胶质瘤耐药机制研究进展
2011-04-13宗志涛
宗志涛,黄 燕,于 军
(1九江市中医医院,江西九江 332000;2九江市第一人民医院;3大连市中心医院)
目前,化疗是胶质瘤治疗的重要环节,但化疗耐药严重影响了临床效果。肿瘤耐药机制复杂,与肿瘤细胞内耐药基因作用、多药耐药性(MDR)、脑肿瘤干细胞(BTSC)的增殖、DNA损伤修复能力异常等有关。现就脑胶质瘤耐药机制的研究进展情况综述如下。
1 MDR
肿瘤MDR可能存在的分子机制有细胞膜药物排流泵的主动排出、机体解毒作用增强、肿瘤干细胞的作用等。
1.1 细胞膜药物排流泵的主动排出 目前,与细胞膜药物排流泵的主动排出的MDR蛋白中,P-糖蛋白(P-gp)、多药耐药相关蛋白(MRP)研究较透彻。
1.1.1 P-gp MDR基因包括MDR1与MDR 2。其中仅MDR 1产生耐药表型,MDR 2的功能尚不清楚。MDR 1基因定位于染色体7q21.1,产物是相对分子质量为 170 kD的跨膜磷脂糖蛋白,即为P-gp。P-gp过表达可引起药物外排增加、滞留减少。P-gp与脑胶质瘤恶性程度的关系尚存在争议。Faria等[1]研究发现P-gp在低级别胶质瘤中高表达,而MRP1在Ⅲ、Ⅳ级胶质瘤中高表达。Valera等[2]将几种神经上皮来源的小儿脑瘤细胞系加入长春新碱短期培养,发现相比其他细胞系,胶质瘤细胞系(SF188)中P-gp的mRNA表达水平减少。最近研究显示,MDR 1基因的单核苷酸多态性(SNP)与其编码的P-gp的活性密切相关。Schaich等[3]研究认为,替莫唑胺介导的细胞毒性依赖于MDR1的表达;并且通过对 MDR 1基因型的多元性分析,发现在经替莫唑胺治疗的胶质瘤患者中,MDR1外显子12 C 1236T单核苷酸多态性是一种新的独立预见性因素。
1.1.2 MRP 人类MRP基因家族现已有9个成员,其中MRP1发现最早研究最深并且与多药耐药关系最密切。其基因产物是一个相对分子质量为 190 kD的膜糖蛋白,氨基酸序列有15%与P-gp相同。作为药物输出泵,MRP能特异性转运疏水性的细胞毒药物,并且对于不能直接转运的弱碱类的抗癌药物,可与谷胱甘肽结合成谷胱甘肽-S-共轭物转运泵(GST-X泵)对其进行转运。有学者[4]研究发现,MRP1在人类正常星形细胞瘤中表达,其表达程度在原发和复发胶质瘤中没有显著性差异,并认为胶质瘤的多药耐药是原发性的。Valera等[5]研究显示,MRP1优先表达于成神经细胞瘤和室管膜瘤,MRP1基因的mRNA水平与其蛋白表达相关。
1.2 谷胱甘肽-S-转移酶(GST)的解毒作用 GST共有5个亚型,即GST-α、GST-μ、GST-π、GST-δ、GST-θ,20余种同工酶GST主要与化疗药物结合,参与生理解毒,降低化疗药物的毒性,导致肿瘤细胞产生耐药性。GST介导的耐药机制如下:①催化巯基谷光苷肽(GSH)与多种有害物质包括抗肿瘤药物结合,使药物对细胞的毒性降低;②GST可以将GSH耦联到化疗药物上,加速其外流,减少细胞毒性;③GST自身也可与亲脂性药物结合增加其水溶性,从而促进其外排。研究证实,GST-π在胶质瘤的表达增强是胶质瘤产生MDR的重要原因之一,其表达活性随着肿瘤恶性程度的增高而增高。Ezer等[6]发现,儿童星形细胞瘤中GST-π的表达随肿瘤病理分级增高而增强。近期研究发现,GST-π与六氧甲基鸟嘌呤DNA甲基转移酶(MGMT)在胶质瘤的耐药方面存在相关性。国外学者在体外研究 478例脑胶质瘤患者的耐药情况,发现MGMT和GST-π均过表达,且对卡氮芥的耐药程度增加[7]。
1.3 BTSC的增殖能力增强 BTSC与正常神经干细胞(NSC)有相似的细胞表面标志,且有较强的增殖和自我更新能力。胶质瘤组织中存在着一小群边缘细胞(SP)是耐放射和耐化疗细胞,而SP细胞的认定是以该细胞表达ABCG2蛋白为依据的,但ABCG2并不是BTSC惟一表达的ABC转运超家族成员。Platet等[8]在研究鼠 C6胶质瘤细胞系时发现,MDR 1基因在SP细胞和非SP细胞中均有表达。此外,抗凋亡基因如Bcl-2也可能是BTSC耐药的重要机制。
2 DNA损伤修复能力异常
当肿瘤细胞修复DNA损伤的能力增强,则产生耐药。目前,与DNA修复能力有关的酶类有MGMT、DNA拓扑异构酶Ⅱ(TopoⅡ)、DNA错配修复系统(MMR)。
2.1 MGMT MGMT基因定位于染色体10q24.33-qter,可编码相对分子质量为22 kD的酶蛋白。MGMT是一种普遍存在的DNA修复酶,能与DNA鸟嘌呤六号氧上的烷基加合物结合,将烷基转移到MGMT的第 145半胱胺酸活性位上,在受体蛋白分子中形成S-甲基半胱胺酸。DNA分子中的甲基鸟嘌呤被还原,而MGMT成为失去活性的烷基化MGMT,故称为自杀反应。MGMT能修复被化学药物烷基化的鸟嘌呤,因而可阻止DNA交联的形成,即降低了这些化学药物的细胞毒作用。研究证实,MGMT是胶质瘤组织耐受烷化剂类抗癌药的主要原因,MGMT表达阴性的胶质瘤患者化疗效果明显优于MGMT阳性者。近年研究发现,MGMT启动子的甲基化与MGMT蛋白表达关系密切。启动子甲基化在MGMT基因中较常见,多发生在MGMT基因启动子CpG岛,能导致该基因转录停止,蛋白表达减少。最近Blough等[9]研究表明,MGMT启动子甲基化预告将获益于替莫唑胺(TMZ)化疗,当无甲基化时TMZ诱导MGMT修复DNA损伤,促成化疗耐药,但Rodriguez等[10]研究显示,两者无明显关联,且胶质瘤患者细胞中MGMT的表达与患者生存期无明显相关。Parkinson等[11]认为,由于取材部位不同,或经治疗后的胶质瘤细胞中MGMT启动子甲基化是有变化的,从而造成上述研究的不同。但检测患者MGMT基因甲基化状态,并对患者实施不同的化疗方案,对实现预见性、个体化化疗,提高化疗疗效有一定意义。
2.2 DNA拓扑异构酶Ⅱ Topo有两种同工酶,其中TopoⅠ使DNA单键断裂并瞬间连接,无需ATP供能;TopoⅡ使DNA双键断裂并瞬间连接,需ATP供能。TopoⅡ是肿瘤化疗的重要靶点,主要介导DNA的断裂反应并形成DNA-酶复合物,但此反应是可逆的,且趋向与断裂的 DNA再联接。TopoⅡ介导的MDR的主要特征有:①对许多天然药物呈现抗药性。②膜—活性药物不能提高抗肿瘤药物的细胞毒作用。③药物在细胞内积聚与保留没有变化。④MDR 1与P-gp表达未见增加。⑤TopoⅡ含量及活性均有所下降。TopoⅡ介导的MDR细胞发生了TopoⅡ量和质的改变,酶水平的降低导致DNA断裂减少和细胞毒性降低,DNA结构的改变可影响药物诱导的“断裂复合物”的稳定性。研究证明,TopoⅡα的表达与胶质瘤的恶性程度具有一定关系,随肿瘤级别的增高而增强。卢培刚等[12]发现,胶质瘤标本中 TopoⅡDNA呈高表达,并随恶性程度增加而升高,而复发者TopoⅡ表达较原发者明显下降,说明恶性胶质瘤在治疗过程中获得耐药性与TopoⅡ含量和活性降低有关。研究发现,成神经管细胞瘤对依托泊甙敏感,是因为其TopoⅡα与TopoⅡβ共同高表达。
2.3 MMR 人类MMR由Mut H、Mut L、Mut S家族的蛋白组成,主要有6个蛋白质,即hMSH 2、hMSH 3、hMSH 6、hMLH 1、hMLH 3、hPML1。其作用在于修正核苷酸摄取错误,增强DNA复制忠实性,降低基因的自发突变率,维持着微卫星位点乃至整个基因组的稳定。近年来,MMR功能缺失与肿瘤细胞对多种化疗药物(TMZ、5-Fu、DDP等)耐药性的关系受到许多研究者的关注。研究认为,MLH 1缺失比MSH 2更多见,且其与较高程度的TMZ耐药相关。体外研究发现,胶质瘤原发性耐药与MMR的功能改变有关,并指出hMSH 2表达水平可预测胶质瘤的化疗反应。近年研究发现,TMZ诱导的细胞毒性依赖于MMR系统,MMR功能缺失与胶质瘤耐药相关。体外研究发现,经放疗+TMZ同步治疗和单纯TMZ治疗复发的胶质瘤中hMSH 6都有缺失,并认为hMSH 6的缺失可能促成了经TMZ治疗的胶质瘤复发。但也有相反的观点认为MMR缺失与TMZ的耐药无相关性。
综上所述,胶质瘤的耐药机制是一个多种因素共同参与的复杂过程,可能与肿瘤多药耐药性的形成、DNA损伤修复能力异常、BTSC增殖等有关。但胶质瘤对化疗药物产生耐药性的机制是复杂多变的,是多种因子及其受体作用的结果,对胶质瘤的研究必须从多基因、多途径寻找其耐药机制,以逆转其耐药,最终使胶质瘤患者的合理用药和个体化治疗成为现实。
[1]Faria GP,O liveira JA,Oliveira JG,et al.Differences in the expression pattern of P-glycoprotein and MRP1 in low-grade and highgrade gliomas[J].Cancer Invest,2008,26(9):883-889.
[2]Valera ET,Brassesco MS,Jabado N,et al.Pediatric glioblastoma cell line shows different patterns of expression of transmembrane ABC transporters after in vitro exposure to vinblastine[J].Childs Nerv Syst,2009,25(1):39-45.
[3]Schaich M,Kestel L,Pfirrmann M,et al.AMDR1(ABCB1)gene single nucleotide polymorphism predicts outcome of temozolomide treatment in glioblastoma patients[J].Ann Oncol,2009,20(1):175-181.
[4]Calatozzolo C,Gelati M,Ciusani E,et al.Expression of drug resistance proteins Pgp,MRP1,MRP3,MRP5 AND GST-πin humanglioma[J].JNeurooncol,2005,74(2):113-121.
[5]Valera ET,Lucio-Eterovic AK,Neder L,et al.Quantitative PCR analysis of the expression profile of genes related tomultipledrug resistance in tumors of the centralnervous system[J].JNeurooncol, 2007,85(1):1-10.
[6]Ezer R,Alonso I,Perira E,et al.Identification of glutathione S-transferase polymorphisms in brain tumorsand associationwith susceptibility to pediatric astrocytomas[J].J Neurooncol,2002,59 (2):123.
[7]Fruehauf JP,Brem H,Sloan A,etal.In vitro drug response andmolecularmarkersassociated with drug resistance inmalignantgliomas [J].Clin Cancer Res,2006,12(15):4523-4532.
[8]Platet N,Mayo J,Berger F,et al.luctuation of the SP/non-SP phenotype in the C 6 glioma cell line[J].FEBS Lett,2007,581(7): 1435-1440.
[9]Blough MD,Zlatescu MC,Cairncross JG,et al.O6-methylguanine-DNA methyltransferase regulation by p53 in astrocytic cells[J]. Cancer Res,2007,67(2):580-584.
[10]Rodriguez FJ,Thibodeau SN,Jenkin RB,et al.MGMT immunohistochemical expression and promotermethylation in human glioblastoma [J].Appl Immunohistochem Mol Morphol,2008,16(1):59-65.
[11]Parkinson JF,Wheeler HR,Clarkson A,et al.Variation of O(6)-methylguanine-DNA methyltransferase(MGMT)promotermethylation in serial samples in glioblastoma[J].J Neurooncol,2008,87 (1):71-78.
[12]卢培刚,张荣伟,袁绍纪,等.恶性胶质瘤DNA拓扑异构酶的表达[J].实用医药杂志,2003,60(6):445-446.