血浆蛋白粉在仔猪饲养中的应用及机理研究进展

高玉云 钟万福＊ 余 钗 马静云 谢青梅 毕英佐＊＊

仔猪断奶时经常腹泻和感染疾病,导致采食量、饲料转化率和体重下降,这可能与母乳中被动免疫成分的停止供应和仔猪自身免疫系统尚未发育成熟以及遭遇心理、营养、环境等因素的断奶应激有关[1-2]。因此,仔猪断奶后的 5～10天成为仔猪生产与管理中的重要阶段。喷雾干燥血浆蛋白粉(spray-dried animal plasma,SDAP)由于营养全面、消化率高、适口性好、富含免疫物质和生长因子等特点得到营养学家的青睐并在断奶仔猪饲粮配方中获得广泛应用。Van Dijk等[3]对 SDAP促生长作用的 15篇研究报告进行了统计分析,发现在仔猪饲粮中添加 SDAP,仔猪断奶后 2周的日增重和日采食量分别提高了 26.8%和 24.5%,且在断奶第 1周的添加效果比断奶第 2周的效果要好。笔者也首先对 4日龄的新生仔猪进行了研究,发现 SDAP可以显著改善 4日龄断奶仔猪的日增重和日采食量,分别提高了 24.3%和 21.9%[4],且在为期 18天的饲养中,断奶仔猪 4～21日龄的日增重可以提高到 260 g/d,这和母猪哺乳的仔猪日增重水平相近。许多研究还证实,SDAP可以减少断奶仔猪的腹泻并提高成活率[5-6]。此外,许多学者还认为 SDAP可以有效替代抗生素[7-9]。虽然对 SDAP的研究已经有 20多年的历史,但是对SDAP在断奶仔猪饲养中的作用机制尚不清楚,本文就其作用机理试图作一阐述。

1 SDAP中起作用的主要成分

SDAP的主要成分分为 3部分:低分子量蛋白、中等分子量蛋白(清蛋白)和高分子量蛋白(免疫球蛋白)。Pierce等[10]对断奶仔猪的研究发现,高分子量蛋白[主要是免疫球蛋白 G(IgG)]组的促生长性能与 SDAP组相似,白蛋白组对生长性能没有影响,低分子量蛋白组的采食量和生长性能反而下降,从而认为 SDAP中起主要作用的是高分子量蛋白,并发现当提供的高分子量蛋白含有的 IgG占 SDAP中 IgG的 80%时,生长性能得到改善;当提供的高分子量蛋白含有的 IgG占SDAP中 IgG的 128%时,有最大的日增重。研究人员也发现在普通的、传统的饲养环境中添加SDAP,比在干净卫生的环境中添加有更好的效果[7,11]。虽然 IgG在 SDAP中发挥主要作用这一推断合乎逻辑,但是,笔者最近在新生仔猪的研究中对比了鱼粉组、灭活 SDAP组 (autoclaving SDAP,auSDAP,主要是灭活免疫球蛋白的活性)和 SDAP组的作用,结果表明 auSDAP组的促生长作用不如 SDAP组,我们进一步研究发现 SDAP在改善肠道黏膜形态、提高系统和肠道抗氧化能力、降低系统和肠道免疫系统过度激活方面的作用都要优于 auSDAP。因此我们推断不能把 SDAP的促生长作用简单的归因于热敏感的免疫球蛋白成分[4]。很多学者也认为许多其他的生物活性物质(如生长因子、细胞因子和其他未知的物质)也可能发挥重要作用[4,12-13]。

2 SDAP对系统免疫和抗氧化的作用

细胞因子是一类有着广泛的生物学活性和功能多样性的分子。细胞因子特异的生物学活性虽然有所不同,但是基本上可以分为 2类,即促炎细胞因子和抗炎细胞因子。前者直接或间接涉及到炎症过程,如白介素 -1β(IL-1β)、白介素 -6(IL-6)、干扰素 -γ(IFN-γ)和肿瘤坏死因子 -α(TNF-α)。当机体发生炎症时,促炎细胞因子可以快速产生,且直接负责推动炎症的发展[14]。后者由抑制免疫应答的细胞因子组成,可以抵消细胞活性和炎症介质的产生,包括白介素 -4(IL-4)、白介素 -10(IL-10)、转化生长因子 -β(TGF-β)[15]。抗炎细胞因子可以降低免疫应答并阻止促炎细胞因子的进一步产生[16]。

饲喂 SDAP的断奶仔猪可以降低血液中的免疫细胞亚群的比例[9]。笔者对新生仔猪的研究也表明,SDAP可以降低血清中促炎细胞因子的表达[4]。对于大肠杆菌脂多糖刺激的断奶仔猪,饲粮中添加 7%的 SDAP可以降低肾上腺、脾脏、下丘脑、垂体和肝脏组织促炎细胞因子(IL-1β、TNF-α、IL-6)的表达[17]。从而说明无论对于非免疫应激还是免疫应激的断奶仔猪,SDAP都可以使机体系统免疫处于较低的活化状态。免疫反应的主要作用的是识别、杀死并消除抗原和病原体,但是,一旦免疫系统受到刺激,而免疫反应不加以控制,就可能导致组织损伤与病变[18]。此外,较低的免疫系统的激活状态可以使更多的营养物质用于生长和日增重,从而提高肉重比;而免疫系统的过度激活和促炎细胞因子的释放则会导致采食量的减少和营养分配的变化,使营养物质不用于骨骼肌的沉积而是用于支持免疫系统激活所必需的代谢反应[19]。同时,我们还发现 SDAP提高了血清中的抗氧化能力[4]。由于调控细胞氧化还原状态的抗氧化酶是抗氧化应激的重要防御[20],并且活性氧(reactive oxygen species,ROS)的过度产生会导致组织损伤并介导大量的信号级联放大反应,如DNA、蛋白质和细胞膜的损伤、突变性、组织的退化、细胞凋亡、细胞转化和癌症等[21],所以在仔猪断奶这一关键性的时期,SDAP对机体抗氧化能力的提高有着重要意义。

3 SDAP对肠道免疫系统和抗氧化的作用

肠道不仅是消化和吸收营养物质的重要场所,也是体内最大的免疫器官[22]。断奶会导致肠道形态的改变,如小肠绒毛萎缩和隐窝增生[23],导致小肠吸收能力受损。此外,断奶也会导致胃肠道免疫系统的激活。例如,Pié等[24]发现断奶导致促炎细胞因子表达的增加,从而损伤肠道完整性和上皮细胞的功能。对于非免疫刺激的断奶仔猪,SDAP可以提高绒毛高度,改善小肠形态,维持肠道黏膜的完整性[4,6-7,25]。同样,对于免疫刺激(灌服大肠杆菌)的断奶仔猪,SDAP可以阻止大肠杆菌在胃肠道的黏附,从而维持肠道功能的正常[6,8,12,17]。在金黄色葡萄球菌肠毒素 B(staphylococcus aureus enterotoxin B,SEB)刺激的大鼠,SDAP可以改善 SEB诱导的跨膜流量的增加与肠道紧密连接相关蛋白(ZO-1和 β-catenin 2种蛋白)表达的下降,降低毒素诱导的肠黏膜通透性增加,阻止病原微生物和食物抗原进入肠道,进而阻断局部炎症反应[13]。SDAP对小肠形态和肠道紧密连接相关蛋白表达的影响可以从 SADP对细胞因子的调控来解释。例如,研究发现 IFN-γ和TNF-α的释放可以影响肠上皮的通透性,这 2种细胞因子可减少 ZO-1蛋白和闭合蛋白(occludin)的表达,从而使上皮细胞的通透性增加[26]。但是,一些研究也表明 SDAP对肠道绒毛高度和隐窝深度没有影响[9,23,27]。这些结果的不同可能与饲养环境(干净卫生或者传统普通的饲养条件)、断奶日龄、样品采集和分析方法等不同原因有关[4]。

Nofrarías等[9]的研究表明 SDAP不但可以降低血液单核细胞含量、也可以减少组织化集合淋巴结(包括减少派伊尔氏节中巨噬细胞的含量,以及淋巴结中的巨噬细胞、B淋巴细胞和 γδ型 T细胞数目)中淋巴细胞的数目,同时还降低了弥散型淋巴组织(包括上皮内淋巴细胞和固有层)中淋巴细胞的产生。笔者最近对新生仔猪的研究也表明SDAP可以降低非免疫应激条件下断奶仔猪肠道促炎细胞因子 (TNF-α、IL-6、IL-1β)的水平[4],说明了 SDAP可以改善非免疫应激条件下的肠道免疫状况。对于免疫应激的断奶仔猪和大鼠,SDAP也可以减少肠道免疫系统的过度激活。例如,Bosi等[8]最早对 SDAP影响断奶仔猪肠道促炎细胞因子 mRNA[TNF-α、白介素 -8(IL-8)、INF-γ]的表达进行了报道,表明 SDAP可降低由肠毒性大肠杆菌诱导的肠道促炎细胞因子的表达。大鼠饲粮SDAP的添加不但可以抑制 SEB诱导的组织化集合淋巴结(包括派伊尔氏节和肠系膜淋巴结)中 T淋巴细胞的增加,减少辅助性 T细胞的活化[28],而且也可以影响弥散型淋巴组织(包括减少固有层中 γδ型 T细胞和自然杀伤性细胞的数量、T淋巴细胞的活化,以及上皮内淋巴细胞的活化)中淋巴细胞的产生[29]。

由于 SDAP显著影响了促炎细胞因子的表达,因此,SDAP对抗炎细胞因子 (IL-4、IL-10、TGF-β)表达的影响引起了笔者的兴趣。通过研究发现,SDAP亦显著降低了肠道 TGF-β的表达,笔者推测仔猪在遭受断奶应激后导致促炎细胞因子的释放增加,从而需要肠道产生更多的抗炎细胞因子以抵消促炎细胞因子带来的不利影响,而饲粮中 SDAP的添加可以同时减少促炎和抗炎细胞因子的产生,因而避免了肠黏膜免疫系统的过度激活[4]。因此,SDAP可以通过调节炎性细胞因子和抗炎细胞因子的平衡来调节机体对毒素和其他病原体的免疫反应。在人和动物研究中已证明,免疫系统的激活会使血浆促炎细胞因子(TNF-α、IL-1β、IL-6和 IL-8)水平上升,且伴随着以血浆抗炎细胞因子 (如 IL-10)升高为特征[30-32]。Moretó等[33]报道了饲粮中添加的 SDAP可导致 SEB感染的大鼠肠道(派氏结和肠黏膜)及系统水平 IL-10分泌的增加。这与我们的研究结果不一致,可能是由于动物种类、SEB刺激、饲养环境不同等差异引起的。此外,SDAP还可以改善肠道的抗氧化能力,特别是降低肠黏膜 MDA的含量[4]。由于氧化应激会导致胃肠道屏障完整性的损伤并增加肠黏膜通透性[34],所以 SDAP很可能通过提高抗氧化水平和降低促炎细胞因子的分泌这 2条途径来维持仔猪的肠黏膜屏障完整性,从而促进仔猪肠道健康和生长的。

笔者通过对比研究还发现,无论是抗氧化能力还是促炎和抗炎细胞因子的指标,SDAP对血液和肠道的影响程度均有所不同,其中在肠道改善的指标要明显多过血清。这表明,系统炎症应答和抗氧化水平不能反映肠道相应的指标,这可能与它们功能上的不同有关,肠道很可能是 SDAP起作用的主要部位[4]。肠道黏膜是一个高度分化的免疫系统,而且与系统免疫有很大不同,肠道黏膜免疫系统长期接触大量的食物抗原、常住菌群以及侵入机体的有害微生物[35]。

NF-κB是一个氧敏感的二聚物转录因子,它参与许多控制免疫和炎症应答的基因调控。近来研究发现促炎细胞因子如 TNF-α、IFN-γ、IL-1β可以诱导肠道紧密连接通透性的增加,且与细胞凋亡没有联系[36-38],而是与 NF-κB的激活有关[36,39]。NF-κB信号转导的级联放大可能由细胞因子、氧化剂启动,初始信号最终汇总到共同路径,刺激因子就是通过这些共同路径最终激活 NF-κB[40-41]。因此,在细胞信号通路中,NF-κB的活化受到来自细胞因子和机体氧化还原状态的双重调控,3者之间可能存在着复杂的交差对话。由于SDAP改善了系统和肠道的抗氧化水平和细胞因子的分泌,因此笔者推测 SDAP可能影响 NF-κB信号通路,但结果却表明 SDAP没有影响血清和肠道中的 NF-κB含量,故笔者认为 SDAP可能通过其他的核转录因子途径发挥作用[4]。

4 SDAP对内分泌和养分吸收的影响

Carroll等[42]研究了 SDAP和脂多糖刺激对断奶仔猪下丘脑 -垂体 -肾上腺轴的影响,发现SDAP可以降低促肾上腺皮质激素释放激素(CRH)mRNA、CRH受体 mRNA、促肾上腺皮质激素(ACTH)受体 mRNA的水平。但是我们研究发现 SDAP并不影响血清中类胰岛素生长因子 -Ⅰ(IGF-Ⅰ )、T3、T4、血清尿素氮 (SUN)、总蛋白、白蛋白、球蛋白含量和蛋白系数[4]。Owusu-Asiedu等[6]报道了在试验第 7天时 SUN含量在 auSDAP组和 SDAP组间没有差异,但在试验第 14天的时候,auSDAP组的 SUN含量显著高于 SDAP。因此,SUN含量的不同可能是仔猪日龄、饲养环境、配方中饲粮成分的不同造成的[4]。此外,SDAP还可以对养分的吸收产生影响。例如,SDAP可以通过增加空肠刷状缘的钠葡萄糖共转运载体 1(SGLT1)的表达,使肠道对 D-葡萄糖的吸收量提高 8%～9%[13]。SDAP对养分吸收的影响可以从 SADP对细胞因子的调控来解释,因为研究结果表明炎症过程中产生的细胞因子可以参与调控养分运输蛋白的表达。例如 TNF-α抑制了兔肠道对 D-果糖的摄取[43],而 IFN-γ则下调了 T84细胞对 D-葡萄糖的转运[44]。

5 小 结

断奶会导致仔猪社会、环境和营养物质等因素的改变,这些对仔猪造成非常大的应激,肠道炎症反应和全身性炎症反应与这些应激有关。肠道炎症和氧化应激增加了肠道对营养物质的需求,从而限制了用于生长沉积的营养物质的利用率。饲粮配方和成分的选择对于断奶仔猪的成功饲养至关重要,仔猪断奶后的健康和良好的生长性能对于其成活率以及以后的生长发育具有重要意义。SDAP可以调控新生仔猪促炎细胞因子和ROS的产生,调节系统和肠道炎症反应和抗氧化能力,维护仔猪肠道上皮细胞的完整性和功能,从而使更多的营养物质用于生长,提高营养物质的利用率。此外,肠道不仅是消化和吸收营养物质的重要场所,也是体内最大的免疫器官,而 SDAP在肠道改善的指标要明显多过血清,所以 SDAP很可能在改善肠道功能以及肠道的损伤修复中具有重要作用,但我们还需进一步研究 SDAP的哪些成分在肠道起主要作用,以及 SDAP和肠道粘膜免疫互作的分子机理。

[1] GRINSTEAD G S,GOODBAND R D,DRITZ S S,et al.Effects of a whey protein product and spraydried animal plasma on growth performance of weanling pigs[J].Journal of Animal Science,2000,78:647-657.

[2] PLUSKE J R,HAMPSON D J,WILLIAMS I H.Factors influencing the structure and function of the small intestine in theweaned pig:a review[J].Livestock Production Science,1997,51:215-236.

[3] VAN DIJK A J,EVERTS H,NABUURS M JA,et al.Growth performance of weanling pigs fed spraydried animal plasma:a review[J].Livestock Production Science,2001,68:263-274.

[4] GAO Y Y,JIANG Z Y,LIN Y C,et al.Effects of spray-dried animal plasma on serous and intestinal redox status and cytokines of neonatal piglets[J].Journal of Animal Science,2011,89:150-157.

[5] GATNAU R,ZIMMERMAN D R.Determination of optimum levels of inclusion of spray-dried porcine plasma(SDPP)in diets for weanling pigs fed in practical conditions[J].Journal of Animal Science,1992,70:60.(Abstract)

[6] OWUSU-ASIEDU A,NYACHOTI C M,BAIDOO S K,et al.Response of early-weaned pigs to an enterotoxigenic Escherichia coli(K88)challenge when fed diets containing spray-dried porcine plasma or pea protein isolate plus egg yolk antibody[J].Journal of Animal Science,2003,81:1781-1789.

[7] TORRALLARDONA D,CONDE M R,BADIOLA I,et al.Effect of fishmeal replacement with spray-dried animal plasma and colistin on intestinal structure,intestinal microbiology,and performance of weanling pigs challenged with Escherichia coli K 99[J].Journal of Animal Science,2003,81:1220-1226.

[8] BOSI P,CASINI L,FINAMORE A,et al.Spraydried plasma improves growth performance and reduces inflammatory status of weaned pigs challenged with enterotoxigenic Escherichia coli K 88[J].Journal of Animal Science,2004,82:1764-1772.

[9] NOFRARÍASM,MANZANILLA EG,PUJOLSJ,et al.Spray-dried porcine plasma affects intestinal morphology and immune cell subsets of weaned pigs[J].Livestock Science,2007,108:299-302.

[10] PIERCE J L,CROMWELL G L,LINDEMANN M D,et al.Effects of spray-dried animal plasma and immunoglobulins on performance of early weaned pigs[J].Journal of Animal Science,2005,83:2876-2885.

[11] TORRALLARDONA D,CONDE R,ESTEVE-GARCIA E,et al.Use of spray dried animal plasma as an alternative to antimicrobial medication in weanling pigs[J].Animal Feed Science and Technology,2002,99:119-129.

[12] OWUSU-ASIEDU A,BAIDOOT S K,NYACHOTIC M,et al.Responseof early-weaned pigs to spray-dried porcine or animal plasma-based diets supplemented with egg-yolk antibodies against enterotoxigenic Escherichia colil[J].Journal of Animal Science,2002,80:2895-2903.

[13] MORETO M,PEREZ-BOSQUE A.Dietary plasma proteins,the intestinal immune system,and the barrier functions of the intestinal mucosa[J].Journal of Animal Science,2009,87:E92-E100.

[14] ZELNICKOVA P,LEVA L,STEPANOVA H,et al.Age-dependent changes of proinflammatory cytokine production by porcine peripheral blood phagocytes[J].Veterinary Immunology and Immunopathology,2008,124:367-378.

[15] SCHIEPERS O J,WICHERS M C,MAES M.Cytokines and major depression[J].Progress in Neuro-Psychopharmacology＆Biological Psychiatry,2005,29:201-217.

[16] KIECOLT-GLASER JK,GLASER R.Depression and immune function:central pathways to morbidity and mortality[J].Journal of Psychosomatic Research,2002,53:873-876.

[17] TOUCHETTE K J,CARROLL J A,ALLEE G L,et al.Effect of spray-dried plasma and lipopolysaccharide exposure on weaned pigs:Ⅰ.Effects on the immune axis of weaned pigs[J].Journal of Animal Science,2002,80:494-501.

[18] MCKAY D M,BENJAMIN M A,LU J.CD 4+T cells mediate superantigen-induced abnormalities in murine jejunal ion transport[J].American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology,1998,275:G29-G38.

[19] JOHNSON R W.Inhibition of growth by pro-inflammatory cytokines:an integrated view[J].Journal of Animal Science,1997,75:1244-1255.

[20] BUONOCORE G,GROENENDAAL F.Anti-oxidant strategies[J].Seminars in Fetal and Neonatal Medicine,2007,12:287-295.

[21] SANDERS L M,HENDERSON C E,HONG M Y,et al.An increase in reactive oxygen species by dietary fish oil coupled with the attenuation of antioxidant defenses by dietary pectin enhances rat colonocyte apoptosis[J].Journal of Nutrition,2004,134:3233-3238.

[22] FORCHIELLI M L,WALKER W A.The role of gutassociated lymphoid tissues and mucosal defence[J].British Journal of Nutrition,2005,93(Suppl.1):S41-S48.

[23] JIANG R,CHANG X,STOLL B,et al.Dietary plasma protein reduces small intestinal growth and lamina propria cell density in early weaned pigs[J].Journal of Nutrition,2000,130:21-26.

[24] PIÉS,LALLESJP,BLAZY F,et al.Weaning is associated with an upregulation of expression of inflammatory cytokines in theintestine of piglets[J].Journal of Nutrition,2004,134:641-647.

[25] YI G F,CARROLL JA,ALLEE G L,et al.Effect of glutamine and spray-dried plasma on growth performance,small intestinal morphology,and immune responses of Escherichia coli K88+-challenged weaned pigs[J].Journal of Animal Science,2005,83:634-643.

[26] BRUEWER M,LUEGERING A,KUCHARZIK T,et al.Proinflammatory cytokines disrupt epithelial barrier function by apoptosis-independent mechanisms[J].Journal of Immunology,2003,171:6164-6172.

[27] VAN DIJK A J,ENTHOVEN P M,VAN DEN HOVEN S G,et al.The effect of dietary spray-dried porcine plasma on clinical response in weaned piglets challenged with a pathogenic Escherichia coli[J].Veterinary Microbiology,2002,84:207-218.

[28] PEREZ-BOSQUE A,PELEGRI C,VICARIO M,et al.Dietary plasma protein affects the immune response of weaned rats challenged with S.aureus superantigen B[J].Journal of Nutrition,2004,134:2667-2672.

[29] PEREZ-BOSQUEA,MIRO L,POLO J,et al.Dietary plasma proteins modulate the immune response of diffuse gut-associated lymphoid tissue in rats challenged with Staphylococcus aureus enterotoxin B[J].Journal of Nutrition,2008,138:533-537.

[30] BRIX-CHRISTENSEN V,PETERSEN T K,RAVN H B,et al.Cardiopulmonary bypass elicits a pro-and anti-inflammatory cytokine response and impaired neutrophil chemotaxis in neonatal pigs[J].Acta Anaesthesiologica Scandinavica,2001,45:407-413.

[31] BRIX-CHRISTENSEN V,TONNESEN E,SORENSEN I J,et al.Effects of anaesthesia based on high versus low doses of opioids on the cytokine and acute-phase protein responses in patients undergoing cardiac surgery[J].Acta Anaesthesiologica Scandinavica,1998,42:63-70.

[32] CHEW M S,BRANDSLUND I,BRIX-CHRISTENSEN V,et al.Tissue injury and the inflammatory response to pediatric cardiac surgery with cardiopulmonary bypass:a descriptive study[J].Anesthesiology,2001,94:745-753.

[33] MORETÓM,MIRO L,POLO J,et al.Oral porcine plasma proteins prevent the release of mucosal pro-inflammatory cytokines in rats challenged with S.aureus enterotoxin B[J].Gastroenterology,2008,134:A524.

[34] KAPLAN M,MUTLU E A,BENSON M,et al.Use of herbal preparations in the treatment of oxidantmediated inflammatory disorders[J].Complementary Therapies in Medicine,2007,15:207-216.

[35] WITTIG B M,ZEITZ M.Thegut as an organ of im-munology[J].International Journal of Colorectal Disease,2003,18:181-187.

[36] MA T Y,IWAMOTO G K,HOA N T,et al.TNF-alpha-induced increase in intestinal epithelial tight junction permeability requires NF-kappa B activation[J].American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology,2004,286:G 367-G376.

[37] AL-SADI R M,MA T Y.IL-1beta causes an increase in intestinal epithelial tight junction permeability[J].Journal of Immunology,2007,178:4641-4649.

[38] LI Q,ZHANG Q,WANG M,et al.Interferon-gamma and tumor necrosis factor-alpha disrupt epithelial barrier function by altering lipid composition in membrane microdomains of tight junction[J].Clinical Immunology,2008,126:67-80.

[39] YE D,MA I,MA T Y.Molecular mechanism of tumor necrosis factor-alpha modulation of intestinal epithelial tight junction barrier[J].American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology,2006,290:G496-G504.

[40] GONZALEZ C,SANZ-ALFAYATE G,AGAPITO M T,et al.Significance of ROS in oxygen sensing in cell systems with sensitivity to physiological hypoxia[J].Respiratory Physiology＆Neurobiology,2002,132:17-41.

[41] HADDAD JJ.Oxygen sensing and oxidant/redox-related pathways[J].Biochemical and Biophysical Research Communications,2004,316:969-977.

[42] CARROLL JA,TOUCHETTE K J,MATTERIR L,et al.Effect of spray-dried plasma and lipopolysaccharide exposure on weaned pigs:Ⅱ.Effects on the hypothalamic-pituitary-adrenal axis of weaned pigs[J].Journal of Animal Science,2002,80:502-509.

[43] GARCIA-HERRERA J,NAVARRO M A,MARCA M C,et al.The effect of tumor necrosis factor-alpha on D-fructose intestinal transport in rabbits[J].Cytokine,2004,25:21-30.

[44] YOO D,LO W,GOODMAN S,et al.Interferongamma downregulates ion transport in murine small intestine cultured in vitro[J].American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology,2000,279:G 1323-G 1332.