鼠李糖乳杆菌对炎症性肠病的影响机制研究进展

岑秋宇，庞日朝，崔艳如，魏娟芳，张安仁

根据发病位置与病理特征不同可将炎症性肠病（inflammatory bowel disease，IBD）分为溃疡性结肠炎（ulcerative colitis，UC）和克罗恩病（Crohn's disease，CD），其中UC的

典型症状为便血、腹泻、排便频率增加、排便不完全等[1]。UC的主要特征包括微生物群多样性及黏膜层厚度减少，进而引发结肠不同程度的弥漫性黏膜炎症[1]，但病灶通常仅限于结肠[2]。而CD通常与脓肿、瘘管和狭窄等并发症有关[3]。CD的典型症状为腹痛、慢性腹泻、体质量减轻和疲劳[4]，其主要特征为巨噬细胞聚集形成非干酪样肉芽肿，且黏膜病变常出现于Peyer's斑。与UC不同的是，CD的黏膜病变可能是斑片状和节段性的，炎症通常是跨壁性的[2]，病灶可出现于胃肠道的任何部位，尤以回肠末端或肛周区域最常见。然而目前IBD的确切病因尚不清楚，通常认为其可能涉及遗传、环境或微生物因素与免疫反应之间的复杂相互作用。既往研究发现，IBD是由个体遗传基因诱导的对肠道微生物持续免疫反应的结果[5]。肠道中某些微生物与IBD的发展密切相关，IBD患者肠道菌群特点见表1[6-9]。这些特定的致病菌群可能通过改变肠道微生物群分布、破坏肠道屏障、影响肠道免疫稳态从而决定肠道炎症的严重程度[10]。因此，肠道微生物群在IBD的发病中扮演重要角色，有可能成为治疗IBD的新靶点。

表1 IBD患者肠道菌群特点Table 1 Characteristics of intestinal flora in patients with inflammatory bowel disease

鼠李糖乳杆菌（Lactobacillus rhamnosus GG，LGG）最早由SHERWOOD Gorbach和BARRY Goldwin两位研究者于1985年从健康成年人粪便样本中分离并命名[11]。LGG属乳杆菌属，是一种产L-乳酸，不产芽孢，厌氧耐酸的革兰阳性肠道共生菌[12]。LGG具有高耐酸性、高耐胆汁性、强黏附力和良好的生长特性[13]，是目前研究广泛的益生菌菌株之一。研究表明LGG对IBD可能的作用机制包括：黏附于肠上皮细胞，阻断病原菌黏附位点，维持肠屏障完整性以减少肠道菌群移位；平衡肠道微生物群，调节肠道免疫，抑制炎症与氧化应激反应；调节肠-脑交流，减轻焦虑、抑郁样情绪等方式促进IBD患者身心健康。本文针对LGG对IBD的影响及可能机制展开综述。

1 文献检索策略

以“Lactobacillus rhamnosus GG，Gut microbiota，Intestinal epithelial barrier，Intestinal immunity，Oxidative stress，Anxiety，Depression”为英文关键词检索PubMed、Medline、Web of Science、SCI-hub；以“鼠李糖乳杆菌、肠道微生物群、肠道上皮屏障、肠道免疫、氧化应激、焦虑、抑郁”为中文关键词检索中国知网、万方数据知识服务平台、维普网及中国生物医学文献服务系统。检索时间为建库至2022-03-20。纳入标准：已发表的文献；排除标准：数据信息少、重复发表或无法获得全文的文献；质量差的文献。

2 鼠李糖乳杆菌的作用机制

2.1 平衡肠道微生物群 肠道微生物的数量庞大，约为人体细胞总数的10倍[14]，正常情况下其可以通过协同作用产生维生素，促进食物的消化分解，同时不断与病原体竞争营养素，并通过产生细菌素、短链脂肪酸（short chain fatty acids，SCFA）等，有效地保护宿主免受病原菌感染[15]。由于IBD患者长期受到饮食、环境和遗传等多方面因素的刺激，因此与健康个体在肠道微生物多样性和肠道特定细菌相对丰度方面存在差异[16]，具体表现在IBD患者肠道中有益菌群数量减少，例如厚壁菌门中产丁酸盐菌——Faecalibacterium prausnitzii、Blautia faecis、Roseburia inulinivorans、Ruminococcus torques 以及Bacteroides uniformis的丰度减少[17]，同时拟杆菌门和变形菌门中大肠埃希菌等有害菌群丰度增加[18]，这些证据提示IBD的发病可能与肠道微生物失调有关。

大量研究发现使用LGG可调节IBD小鼠的肠道微生物群的组成和相对丰度，YEO等[19]采用109菌落总数（CFU）/d的LGG对葡聚糖硫酸钠（dextran sulphate sodium，DSS）诱导的结肠炎小鼠进行为期14 d的干预，结果显示LGG显著增加了IBD小鼠肠道微生物群的α多样性，并通过促进肠道中双歧杆菌、奥尔森菌、异杆菌、丁酸菌等有益菌群的增殖，逆转了DSS诱导的肠道微生物群结构失调。另有研究发现，14 d的LGG干预可显著减少UC小鼠肠道中大肠埃希菌、志贺菌、臭杆菌、脱硫弧菌等有害菌群的增殖，并抑制结肠炎症[20]。综上所述，LGG可通过促进有益菌群相对丰度，降低有害菌群相对丰度，平衡肠道菌群抑制炎性反应。

2.2 维持肠上皮屏障完整性 肠上皮屏障是一个高度动态的结构，由单层极化的上皮细胞以及连接细胞与细胞之间的紧密连接（including tight junctions，TJ）、黏附连接（adherens junctions，AJ）和桥粒组成，具有吸收营养并选择性控制肠内微生物、异生物质和致病物质进入到机体内部的作用[21]，被认为是维持肠道正常通透性最重要的因素[22]。由于IBD患者在炎性因子的长期刺激以及遗传因素的控制下，使得肠上皮屏障中的TJ、AJ蛋白结构被破坏、肠上皮细胞凋亡速度增快，从而导致肠道微生物群暴露于宿主免疫系统中，使得IBD进一步恶化[23]。

研究发现，LGG菌株表面存在大量SpaCBA菌毛，该结构使得LGG具有强大的黏附能力，可黏附于黏液层以及肠上皮细胞形成生物膜，直接加固受损的肠上皮屏障[24]。此外，LGG可通过更多的保留肠上皮屏障中的ZO-1、Occludin、Claudin-1、β-catenin、E-cadherin蛋白，而达到维持 TJ、AJ结构的完整性，重建细胞旁通透性。另有研究发现，LGG可以分泌一种p40蛋白来激活表皮生长因子受体（epidermal growth factor receptor，EGFR），进而调节蛋白激酶B（protein kinase B，Akt）和丝裂原活化蛋白激酶（mitogen-activated protein kinase，MAPK）/细胞外信号调节激酶（extracellular signal-regulated kinase，ERK）信号通路，达到抑制肠上皮细胞凋亡、促进AJ蛋白表达、维持肠上皮屏障稳态的目的。FATMAWATI等[25]使用109CFU/ml的LGG预处理由Caco-2细胞模拟的人肠上皮屏障损伤模型2 h后，结果发现LGG可通过更多地保留ZO-1蛋白，恢复Caco-2细胞跨上皮电阻和细胞旁通透性，维护肠上皮屏障完整性。ORLANDO等[26]研究证实，使用109CFU/d的LGG灌胃干预γ干扰素（IFN-γ）诱导的空肠炎大鼠10 d后，大鼠空肠中TJ蛋白（ZO-1、Occludin、Claudin-1）以及AJ蛋白（β-catenin以及E-cadherin）的表达显著增加，肠上皮屏障的细胞旁通透性显著降低。另有研究者向IFN-γ诱导的人类结肠组织炎症培养基中加入4 mg/ml的LGG细胞壁，结果显示LGG细胞壁能通过维持TJ蛋白的正常表达，显著降低通过肠上皮屏障的荧光素异硫氰酸酯-葡聚糖，从而减少肠内病原物向肠外移位[27]。此外，既往研究发现Akt和MAPK/ERK信号通路与抑制细胞凋亡、细胞增殖、蛋白质合成等生理活动密切相关，且可由EGFR激活[28]。HAN等[27]在IFN-γ诱导的人类结肠上皮屏障损伤模型中观察到，LGG可通过衍生p40蛋白激活EGFR，从而调节MAPK/ERK信号途径，促进ZO-1、occludin蛋白的表达。另有研究对DSS诱导的结肠炎小鼠使用果胶/玉米醇溶蛋白水凝胶珠系统将p40蛋白定向的传送到结肠中，发现p40蛋白促进了肠上皮细胞的存活并降低了结肠通透性。上述机制可能为：p40蛋白可通过激活EGFR而调节Akt信号通路，以抑制肠上皮细胞凋亡[29]。

综上所述，LGG可通过促进细胞间连接蛋白（TJ、AJ蛋白）的表达，并衍生p40蛋白激活Akt信号通路而防止肠上皮细胞凋亡，进而达到维持肠上皮屏障的完整性，重建肠道正常通透性的目的。

2.3 调节肠道免疫反应，抑制炎症 肠道免疫系统分为先天性免疫和适应性免疫[30]。先天性免疫是肠道抵御病原菌的第一道防线，主要包括胃酸、抗菌蛋白（补体、防御素等）以及先天性免疫细胞（中性粒细胞、巨噬细胞、树突状细胞、自然杀伤细胞等）。适应性免疫是针对特定病原菌的特异性反应，与先天性免疫相比，适应性免疫在接触病原体后通常需要几天的时间才能被完全激活，主要包括T细胞和B细胞[31]。大量研究表明，IBD是由于宿主肠道免疫系统对病原微生物过度异常的免疫反应所致。因此，免疫反应通常被认为是IBD发病机制中的关键因素。

2.3.1 LGG可增强肠道免疫力 LGG可以通过促进肠道中免疫球蛋白A（Immunoglobulin A，IgA）、黏蛋白-2（Mucin 2，Muc-2）、防御素和抗菌肽等免疫相关物质的产生而提高肠道免疫力，抵御病原菌的侵袭。JIN等[32]研究发现，LGG可促进仔猪肠道固有层中B细胞的分化和发育，促进IgA的产生。另外，LGG还可通过分泌p40蛋白，激活EGFR/AKT信号通路，上调仔猪肠上皮细胞分泌的增殖诱导配体的表达，促进IgA的产生，增强肠道免疫力。更为有趣的是，近期有研究发现肠上皮细胞分泌的胞外囊泡中包含热休克蛋白90，该蛋白可以反向刺激LGG分泌更多的p40蛋白，增强LGG介导的肠道免疫防御[33]。SHEN等[34]使用果胶/玉米醇溶蛋白水凝胶珠系统将LGG衍生的p40蛋白定向传送到3周龄小鼠结肠，结果发现p40蛋白通过增加新生小鼠结肠中Muc-2的阳性细胞数量和Muc-2的mRNA表达水平，增强结肠黏液层厚度，加固肠道抵御损伤和感染的第一道防线。另一项使用LGG饲养新生仔猪的动物实验发现，在仔猪出生后的1、3、5 d分别给予109CFU的LGG，可显著上调仔猪空肠黏膜中β-防御素-1和髓系抗菌肽37的mRNA表达，由此加强肠道黏膜屏障功能，以抵御肠道病原体的攻击[35]。

2.3.2 LGG可调节免疫应答，抑制炎性反应 LGG可以通过调节免疫细胞如巨噬细胞、T细胞、B细胞和Treg细胞的免疫应答来调控Toll样受体（Toll-like receptor，TLR）家族、核因子κB（Nuclear factor kappa B，NF-κB）、Janus激酶（Janus kinase，JAK）/信号转导与转录激活因子（signal transducer and activator of transcription，STAT）等信号通路，调节异常免疫反应，从而降低促炎因子并促进抗炎因子产生，最终达到减轻肠道炎症的目的。JIA等[36]研究发现，LGG可通过减轻CD4+T细胞表面TLR2受体的激活，抑制JAK/STAT信号途径，显著下调Th17相关细胞因子——白介素（IL）-17、IL-6，并通过显著上调Treg相关细胞因子——转化生长因子β（TGF-β）、IL-10的表达来维持Th17/Treg平衡，从而减轻DSS诱导的小鼠结肠炎。另一方面，LGG分泌的某些蛋白也在调节机体免疫功能、抑制炎性反应中显示出正面效应。LI等[37]研究证实，从LGG中分离出来的一种可溶性蛋白质（HM0539）可通过剂量依赖性的方式抑制TLR4/MyD88/NF-кB信号通路，下调LPS诱导的RAW 264.7巨噬细胞促炎表型中炎性因子——前列腺素E2、IL-1β、肿瘤坏死因子α（TNF-α）、IL-6和IL-18的表达；HM0539还可通过抑制小鼠结肠中TLR4/MyD88/NF-κB信号通路，减轻DSS诱导的结肠炎症。TONG等[20]使用LGG释放的细胞外囊泡干预DSS诱导的结肠炎小鼠2周后，结果发现小鼠结肠组织的病理损害和结肠缩短情况显著减少，TNF-α、IL-1β、IL-6、IL-2等炎性因子的表达显著降低；其作用机制可能与LGG通过降低结肠炎小鼠肠道微生物中致病菌志贺菌的相对丰度，抑制了TLR4-NF-κB-NOD样受体蛋白3（NLRP3）炎症信号通路相关。此外，LIU等[38]采用108CFU/d的LGG干预妊娠18 d的母鼠直至分娩，并于分娩当日给予新生小鼠107CFU/d的LGG干预至出生后第5天，在小鼠出生3周后取小鼠结肠进行HE染色，结果显示LGG干预可以增加结肠绒毛长度和隐窝深度，促进新生小鼠的肠道发育。在小鼠出生8个月后与未接受LGG干预的小鼠相比，仍然可以在LGG干预过的小鼠结肠中观察到更多的Muc-2和IgA，以及更少的炎性因子（IL-1β、IL-6、TNF-α）。这些实验结果表明，在生命早期使LGG定植于小鼠肠道，可达到保护肠道屏障、增强免疫防御、抑制肠道炎症的目的，且疗效可保持到老年期。

以上研究表明，LGG可以通过促进免疫相关蛋白的产生增强肠道防御力，以抵御致病菌的侵袭；还可通过调节肠道免疫细胞的免疫应答，抑制JAK/STAT、TLR4/MyD88/NF-κB等促炎信号通路的激活而减少其下游促炎相关蛋白的表达，增加抗炎相关蛋白的表达，抑制异常免疫反应。

2.4 抑制氧化应激 氧化应激是指体内氧化剂与抗氧化剂失衡所导致的一种状态。研究表明，IBD发生发展与活性氧物质（reactive oxygen species，ROS）超氧化物、过氧亚硝酸盐、次氯酸和过氧化氢的产生增加密切相关[39]。过量的ROS一方面会直接损害肠上皮细胞，另一方面还可刺激肠道免疫细胞触发NF-κB、转录因子NF-E2相关因子2（nuclear factor erythroid-2p45-related factor2，Nrf2）等氧化应激相关通路，最终导致肠道屏障功能障碍以及加剧肠道炎症状态[39]。此外，IBD的严重程度也与超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）、过氧化氢酶、谷胱甘肽（glutathione，r-glutamyl cysteingl+glycine，GSH）等产生有关，这些物质作为重要的抗氧化剂，具有有效清除ROS，给肠道提供抗氧化防御的能力[40]。研究发现LGG可促进抗氧化剂（SOD、GSH）、抑制氧化剂（ROS）的产生，并通过激活KeIch样环氧氯丙烷相关蛋白1（KeIch-like ech-associated protein 1，Keap-1）/Nrf2、 抑 制细胞外调节蛋白激酶（Extracellular regulatory protein kinas，ERK1/2）与NF-кB信号通路而减轻氧化应激，降低肠道炎性反应。GOYAL等[41]使用109CFU/d的LGG干预贾第鞭毛虫诱导的慢性腹泻小鼠28 d后，结果发现LGG可通过减少肠道中贾第鞭毛虫的定殖，促进抗氧化剂SOD、GSH的产生以及降低脂质过氧化水平，从而减轻贾第鞭毛虫诱导的小鼠小肠绒毛萎缩和淋巴细胞浸润，保护肠道组织。另一方面，LGG也可以通过调节氧化应激相关信号通路来减轻氧化应激反应。CHIVERO等[42]采用4×108CFU/d的LGG对可卡因诱导的肠道氧化损伤小鼠进行为期28 d的干预，结果显示LGG显著抑制小鼠近端结肠部位Keap-1/Nrf2、NF-кB信号通路的激活，并下调小鼠结肠中IL-1β和TLR4的表达水平，从而减轻肠道氧化损伤。另有研究者在过氧化氢诱导的猪肠上皮细胞氧化损伤培养基中加入LGG的胞外多糖，共培养12 h，结果发现LGG的胞外多糖可通过显著上调SOD和谷胱甘肽过氧化物酶的表达水平而加速氧化物（DPPH自由基、OH-、O2-）的清除，此外，还通过抑制Keap-1、促进Nrf2蛋白表达来上调ZO-1、Occludin、Claudin-1蛋白的表达水平，减少氧化损伤程度，修复受损的肠道屏障[43]。

综上所述，LGG可以通过抑制氧化物的产生，促进抗氧化物的产生，调节氧化应激相关通路，减少组织的氧化损伤来减轻肠道炎性反应。

2.5 改善焦虑抑郁状态 越来越多的证据表明，心理因素在疾病管理中的作用不可忽视。IBD的临床症状包括：频繁血性腹泻、排便紧迫和大便失禁、疲劳、腹痛和体质量减轻等，并且该疾病具有病程长、症状反复的特点，会严重影响患者的生活质量，给患者带来羞耻感、孤立感和对身体的不满意感[44]。研究显示，IBD患者常更容易伴发抑郁症状或焦虑症状[45]。同时，精神心理障碍也会加重IBD的疾病进程，进一步降低患者的生活质量，其相互影响的机制可能与肠道微生物群-肠-脑轴、下丘脑-垂体-肾上腺（hypothalamicpituitary-adrenal，HPA）轴等传导途径有关（图1）。因此，改善焦虑、抑郁状态可能成为治疗IBD的新思路。

图1 IBD的肠-脑交流途径Figure 1 Pathways for brain-gut interactions in inflammatory bowel disease

LGG通过降低皮质酮的表达、上调抑制性神经递质γ-氨基丁酸（γ-aminobutyric acid，GABA）水平以及促进五羟色胺（5-hydroxytryptamine，5-HT）的重摄取而调节肠-脑交流信号，减少焦虑、抑郁等负面情绪的发生。研究发现皮质酮的分泌过多与动物行为障碍发生次数呈正相关[46]。FOROOZAN等[47]给予高脂饮食诱导的肥胖小鼠108CFU/d的LGG干预（18周）后，发现LGG通过降低血液中的皮质酮水平，显著降低了小鼠焦虑、抑郁样行为的发生频率。此外，GABA和5-HT是神经系统中常见的神经递质，对神经元正常兴奋性的保持具有重要作用，其代谢失调时会导致焦虑、抑郁的发生。ZHOU等[48]采用108CFU/d的LGG干预妊娠18 d的母鼠直至分娩，并于分娩当日给予新生小鼠107CFU/d的LGG干预至出生后第5天，在小鼠出生14周时进行行为学测试，结果显示LGG可降低小鼠焦虑样行为的发生概率，其机制可能为LGG可激活EGFR，促进5-HT重摄取转运体mRNA的表达，加速结肠与血清中过量5-HT的重新摄取和灭活。此外，LGG还可通过上调小鼠大脑中脑源性神经营养因子和GABA受体水平，从而减少成年小鼠焦虑、抑郁样行为。以上研究表明，LGG可通过调节焦虑、抑郁相关蛋白表达，促进神经递质产生，从而改善精神心理状态。

3 小结

综上所述，LGG可通过平衡肠道微生物组成修复肠上皮屏障完整性，调节肠道免疫、抑制炎症以及氧化应激反应，减少焦虑、抑郁等负面情绪的发生来缓解IBD的身心症状。由此提示，以肠道微生物群为靶点可成为治疗IBD的新途径。然而，尽管在大量体外实验中证实了LGG对IBD的良好疗效，但也有临床试验发现直接食用LGG活菌可能会在免疫力低下人群中造成菌血症、败血症等不良反应[49]。因此，使用LGG的衍生蛋白如p40、p70、HM0539等作为LGG的替代物，可能会避免直接食用活菌所引起的不良反应。此外，关于LGG的使用剂量、给药周期和给药方式（是否联合其他菌株）目前尚无统一标准。所以，在未来的研究中，一方面应设计更多大样本、多中心、随机、双盲的临床试验以探索LGG的最佳使用剂量、最佳使用周期以及与其他益生菌株之间的交互作用等，另一方面应深入研究LGG的有效成分，以减少因食用活菌导致的不良反应，为临床使用LGG治疗IBD提供循证医学依据。

作者贡献：岑秋宇进行文章的构思与设计；崔艳如进行文献/资料收集；岑秋宇进行文献/资料整理；岑秋宇撰写论文；魏娟芳进行论文的修订；张安仁、庞日朝负责文章的质量控制及审校；张安仁、庞日朝文章整体负责，监督管理。

本文无利益冲突。