小麦花药发育基因研究进展

邓中印，廖如意，孙国梁，耿帅锋，李爱丽，毛 龙

（中国农业科学院作物科学研究所，农作物基因资源与基因改良国家重大科学工程，北京 100081）

花药是小麦花器官的重要结构，其异常发育会导致花粉育性降低或不育。在农业生产中，雄性不育材料对于利用杂种优势提高作物产量具有重要意义。植物花药的发育分为花药形态建成阶段和花粉形成及成熟阶段。第一阶段是细胞与组织发生分化，主要是孢原细胞分裂形成初生壁细胞和初生造孢细胞，其中，初生壁细胞发育成花药壁，初生造孢细胞经有丝分裂和分化形成小孢子母细胞，然后经减数分裂形成四分体小孢子。第二个阶段是花粉形成及成熟阶段，主要是细胞衰退、凋亡，其中小孢子经过2 次有丝分裂，分化发育成成熟的花粉，花丝将膨大的花药托举到合适的位置，花粉囊破裂释放花粉粒[1]。笔者通过借鉴模式作物拟南芥和水稻花药发育基因的研究，为小麦花药发育基因的研究奠定理论基础。

1 花药的结构及发育时期

1.1 花药的结构

植物体的决定因素是顶端分生组织和根尖分生组织。植株的叶片、茎、花等部位均是由顶端分生组织发育形成的，因此，分生组织的维持与分化在植株发育过程中至关重要。在营养生长阶段，植株的顶端分生组织分化形成叶原基；从营养生长阶段过渡到生殖生长阶段，植株顶端分生组织开始分化形成花序的分生组织。在双子叶模式植物拟南芥中，植株分生组织的分化比较简单，其花序分生组织直接形成小花分生组织。

在禾本科植物中，植株的花序发育比较复杂，需要形成多种分生组织。当水稻由营养生长阶段过渡到生殖生长阶段，植株顶端的分生组织开始转变形成花序分生组织，进而形成分枝分生组织和穗轴分生组织，进一步形成小穗分生组织，分化出小花分生组织，最后产生小花。每个小花由心皮、雄蕊（花药和花丝）、浆片等花器官和包裹花器官的内稃、外稃器官组成[2]。

与水稻不同，小麦的穗子不形成分枝，而是由无柄的小穗直接附着生长在穗轴的每个穗节上，其中每个小穗又会形成多个小花。花的发育是一个极其复杂的过程，但又是大部分植物繁殖后代所必需的关键环节。典型的植物花朵主要包括花萼、花瓣、雄蕊和雌蕊四个部分。雄蕊由花药和花丝组成，是植物的雄性生殖器官，其中花药位于花丝顶部，由花药壁和花粉组成。花药壁从外到内依次是表皮、内壁、中层和绒毡层细胞，在花药发育的整个过程中，不同层的细胞会发生明显改变，最后在花粉成熟时期，花药破裂释放出花粉。在花药及花粉发育的过程中，涉及到众多基因的表达和调控，因此，某些关键基因的突变就会导致花药或小孢子发育的异常，并最终影响花粉的活性，产生雄性不育。

1.2 花药的发育时期

根据花药发育不同时期的细胞学切片观察，拟南芥花药的发育划分为15 期。在1～4 时期，花药原基出现，经细胞分裂形成花药的各层细胞组织，随后花药的腔、壁、连接细胞和导管区域开始形成，并逐渐成熟。在5～7 时期，花药原基的孢子体细胞经过分化形成了四类细胞，分别为内壁层、中间层、绒毡层和小孢子母细胞。然后，小孢子母细胞经2 次减数分裂，形成胼胝质层包裹着，且包含单倍体小孢子的四分体。在第8 时期，绒毡层分泌胼胝质酶，降解胼胝质层，并释放出四分体小孢子。在9～12 时期，小孢子经2 次有丝分裂形成三核花粉粒，并逐渐发育成熟。同时，绒毡层等营养组织逐渐衰退降解，扩大了药室形态。在第12 时期后，花药药室的裂口细胞发生破裂，使花药变成2 个药室。之后药室两侧的裂缝处发生破裂，释放花粉。在第13 时期后，花药逐渐衰老并脱落[3]。

水稻花药的发育划分为14 期，大致与拟南芥相同，在第8 时期，水稻又划分为8A、8B。将第8A时期描述为减数分裂第一期，此时进行减数分裂形成二核的二分体，绒毡层细胞呈空泡状和萎缩，胞浆染色呈暗色，随着细胞核DNA 的碎裂，绒毡层细胞开始发生程序性死亡；将第8B 时期描述为减数分裂第二期，此时形成一个包含4 个单倍体的四分体，小孢子的初生壁的胼胝质开始降解，绒毡层继续降解[4]。减数分裂后水稻的花药发育时期的划分与拟南芥类似[4]。

小麦花药的发育划分为15 个时期，不同的是将前期的第5 时期和第6 时期描述为胼胝质初期和胼胝质中期。因为这2 个时期胼胝质起着十分重要的作用。在第5 时期药室周围出现绒毡层，上部和下部的室分开。胼胝质接着分泌，包裹在孢母细胞的表面，进入第6 时期胼胝质中期，绒毡层细胞增大，在药室的中央可看到胼胝质包裹着小孢子母细胞（MMCs）。这样就为孢子母细胞接下来进行减数分裂提供了一个较为封闭的环境，保证了减数分裂的顺利进行。但是并未将第8 时期的减数分裂分为8A 和8B，而是将第8 期描述为减数分裂，并将最后的衰老和裂开描述为2 个时期[5]。

2 模式植物及水稻花药发育中的关键基因调控

当花药结构在花药发育各时期出现异常发育时，就会造成雄性不育，如染色体不能正常联会、在减一时期染色体不均匀分配、在减数分裂完成后绒毡层出现推迟或提早降解等情况，都会造成雄性不育。拟南芥和水稻中雄性不育基因的功能研究较为透彻，已构成调控花药发育的网络，即雄性不育基因互作机制。

2.1 雄蕊原基发育时基因的调控

在雄蕊刚刚形成时，雄蕊原基为方形，被内稃和外稃包裹，此时只存在雄蕊原基，它是由小花分生组织发育而来的。在小花分生组织形成的过程中，某些与花器官形成相关的基因开始发挥重要的作用。拟南芥花的发育受“ABCDE”模型调控，其中，A、B、C、D 和E 是决定花器官发育的5 类基因[6]。在花器官分化模型中，A 类和E 类基因负责花萼的形成，A 类、B 类和E 类基因负责第2 层花器官花瓣的形成，B 类、C 类和E 类基因参与第3 层花器官雄蕊的形成，C 类和E 类基因决定第4 层花器官心皮的分化[7]。拟南芥中C类MADS盒基因AGMOUS（AG）对植株的发育有着十分重要的作用，参与调节雄蕊和心皮的形成、抑制A 类基因表达以及影响花分生组织。MADS 盒基因中MADS3 和MADS58 决定雄蕊和心皮的身份，另外，这2 个基因与MADS13 一起，对花分生组织的确定有着重要作用。在拟南芥mads3mads58 双突变材料中生殖器官的特征完全丢失，在第3、4 轮花器官中积累了大量浆片[8]，可见MADS3 和MADS58 共同调节着雄蕊原基的分化。

2.2 造胞细胞分裂时基因的调控

雄蕊原基包括L1、L2、L3 三层细胞，L2 通过快速的有丝分裂在4 个角落里形成孢原细胞，此时孢原细胞比其他细胞大。孢原细胞经过平周分裂形成初生壁细胞和造胞细胞，造胞细胞再经过有丝分裂形成孢母细胞。在形成孢母细胞的过程中，造胞细胞分裂受到一系列基因的调控，如MULTIPLE SPOROCYTE 1（OsMSP1）、HOMOLOGUES OF TAPE TUM DETERMINANT1（OsTDL1A）。OsMSP1 基因是富亮氨酸重复类受体蛋白丝氨酸/苏氨酸激酶，由1 294 个氨基酸组成。OsMSP1 蛋白包含一个信号肽、一个亮氨酸拉链基序、一个包含34 LRRs 的结构域、一个跨膜结构域和一个细胞质激酶结构域。OsMSP1 通过影响初生壁细胞和初生造孢细胞的分化发挥作用，其不仅能通过抑制孢母细胞周边细胞的再度分化，控制大、小孢子母细胞数目，而且在花药壁形成初期发挥重要作用[9]。水稻中OsTDL1A（MIL2）通过与水稻受体激酶OsMSP1 的LRR 结构域的结合，调控孢子母细胞的数目，控制心皮发育[10]。OsTDL1A 蛋白与拟南芥TPD1 蛋白同源，具有调控水稻花药早期细胞分化的功能，控制水稻花药初生壁细胞分化成次生壁细胞，同时OsTDL1A 位于UDT1 的上游，控制花药壁的细胞发育[11]。

2.3 绒毡层细胞发育时基因的调控

在造胞细胞经过有丝分裂形成孢母细胞时，孢原细胞产生的初生壁细胞进行有丝分裂，分化形成中层和绒毡层，基因DEFECTIVE TAPETUM AND MEIOCYTES 1（DTM1）和UNDEVELOPED TAPETUM1（UDT1）调控着绒毡层的发育。DTM1 是水稻早期绒毡层发育和性母细胞进行减数分裂所必需的，编码一个内质网膜蛋白。DTM1 在绒毡层的早期发挥作用，这种作用发生在MSP1 之后而在UDT1 之前；同样对于性母细胞发育，DTM1 作用发生在MEL1 之后而在PAIR1 之前[12]。UDT1 包含保守的“碱性螺旋—环螺旋”基序，是一个典型的bHLH转录因子，编码一个核蛋白，在细胞减数分裂早期发挥作用。水稻udt1 突变能够导致植株雄性不育。在减数分裂前，突变体具有正常的花药壁和性母细胞；但至减数分裂期，突变体花药的绒毡层不能分化，并成为空泡[13]。

2.4 减数分裂时基因的调控

在绒毡层发育时，孢母细胞被胼胝质所包裹，开始进行减数分裂，减一期主要是HOMOLOGOUS PAIRING ABERRATION IN RICE MEIOSIS1（PAIR1）、HOMOLOGOUS PAIRING ABERRATION IN RICE MEIOSIS2（PAIR2）、HOMOLOGOUS PAIRING ABERRATION IN RICE MEIOSIS3（PAIR3）和SISTER CHROMATID COHESION AND SEGREGATION（Os-REC8）基因通过控制同源染色体配对，使姐妹染色单体不能发生配对，从而造成减数分裂发生异常。

在水稻中PAIR1 基因的缺失或突变会影响减数分裂过程中同源染色体的正常配对。在减数分裂前期Ⅰ中，pair1 材料的性母细胞的染色体会互相纠缠，进而形成一个紧密的圆球黏附在核仁上，不能进行同源配对。在减数分裂的后期Ⅰ和末期Ⅰ，染色体不发生分离，纺锤体不能形成，产生多个不均等的孢子[14]。

PAIR2 对水稻雌雄生殖细胞减数分裂过程中同源染色体的配对是必要的。免疫细胞学和电镜分析发现，PAIR2 蛋白与细线期和偶线期的轴向元件有关，但在水稻减数分裂Ⅰ过程中对轴向元件形成、着丝粒处姐妹染色单体黏合和动粒装配不起作用[14]。

突变体pair3 和PAIR3 RNAi 植株，营养生长期正常，但雌雄性均不育，花药呈浅黄色，几乎所有的花粉都缺少淀粉。终变期的pair3 性母细胞中，能观察到12～24 个单价体，说明同源染色体不能正常形成二价体和联会。

OsREC8 作为一种染色体结构维持蛋白，是大多数模式生物中减数分裂黏连复合体的关键组成部分。Osrec8 材料的减数分裂细胞中，同源的配对和端粒束的形成发生异常，在第1 次减数分裂期间，丝粒不发生黏连，动粒也双向定位，从而导致姐妹染色单体过早分离[15]。在第2 次减数分裂时期，OsOSD1 影响水稻减数第2 次分裂，它的变异导致减数第2 次分裂中止，形成双倍体的雌雄配子，Ososd1 突变体营养生长期正常，但雌雄配子形成异常，100%精母细胞不能形成四分体，而是二分体，即全部的雄配子都是双倍型[16]。

在水稻减数分裂期间，通过同时敲除3 个减数分裂关键基因OsOSD1、PAIR1 和OsREC8，使生殖发育的减数分裂过程转变为有丝分裂过程，且不发生染色体交换，创建了MiMe 材料，产生与亲本体细胞基因型一致的双倍体雌雄配子[16]。以MiMe 技术为基础，中美2 个科研团队均实现了对杂交稻种子胚的克隆。美国Sundaresan 团队在BBM1-ee 转基因植株（BBM1 调控胚胎发生的起始）中利用这种有丝分裂替代减数分裂技术（MiMe），产生S-Apo 植株，发现S-Apo 植株可通过种子顺利诱导孤雌生殖。由于不存在减数分裂，S-Apo 植株的单倍体具有正常花药，而其后代依然可诱导单倍体产生，占比达26%，后面2 代均维持此概率[17]。来自我国水稻研究所的王克剑团队，在MiMe 基础上，再敲除MTL基因（MTL能诱导雄配子基因组降解），获得Fix 材料，Fix 自交形成后代过程中，因减数分裂失败形成双倍体的雌、雄配子，双倍体雌雄配子融合后形成四倍体（145 个后代中，136 个是四倍体），但同时有一定概率发生雄配子的基因组降解（在MTL的作用下，145 个后代中，9 个是双倍体），即融合后的孤雌发育，发生雄配子基因组降解的合子胚与F1亲本在基因型上保持一致，从而实现了对杂种胚的克隆[18]，为杂种优势的利用，开辟了新的路径。

2.5 绒毡层细胞程序性死亡（PCD）基因的调控

在减数分裂完成后，绒毡层释放出胼胝质酶，使包裹的四分体释放出来，绒毡层发生程序性死亡。在绒毡层细胞程序性死亡时，主要受到PHD 锌指蛋白基因调控，如TDR INTERACTING PROTEIN 2（TIP2）、TDR INTERACTING PROTEIN 3（TIP3）、TAPETUMDEGENERATIONRETARDATION（TDR）、ETERNAL TAPETUM 1（EAT1；DTD）、PERSISTENT TAPETAL CELL1（PTC1；MS1）基因。

TIP2是一个碱性螺旋-环-螺旋转录因子，作用于TDR和EAT1的上游，直接调控它们的表达，而TDR和EAT1作为水稻绒毡层细胞程序化死亡过程中的关键调控因子，对花药的早期发育起关键作用。tip2突变导致花药壁内3 层的细胞不发生分化，绒毡层细胞的程序化死亡发生中断，产生完全的雄性不育[19]。

转录因子TIP3可与调控绒毡层发育和花粉壁形成的转录因子TDR发生互作，突变体tip3花药较小，淡黄色，无成熟花粉粒，乌氏体异常，无花粉壁形成，并且绒毡层降解延迟[20]。

TDR定位于细胞核中，编码一个碱性螺旋-环-螺旋蛋白，在水稻绒毡层中优先表达，对水稻绒毡层降解和花药发育是必需的。编码半胱氨酸蛋白酶和蛋白酶抑制因子的OsCP1和OsC6基因可能是TDR的直接作用目标[21]。TDR通过触发ADF介导的蛋白水解通路调节绒毡层细胞发育和花粉形成[22]。此外，TDR作用于EAT1上游，并能与EAT1互作，来调控绒毡层[23]。

EAT1/DTD作用于TDR下游，并能与TDR 蛋白互作，编码bHLH 转录因子，正向调控水稻花药绒毡层细胞的程序性死亡，还能直接调控OsAP25和OsAP37的表达，这2 个基因编码天冬氨酸蛋白酶，在酵母和植物细胞中诱导程序性死亡[23]。

PTC1/OsMS1编码一个PHD 锌指蛋白，是一个转录因子，具有转录激活活性。PTC1/OsMS1 蛋白能够与OsMADS15 和TIP2 蛋白发生互作，而TIP2 协调TDR 蛋白能够调控EAT1基因的表达，进而调控绒毡层的PCD 过程。同时TDR 可以通过Myb80控制PTC1/OsMS1脂质合成来调节绒毡层的降解。突变体Osms1雄性完全不育，花药小而浅黄，花粉粒不可见。细胞学观察显示，突变体花药中绒毡层PCD 过程延迟[24-25]。

总之，bHLH 转录因子之间发生互相作用来调控绒毡层的降解，即TIP2和TIP3通过与TDR互作来调节EAT1的表达，EAT1控制AP37 和AP25 天冬氨酸的表达，进而调控绒毡层的降解。TC1/OsMS1又可以通过TIP2来控制TDR的表达，但TDR可以通过Myb80控制PTC1/OsMS1脂质合成来调节绒毡层的降解。TDR还可以直接调控OsCP1、OsC6、ADF来控制绒毡层的表达。

绒毡层的降解还受到APOPTOSIS INHIBITOR5（OsAPI5）-API5-INTERACTING PROTEIN1/2（Os-AIP1/2）-CYSTEINE PROTEASE 1（OsCP1）途径的调节，水稻凋亡抑制子OsAPI5 与动物中抗凋亡蛋白Api5 同源，敲除OsAPI5 能抑制水稻PCD 的过程，绒毡层的退化延迟导致雄配子的形成发生障碍。OsAPI5 是一个核蛋白，与AIP1 和AIP2 相互作用，AIP1 和AIP2 是2 个依赖ATP 的DEAD-box RNA螺旋酶。OsAIP1 和OsAIP2 可以形成二聚体，直接与编码半胱氨酸蛋白酶的CP1基因的启动子结合。如果抑制OsAIP1/2 的表达会导致CP1的表达下调，并导致水稻不育，这与直接抑制OsCP1的表达是高度一致的。这些结果揭示了“OsAPI5-OsAIP1/2-OsCP1”调控水稻绒毡层退化的途径，这一过程在真核生物中可能是保守的[25]。

2.6 花粉粒壁合成的基因调控

在减数分裂完成后，绒毡层降解的同时还伴随着花粉粒壁的合成。花粉粒壁分为花粉粒外壁和内壁，外壁又分为花粉粒外壁外层和外壁内层，外壁外层又分为柱状层、覆盖层和含油层。花粉粒内壁的合成主要是小孢子合成，外壁则是依靠绒毡层通过乌氏体释放的孢粉素组成。

2.6.1 花粉粒内壁合成的基因调控 花粉粒内壁的形成主要与糖类物质有关，即与细胞器高尔基体有关，GLYCOSYL TRANSFERASE1（OsGT1）编码一个糖基化转移酶。OsGT1 定位在高尔基体，对花粉内壁的形成和花粉成熟是必要的[26]。ARABINOKINASE-LIKE PROTEIN（CAP1）含有996 个氨基酸，其N 端一半是糖基转移酶家族结构域，而C 端含有GB 和GHMP 结构域，GHMP 参与ATP 的结合。CAP1 与拟南芥中的催化L-arabinose（L-阿拉伯糖）转变成L-arabinose 1-phosphate（L-阿拉伯糖1-磷酸盐）的L-arabino kinase（L-阿拉伯糖激酶）蛋白非常相似，可控制花粉内壁的合成[27]。

2.6.2 花粉粒外壁（Exine）合成的基因调控 花粉粒外壁的合成主要依靠绒毡层的孢粉素，孢粉素的合成主要包括三大类代谢物质：脂类代谢、酚类代谢和多糖类代谢。花粉粒外壁外层的脂类代谢主要与细胞色素P450 两大基因家族CYP703As 和CYP704Bs 有关，如细胞色素P450 基因家族成员CYP704B2 催化脂肪酸的ω-羟基化，是水稻花药角质生物合成和花粉外壁形成所必需。水稻雄性不育突变体cyp704B2 能够导致孢子体绒毡层膨胀，花粉粒由于没有形成外壁以及花药角质层发育不完全而导致不育，另外，突变体花药中很难检测到角质单体。CYP703A3 是一种链式羟化酶，通过作用于特异底物月桂酸，产生七羟基月桂酸。TDR 直接调控CYP703A3 的表达，对水稻花药表皮角质层和花粉外壁的发育起关键作用[28]。同时Defective Pollen Wall（DPW；MS2）和PERSISTENT TAPETAL CELL1（PTC1；MS1）也控制着花粉粒外壁外层的脂类代谢，DPW 蛋白酶可以以脂肪酰基载体蛋白为底物，将C16 脂肪酸还原为其相应的脂肪醇，其与脂肪酰基载体蛋白为底物的亲和力是以C16：0 乙酰辅酶A 为底物的270 倍以上。DPW 蛋白以其N端运输肽的介导作用，定位于质体中。另外，水稻DPW 基因可以互补拟南芥突变体ms2 花粉不育表型，与拟南芥MS2 是直系同源的。这表明DPW 在参与双子叶和单子叶中花药角质层和花粉外壁孢粉素所需脂肪醇的合成中具有保守性[29]。

花粉粒外壁外层的酚类代谢主要与TETRAKETIDE ALPHA-PYRONE REDUCTASE 1/2（TKPR1/2）有关，编码DIHYDROFLAVONOL 4-REDUCTASELIKE1（DRL1），与水稻OsDFR2 是同源基因，主要负责酚类物质的代谢，当OsDFR2 单碱基缺失会导致移码突变，引起水稻可遗传雄性不育，花粉细胞壁缺陷。TDR 可以调控TKPR1/2 的表达[30]。花粉粒外壁外层的酚类代谢主要与UDP-ARABINOPYRANOSE MUTASE 3（UAM3）有关，UDP-L-ARABINOSE MUTASE 参与细胞壁非纤维素多糖的生物合成，催化UDP-L-ARABINOSE（UDP-Arap）和UDP-L-ARABINOFURANOSE（UDP-Araf）的相互转化，优先催化UDP-Araf 生成UDP-Arap[31]。

2.7 花药开裂基因调控

花药开裂主要涉及FT-INTERACTING PROTEIN 7（OsFTIP7）-KNOX FAMILY CLASS 1 HOMEOBOX GENE OF RICE（OsH1）-YUCCA-LIKE GENE 4（OsYUCCA4）路径，OsYUCCA4 能与同源盒转录因子OsH1 互作并调控OsH1 的质核穿梭（从细胞质运输到细胞核），OsH1 入核后作为转录因子可以结合到生长素合成关键基因OsYUCCA4 的启动子区域，直接抑制OsYUCCA4 的转录表达，从而下调生长素的水平，促进花药开裂，最终控制水稻的育性[32]。

3 小麦花药发育基因调控的研究

3.1 Ms1-Ms5 对小麦花药发育的调控

与水稻和拟南芥相比，小麦中关于花药发育性状的研究起步较晚。迄今为止，已鉴定的雄性不育基因主要有Ms1-Ms5，其中，Ms1 和Ms5 为隐性基因[33-35]，Ms2、Ms3 和Ms4 为显性基因[36-37]。通过MutMap方法克隆的Ms1，是禾本科中新进化的基因，仅在异源六倍体小麦的B 基因组中表达，在A 和D 基因组中沉默，其通过调节花药减数分裂后的发育影响育性[38-39]。利用CRISPR/Cas9 基因编辑技术将小麦Ms1 基因进行敲除后，可以获得T0纯合的雄性不育小麦[40]。目前，已经被证明Ms1 在小麦雄蕊发育中主要负责脂质的转运[41]。通过图位克隆方法克隆的Ms2 是小麦族中的一个孤儿基因，仅D 基因组拷贝在减数分裂时期的花药组织中表达，其余2 个拷贝在进化过程中发生假基因化，将其转化小麦、大麦和短柄草后，发现该基因通过中间层细胞的提前降解引起花粉不育[37，42]。

3.2 MS26/CYP704B 对小麦花药发育的调控

在受精植物生命周期中，花药和花粉发育是一个重要的方面。促进花药和花粉发育的基因在许多植物物种中得到了广泛的研究。MS26/CYP704B 基因通过孢粉蛋白的生物合成在花粉发育中起着重要的作用。为了研究MS26/CYP704B 基因在面包小麦花药和花粉发育中的作用，分析了推测的MS26/CYP704B 基因的A、B 和D 同源基因的突变。任何同源物中的双纯合子-单纯合突变体都不影响花粉发育和雄性育性，但杂合突变体是雄性不育的。2 个异源MS26/CYP704B基因当转化为三重纯合突变背景时，完全恢复了雄性的育性，对MS26/CYP704B的功能分析进一步了解了雄性育性基因，可用于开发新型杂交种子生产[43]。

3.3 MIR159 裂 解GAMYB1 和GAMYB2 对小麦花药发育的调控

WANG 等[44]研究了MIR159对其靶向GAMYB的调控作用及其与小麦发育的关系，用5-RACE 和瞬时表达系统证明了GAMYB1 和GAMYB2 的裂解是由miR159引导的；在转基因水稻中过度表达了TamiR159、TaGAMYB1和mTaGAMYB1（miR159结合位点受损），发现由小麦前体衍生的成熟miR159在水稻中的积累导致抽穗延迟和雄性不育。

3.4 bZIP 家族和RAFTIM 对小麦花药发育的调控

从小麦基因组中鉴定出187 个bZIP家族基因，其中，11 个TabZIP基因主要在花药中表达[45]。RAFTIM是禾本科植物中特有的基因，且特异地在花药中表达，对花粉后期发育起至关重要的作用[46]。通过荧光定量PCR 检测，发现ATP 合酶α 亚基基因在不育及可育条件下花药中的转录本含量与BNS 育性转换正相关。利用小麦的基因组数据，通过序列同源性比较分析，发现了DLF1在小麦中的正源基因Ta-DLF1（CK206464），但小麦类DLF基因是否参与调控花药的发育还有待进一步研究[47]。由此可见，与拟南芥、水稻相比，小麦对于花药发育性状相关基因的分离及其决定花粉粒育性的分子路径和作用机理研究尚处于刚刚起步阶段。

4 展望

对花药发育调控网络的了解可有效促进雄性不育系的创制。雄性不育是利用杂种优势的基础，是提高作物产量最重要的因素。近些年来，水稻各个不育基因及拟南芥在水稻里的同源基因在各关键时期发挥的功能有所研究，并构成相对保守的基因调控网络。即雄蕊原基发育中的关键因子MADS3和MADS58可以调控造胞细胞分裂因子MSP1，OsTDL1A又可以与MSP1的LRR 结构域结合，限制孢子母细胞数目，MSP1可以调控DTM1来调控减数分裂和绒毡层发育，在减数分裂中DTM1通过影响PAIR1等基因去影响减数分裂，DTM1还会影响UDT1来控制绒毡层的发育，UDT1进一步地通过TIP2影响绒毡层的降解，TIP2和TIP3通过与TDR相互作用，来调节EAT1的表达，EAT1控制AP37和AP25天冬氨酸的表达，来调控绒毡层的降解。PTC1/OsMS1又可以通过TIP2来控制TDR的表达，但TDR可以通过Myb80控制PTC1/OsMS1脂质合成来调节绒毡层的降解。TDR还可以直接调控OsCP1、OsC6、ADF来控制绒毡层的表达。总之，通过综述花药发育调控网络中各基因的功能，有助于植物花药发育的研究，并为创制小麦不育材料、利用杂种优势提高产量提供理论依据。