu m）是对根结线 虫 （root－knot nematode，RKN，Mel oidogyne spp．）较为敏感的蔬菜作物之一，目前已在番茄中发现了多个抗RKN基因。第1个抗RKN基因是从秘鲁番茄（L．per uvianu m）第6染色体短臂上的Mi1位点克隆获得的，该基因属NBS－LRR类R基因家族，与番茄细菌性叶斑病抗性基因Pr f高度同源，其蛋白质结构中包含一个卷环（CC）基序，N端有一个超长结构域［15－16］。该基因具有广谱抗性，能有效抵抗除北方根结线虫（Meloidogyne hapl a）以外的其他3种主要根结线虫，如南方根结线虫（M．incognita），爪哇根结线虫（M．j avanica）和花生根结线虫（M．arenaria），但Mi－1基因介导的抗性在温度高于28℃时失去活性［17］。Mi－1基因除抗根结线虫外，同时对马铃薯蚜虫和白粉虱Q、B小种具有抗性［18－19］。Hero是从番茄中克隆的第2个抗RKN基因，该基因源自醋栗番茄（L．pi mpinellif oliu m），位于番茄第4染色体的导入片段上，Hero基因不仅对RKN具有抗性，而且抗马铃薯金线虫，对马铃薯白线虫也具有部分抗性［20］。

已定位的番茄RKN抗性基因还包括Mi3［21］、Mi5［22］和 Mi－9［17］，Mi－9 与 Mi1 基因 一样均来自秘鲁番茄，位于番茄第6染色体上，Mi1基因源自秘鲁番茄品系‘PI128657’，Mi－9 来自于‘LA2157’品系。Mi1与Mi－9基因的主要区别在于热稳定性不同，当土壤温度高于32℃时，Mi1基因抗性消失，而Mi－9基因对根结线虫仍具有抗性［17］。Mi3位于秘鲁番茄品系‘PI126443－1 MH’的第12染色体上，该基因在高温下同样失去抗性［21］。Mi5与Mi3基因一样也来自于秘鲁番茄品系‘PI126443－1 MH’，与Mi3基因紧密连锁，但是这两个基因的热稳定性不同，在土壤温度高于32℃时Mi3基因抗性消失。此外，在秘鲁番茄中还发现了其他5个抗RKN基因Mi2、Mi4、Mi6、Mi7和Mi8，它们分别来自于秘鲁番茄品系‘PI270435－2R2’、‘LA1708’、‘PI270435－3 MH ’、‘PI270435－3 MH’和 ‘PI270435－2R2’，其 中，Mi2 与Mi8连锁，Mi6与Mi7连锁，Mi2、Mi4、Mi6耐高温，在土壤温度为32℃下仍对南方根结线虫具有抗性，而Mi7和Mi8在温度高于25℃时对南方根结线虫的抗性丧失［17］。

1．4 辣椒抗线虫基因

辣椒（Capsicu m annuu m）野生资源及其近缘野生种中广泛存在抗线虫基因，1957年Hare首次在C．f r utescens L．‘Santanka XS’上发现了单显性抗根结线虫基因N，该基因抗南方根结线虫、爪哇根结线虫和花生根结线虫，在28℃以上会丧失部分抗性，该基因抗性已被导入一些商业品种中，如‘Mississippi Nemaheart’［23］。此后，遗传学家又从3份亲缘关系较远的辣椒种质资源‘PI322719’，‘PI201234’和‘CM334’（Criollo de Morelos 334）中发现了8个抗线虫基因，分别为Me1、Me2、Me3、Me4、Me5、Me7、Mech1 和Mech2，其中，Me1、Me3和Me7 基因分别来自于辣椒品系‘PM－217’（‘PI201234’）、‘PM－687’（‘PI322719’）和‘PM702’（‘CM334’），这3个基因具有广谱抗性，能抗花生根结线虫、爪哇根结线虫和南方根结线虫；其他抗根结线虫基因分别控制对一种根结线虫的抗性，其中，Me2、Me5 基 因 分 别 来 自 辣 椒 品 系 ‘PM－217’（‘PI201234’）和‘Yolo Wonder’，抗爪哇根结线虫；Me4基因来自于辣椒品系‘PM－687’（‘PI322719’），抗花生根结线虫；Mech1和Mech2基因分别来自于辣 椒 品 系 ‘PM702’（‘CM334’）和 ‘PM－217’（‘PI201234’），对奇氏根结线虫（M．chit woodi）具有抗性。现已将 Me1、Me3、Me4、Me7、Mech1 和Mech2定位于辣椒P9染色体上一个28 c M的区段内，该基因区段与番茄、马铃薯抗线虫基因位点具有较高的共线性［24］。辣椒P9染色体上的根结线虫抗性基因Me3，马铃薯Ⅻ染色体上的孢囊线虫抗性基因Gpa2，与番茄第12染色体上的根结线虫抗性基因Mi3大致位于同源染色体上的同一个区段，目前仍不清楚这3个基因是否为同源基因［6，25］。

1．5 大豆抗线虫基因

大豆孢囊线虫（soybean cyst nematode，SCN，Heteroder a gl ycines）是大豆生产上一种危害严重的世界性害虫，SCN生理小种分化较多，除11、13号小种外，目前已在大豆中发现了1、2、3、4、5、6、7、8、9、10、12、14、15、16号共14个生理小种［26］，并鉴定到了一些抗SCN的种质资源，如‘PI88788’、‘PI437654’、‘Peking’、‘PI 90763’、‘PI 438489B’和‘PI 209332’等［27］。现已在大豆上命名了5个SCN抗性基因，分别为r hg1、rhg2、r hg3、Rhg4 和r hg5［28］。此外，Brucker等［29］在SCN抗源‘PI88788’中发现了r hg1基因的一个等位基因r hg1－b。目前已发表了16张SCN抗性QTL遗传图谱，有60个SCN抗性基因或QTL被定位于大豆20条连锁群中的17条连锁群上，包括连锁群 A1、A2、B1、B2、C1、C2、D1a、D2、E、F、G、H、I、J、L、M 和 N。其中，连锁群 G上的SCN抗性QTL最多，共有4个，连锁群B1，C2和D2上分别有3个QTL，连锁群A1、B2、D1a、E和M上分别有2个QTL，而其余连锁群上则分别只有1个QTL。在现有SCN抗源中，‘Peking’中含有的SCN抗性QTL最多，已定位了9个QTL，其次为SCN 抗 源 ‘PI438489B’，已 定 位 了 8 个 QTL，‘PI437654’中定位了6个QTL，而其余抗源中只含有5个或5个以下QTL。在SCN抗性QTL遗传图谱构建中，‘Peking’是利用最多的抗源材料，其中有5张遗传图谱是独立采用该抗源构建的，另有4张图谱分别是采用该抗源与‘PI437654’，‘PI88788’和‘PI90763’组合构建的，目前报道的QTL能够解释SCN抗性1%～91%的表型变异［30］。尽管已定位的QTL较多，但在大多数SCN抗源中，SCN抗性位点r hg1仍是一个主效QTL，在已定位的QTL中具有最大抗性。r hg1基因被定位于大豆G连锁群上，位于SSR标记SIUC－Sca13与BARCSatt309之间，距离Satt309约1．5 c m，其介导的SCN抗性与该基因内的19 bp的插入缺失片段SIUCT MD1共分离［31］。Meksem 等［32］从SCN 抗源‘Peking’中克隆出SCN抗性候选基因r hg1，该基因编码一个富亮氨酸重复（LRRs）受体类激酶，与水稻白叶枯病抗性基因Xa21和拟南芥受体类激酶基因家族高度同源，其蛋白质包含3个功能结构域：12个胞外长末端重复序列（LRRs），1个跨膜结构域（T M）和1个激酶结构域（STK）。

1．6 禾谷类抗线虫基因

禾谷孢囊线虫（cereal cyst nematode，CCN，Heteroder a avenae）是危害禾谷类作物的世界性病原线虫。小麦（Triticum aestivum）品种‘Aus10894’和‘Loros’携带CCN抗性基因Cre1，位于小麦2B染色体上，对澳大利亚致病型Ha13有较强抗性，对欧洲致病型Ha12、Ha13也有抗性［33］。小麦近缘种偏凸山羊草（Aegilops ventricosa，2n＝28，DvDvMvMv）携带CCN抗性基因Cre2、Cre5（Cre X）、Cre6，Cre2 与Cre5（Cre X）为一对等位基因，位于偏凸山羊草6 Mv染色体上，Cre2对欧洲致病型有较强抗性，而Cre5对法国致病型有一定水平抗性，对澳大利亚致病型Ha13也有较强的抗性［34］，Cre6为单显性基因，位于偏凸山羊草5 Mv染色体的远端，表现高抗Ha13［35］。节节麦（Triticu m tauschii）携带 CCN 抗性基因Cre3（Ccn D1）和Cre4（Ccn D2），它们是一对等位基因，分别表现高抗和中抗CCN，Cre3基因位于节节麦的2D染色体长臂的远端部，对澳大利亚致病型Ha13具有高水平抗性，但对欧洲致病型Ha12、Ha13敏感，Cre4基因位于节节麦的2D染色体长臂的近端［36］。Cre F 基因源于小麦品种‘Festiguay’，位于小麦7 HL染色体上，对CCN表现高度抗性［37］。黑麦（Secale cereale）基因组中含有高抗CCN的单显性基因CreR，位于山羊草6R染色体上［38］。三芒山羊草（Aegilops triuncialis，2n＝28，CCUU）携带CCN抗性基因Cre Aet基因［39］。易变山羊草（Aegilops variabilis，2n＝28，UvUvSS）是CCN、禾谷RKN的双抗材料，抗性由一对显性基因Rkn－mnl控制，位于易变山羊草第三同源群染色体3Sv上［40］。大麦（Hor deu m vul gare）中也存在丰富的CCN抗性资源，目前在大麦中已经发现4个抗线虫基因Ha1、Ha2、Ha3、Ha4。其中，Ha1、Ha2 和Ha3均为单显性基因，被定位于大麦2 H染色体上，Ha4也是一个单显性基因，被定位于大麦第5 H染色体上，该基因对澳大利亚致病型Ha13的抗性与Cre6 基因类似［41］。

2 抗线虫机理

2．1 植物与线虫亲和性互作

要阐明抗线虫基因介导的抗性反应，首先必须了解植物与线虫的亲和性互作。根结线虫和孢囊线虫从卵中孵化后，其2龄幼虫进入土壤并在土壤中移动寻找适宜的寄主作物，当2龄幼虫进入根皮层后，根结线虫在细胞间移动，而孢囊线虫在细胞内移动，在找到利于取食位点形成的适宜细胞时线虫停止移动［42］。根结线虫与孢囊线虫取食位点诱导形成的机制基本相似，线虫侵入后在根系中形成一个多核取食细胞并从中汲取养分，2龄幼虫取食后经过3次蜕皮发育成为成虫。孢囊线虫的繁殖方式为有性生殖，雌虫与雄虫交配产卵后孵化出幼虫，1龄幼虫在卵内蜕皮后并在寄主植物上孵化出侵染性的2龄幼虫。尽管温带地区的一些根结线虫种类也有过有性生殖的研究报道，但一些重要的根结线虫种，如南方根结线虫，爪哇根结线虫和花生根结线虫的繁殖方式均为有丝分裂孤雌生殖［2］。

2．2 植物与线虫非亲和性互作

植物抗线虫反应可分为两类，第一类抗性反应表现为线虫侵染后5 d内取食位点的细胞发生过敏反应（hypersensitive response，HR），细胞出现坏死。过敏反应是许多病原菌包括内寄生线虫受到逆境胁迫后的普遍防卫机制，如Mi－1、Me3基因，坏死细胞发生在线虫移动时接触过的细胞和初始取食细胞中［43－44］，而 H1 基因中，诱导形成的取食细胞较小且被一层坏死细胞包裹，从而限制了取食位点的进一步扩大［45］。孢囊线虫的性别分化发生在取食位点形成的第一周内，营养供应较好时，线虫发育为雌虫，反之则发育为雄虫［46－47］。许多研究发现，即便是依赖孤雌生殖的根结线虫种类，在营养供应较差时，产生的雄虫也较一般情况下要多［19］，这一现象对含有抗线虫基因的植物中雄虫数目较多的原因做出了合理的解释。

第二类抗性反应表现为线虫侵染后期取食位点的细胞降解，但是并未发生过敏反应。许多植物抗线虫基因介导的抗性反应符合这一抗性机制，如Me1［44］、Ha2 和 Ha3［48］以及Gpa2［49］。在线虫侵染初期，亲和与非亲和性互作无明显差异，线虫能够建立功能性的取食位点，使得雄虫和雌虫都能够正常发育，但是在侵染后期，取食细胞的形态发生了变化，抗病植物中取食细胞的扩大受到阻碍，细胞质减少，液泡增多，取食细胞与维管束之间的界限变得模糊，这些特征表明，抗性反应降低了取食细胞的代谢活性，随着取食细胞的降解，取食位点周围的细胞发生坏死。由于线虫发育后期的营养供应受到限制，导致雌虫的生长发育和繁殖受到抑制，这一抗性机制与防卫反应缓慢的植物中产生较多雌虫的研究结果相一致。

2．3 抗线虫基因激活抗性反应

对孢囊线虫或根结线虫具有抗性的单显性R基因均可引发抗性反应，如线虫侵染后H1与Mi－1基因引发了快速的过敏反应［43］，而Me1与Gpa2基因则引发了缓慢的抗性反应［44，49］。已克隆的抗线虫基因与其他一些植物病原如细菌、真菌、卵菌和病毒的抗性基因具有相同的结构基序，这表明抗线虫基因是植物防御体系中的重要成员。Mi－1基因对两种完全不相关的生物种类即根结线虫和蚜虫均具有抗性［16，50］，这表明根结线虫和蚜虫的抗性机制具有相似的信号传导途径。此外，Gpa2与Rx1两个密切相关的基因对两种完全不同的病原具有抗性，它们分别抗马铃薯孢囊线虫（G．pallida）和马铃薯X病毒［6，51］。但是，Gpa2基因激活引发缓慢的抗性反应，而Rx1基因则引起快速的抗性反应，期间并未发生明显的过敏反应。如此高度同源的R基因如何诱导产生两种截然不同的防御机制，这可能是由于两者的蛋白质结构存在差异，如Gpa2基因的蛋白质结构中不含有酸性末端。Gpa2与Rx1基因的LZ－NBS结构域高度保守，表明植物的抗线虫性和病毒抗性可能与一般的信号传导途径有关，目前有关学者正在通过互换两基因的结构域进行研究，从而验证这一假说是否成立［6］。

Mi－1基因产物主要发挥调控蛋白的作用，其蛋白质N端与LRR结构域之间存在的分子内互作调控细胞坏死。对含有Mi－1／Mi－1基因的番茄突变体进行研究，从中鉴定到了一个对蚜虫和根结线虫均具有抗性的r me1基因，该基因特异性地识别Mi－1基因信号［43］。大豆抗病候选基因r hg1和Rhg4与拟南芥受体类激酶基因家族高度同源，r hg1和Rhg4基因中的一个活性异源二聚体参与或介导了SCN抗性，大豆单显性基因r hg1和Rhg4介导的双基因抗性反应很可能是由RHG1和RHG4蛋白的互作所引起［32］。

2．4 抗线虫基因的特异性

尽管根结线虫与孢囊线虫具有相似的营寄生机制，但是目前尚未发现兼抗两类线虫的抗源植物。Mi－1基因对许多根结线虫种类具有抗性，而Gpa2基因只对个别根结线虫种类中的特定种群具有抗性。许多研究推测，抗病基因蛋白质结构中的LRR结构域决定抗性反应的特异性，LRR结构域直接或间接地参与了病原识别。抗线虫基因Gpa2与Rx1高度同源，但两者蛋白质结构中的LRR结构域变异较大，这一发现符合上述推测。Mi－1基因编码产物中含有LRR结构域，该结构域能够识别根结线虫与马铃薯蚜虫分泌的无毒基因产物［16，50］。尽管蚜虫与根结线虫具有相似的取食行为，但两者分泌的无毒基因产物不完全相同，这是首例对两种毫不相关的生物种类均具有抗性的R基因双重特异性。

此外，有研究认为R基因产物是大蛋白复合物的一部分［52］。Mi－1基因编码的蛋白质N端结构域与一个包含200个α螺旋氨基酸残基的PCI结构域高度同源，大部分氨基酸残基位于蛋白质的C端和多蛋白复合物的亚基内［53］，这表明Mi－1基因编码蛋白可能是一个多蛋白调控复合物的一部分，作为一个结构支架蛋白与其他蛋白质发生相互作用［16］。因此，蚜虫与线虫的无毒基因产物并不直接与R基因蛋白发生相互作用，而是与特定的受体相互作用，并通过Mi－1基因蛋白引发信号传导级联反应［50］。

2．5 线虫无毒基因产物的识别

通过植物监控体系可以对蛋白质在线虫寄生过程中所起的作用加以检测，但是目前尚未鉴定到线虫的无毒基因产物。如果线虫通道的邻近细胞发生过敏反应，在线虫侵染的早期就有可能识别到侵染性线虫。抗病植物中的取食细胞发育受到抑制，对线虫的识别发生在线虫侵染后期。线虫侵入植物时，线虫体表首先接触植物细胞，而蚜虫释放分泌物，其口腔分泌的唾液蛋白将细胞壁降解［18］。Semblat等［54］利用AFLP从南方根结线虫的毒性系中检测到了一个无毒系缺失的多态性片段map-1，其编码一个由蚜虫产生的分泌蛋白。对Gpa2与Mi－1基因编码的蛋白质结构进行分析发现，Gpa2与Mi－1蛋白均位于植物细胞的细胞质中［43，49］。如果无毒基因产物与R基因产物共定位，线虫分泌进入取食细胞的分泌物就能与这些R基因产物发生相互作用。r hg1，Rhg4和Hs1pro1基因编码蛋白的LRR结构域可能位于细胞外，因此推测，无毒基因产物将很有可能来自于线虫体表或蚜虫的侧腹食管腺。

2．6 诱导系统抗性

除了经典的“基因对基因”抗性类型外，许多研究致力于更普遍的抗性类型，即所谓的诱导系统抗性（induced systemic resistance，ISR）。一些研究表明，根际细菌影响许多线虫种类的侵染，如禾谷孢囊线虫和花生根结线虫［55］、南方根结线虫［56］、马铃薯白线虫［57］以及甜菜孢囊线虫［58］。细菌表面成分如脂多糖类（LPS）和O－抗原在ISR中发挥重要作用，但是，一种LPS并非对不同的植物起作用，表明寄主特异性地与其他LPS组分而非O－抗原结合在一起参与信号识别，如核心区域和类脂A［59］。在植物对马铃薯白线虫的诱导系统抗性中，核心区域是主要的激发子，而类脂A则在抗病机制中发挥更为重要的作用［60］。

3 展望

在过去的几十年中，有关抗线虫基因的定位与克隆取得了重大进展，对抗线虫基因及其同源序列进行大量的结构与功能分析，将会有助于我们深入阐明植物的抗线虫机制。研究线虫诱导的抗性反应阻碍多核取食细胞的发育机制将会变得十分有意义，从不同植物中筛选鉴定抗线虫基因同源序列，将有助于研究R基因的分子进化。此外，通过对不同植物的R基因簇进行比较分析，可以建立从近缘野生物种中分离抗病基因的PCR克隆策略。从线虫基因组中筛选鉴定相应的无毒基因产物将是今后面临的一大主要难题，这不仅对于研究信号转导途径特别重要，同时也有利于揭示线虫与植物的共进化过程。

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