间充质干细胞治疗动物肾损伤研究进展

何文来，李巴仑，张慧敏，刘蕴蝶，彭 莎 (西北农林科技大学 动物医学院 陕西省干细胞工程技术研究中心，陕西 杨凌 712100)

肾脏是动物机体维持水、电解质、酸碱平衡的重要器官，保证了机体内环境的稳定，使新陈代谢得以正常进行。当肾脏处于有害条件下可引起肾损伤。根据肾损伤病程的长短可分为急性肾损伤 (acute kidney injury，AKI)和慢性肾损伤(chronic kidney disease，CKD)，根据病变部位和病因不同，AKI可分为肾前性、肾性和肾后性3大类，各有不同的发病机制[1]。

间充质干细胞(mesenchymal stem cells，MSCs)是一类存在于多种组织(如骨髓、脂肪组织、脐带血、牙髓等)、具有多向分化潜力的非造血干细胞类的成体干细胞[2]。20多年来，已有大量科学研究证明了MSCs在疾病治疗中的潜力[3]。

1 MSCs移植治疗肾损伤机制研究

目前，肾损伤已十分普遍，它具有多种病因，影响着各个年龄段、性别和种族的人[4]。与人类临床医学相似，肾损伤也是老年伴侣动物的常见疾病之一，目前最为有效的治疗方式为肾脏替代疗法，包括血液透析、腹膜透析和肾脏移植，但此类方法或配型难度大或治疗费用高昂，且要求终身免疫抑制，难以应用到宠物临床治疗上。因此，开辟新的治疗方法显得极为重要。目前，MSCs被认为是治疗肾脏疾病的新疗法[5]。

研究表明， MSCs能促进AKI发生后肾功能的恢复，其机制可能涉及多条途径，图1列举了MSCs在肾脏疾病中发挥作用的主要机制[6]，例如抗炎、抗氧化、抗凋亡及免疫调节等。

图1 MSCs在肾脏疾病中发挥作用的主要机制

MSCs能够与自身肾小管细胞融合，还能够分化为肾脏细胞直接参与肾脏修复[7]。此外，移植后的MSCs进入血液循环，表达多种黏附分子，例如L-选择素、P-选择素和血管细胞黏附分子-1引起中性粒细胞浸润减少，进而减轻了炎症级联反应[8]。不仅如此，MSCs还可以抑制巨噬细胞的活化，并促进抗炎细胞因子的释放[9]。在损伤组织的趋化信号下，MSCs迁移到受损的肾组织，分泌许多可以恢复损伤的细胞因子和趋化因子如肝细胞生长因子(HGF)、成纤维细胞因子(FGF)、血管内皮生长因子(VEGF)等，这些细胞因子和生长因子通过抗凋亡[10]、抗氧化[11]、抗纤维化[12]和促进血管生成[13]等途径促进损伤修复。除了内分泌机制外，这些因子还通过旁分泌的方式调节组织修复引起的免疫反应[14]。MSCs发挥这些治疗作用与其特性密不可分，MSCs具有低免疫原性的特性，可降低机体对外源MSCs的清除作用，因此，移植进入机体的外源MSCs不易在短期内被患者的免疫系统排斥，从而发挥治疗作用[15]。

2 MSCs移植治疗AKI

目前被广泛研究的MSCs主要来源于脂肪、骨髓和脐带，其他类型如牙髓、羊水和诱导多能型干细胞来源的MSCs等也被证实具有治疗潜力。

源自脂肪组织的脂肪MSCs(adipose-derived mesenchymal stem cells，ADSCs)在脂肪中含量很高，且易于分离和纯化，由于抽脂术在临床上的广泛使用使分离ADSCs的脂肪组织来源十分充足。此外，ADSCs体外增殖速度较快，为骨髓MSCs(bone marrow mesenchyml stem cell，BM-MSCs)的40倍[16]。ELHUSSEINI等[17]发现，在顺铂诱导的AKI大鼠中，ADSCs可分泌特定的细胞因子阻止p38 MAPK的活化，进而将Bcl-2和Bax的表达调节到正常水平，随之，凋亡途径被抑制，最终肾小管细胞坏死和肾功能衰竭得到改善；他们还推测，受损的肾小管细胞会释放某些信号，从而触发ADSCs产生这些特异性细胞因子。在缺血再灌注(ischemia reperfusion，I/R)损伤的大鼠模型中，接受ADSCs尾静脉移植的大鼠血清和组织中的丙二醛水平显著降低，表明ADSCs可能通过抗氧化和抗炎发挥作用[18]。

有研究表明，BM-MSCs的给药途径对治疗效果没有显著影响，向肾损伤大鼠动脉内、静脉内和肾脏包膜内注射BM-MSCs均能有效改善肾功能和组织损伤[19]。与坎迪沙坦(血管紧张素Ⅱ阻滞剂)相比，BM-MSCs在Wister大鼠的AKI治疗中更有效，BM-MSCs治疗可显著降低肌酐(serum creatinine，sCr)和尿素氮(blood urea nitrogen，BUN)水平，也使Bax和Caspase-3等凋亡标志物以及p38、TNF-α和MCP-1等炎症标志物的表达水平降低[20]。

相较于骨髓来源的BM-MSCs，脐带血MSCs(umbilical cord blood mesenchymal stem cells，UCB-MSCs)可从人或动物的脐带中分离，更容易获得[8]，同BM-MSCs相比，UCB-MSCs具有更低的免疫原性，可防止同种异体移植中的免疫排斥反应。此外，它们显示出更高的多系分化潜力和成纤维细胞集落形成能力[21]。在患有I/R损伤的大鼠中，UCB-MSCs比ADSCs能更好地改善肾小球滤过率和肾小管功能，与衰老有关的microRNA(microR-29a和microR-34a)及相关蛋白质(β-半乳糖苷酶、p21Waf1/Cip1和p16INK4a)的表达都有所降低，预示着MSCs对肾脏功能的改善与细胞衰老之间也存在着某些联系[22]。

相比于上述3种常见的MSCs，其他类型MSCs的研究相对较少。此前，脱落乳牙一直被视为医疗废物。2015年，研究人员发现可从牙髓中分离到牙髓干细胞(stem cells from human exfoliated deciduous teeth，SHED)，将其应用于AKI小鼠，发现治疗组小鼠血清中的sCr和BUN水平远低于对照组，而BM-MSCs却没有治疗效果。SHED治疗组体内的炎症细胞(包括嗜中性粒细胞和巨噬细胞)数量显著减少，MCP-1、MIP-2和IL-1β的分泌水平明显低于对照组[23]。体外研究发现，SHED显著降低H2O2刺激的肾小管上皮细胞中MCP-1的分泌，促进了HGF的分泌，进而加速了划痕试验中伤口的愈合，表明SHED在炎症早期发挥抗炎活性，并通过旁分泌机制促进肾小管上皮细胞的增殖和迁移。SHED可能提供一种新颖的干细胞资源，可用于治疗缺血性肾损伤[24]。

近年来，随着生物材料、基因编辑、组织工程等技术的快速发展，目前已开发出多种处理策略以提高MSCs的治疗效率。图2展示了目前的一些处理策略，不同处理策略各具优缺点[25]。缺氧预处理简单、快速，但面临体系标准化和优化的问题；与其他处理策略相比，基因修饰是一种更精确的方法，但存在载体毒性和体内致瘤性的风险；使用支持材料的优势是更大的生物相容性和针对性，但是，这些新开发材料目前的价格仍然很高，这将限制它们在临床中的应用。除上述方法外，将MSCs与细胞因子或化合物一起孵育是另一种有效可行的处理策略，该技术操作简单、体系完善且安全性高，这使其成为临床应用中最具前景的一种MSCs处理策略[26]。

图2 增强MSCs在AKI中治疗效果的不同预处理方式示意图

ADSCs通常在21%的氧环境中培养，但从生理角度上来讲，ADSCs生存在远低于此氧张力的环境中[27]。有研究发现，在缺氧环境中培养MSCs，细胞仍能保持多能性，并具有更强的增殖、迁移能力及更低的衰老率。更重要的是，低氧预处理的MSCs在体外不会分化为与肿瘤相关的成纤维细胞，并且在体内也不具有致瘤性，这使MSCs在临床应用中更具安全性[28]。

此前大量研究证实，MSCs通过分泌大量细胞因子促进肾损伤恢复。CHEN等[29]将HGF过表达的UCB-MSCs应用于I/R损伤的大鼠模型中，结果显示HGF修饰可以增强UCB-MSCs的肾脏保护作用，UCB-MSCs处理组和HGF修饰后的MSCs处理组在再灌注后24，48 h的sCr和BUN水平无显著差异，而在再灌注后72 h，HGF修饰的MSCs对大鼠的肾脏功能恢复更为明显，修饰组大鼠的sCr和BUN水平几乎降低至基线，其他数据表明MSCs可通过抑制受损组织中的肾细胞凋亡和炎症反应来改善I/R损伤。其他研究也表明，对UCB-MSCs进行过表达IGF-1处理，通过移植治疗庆大霉素诱导的AKI大鼠，结果发现，过表达IGF-1组在抗氧化、抗炎症和细胞迁移方面都比其他组具有更好的疗效[21]。

白藜芦醇是一种具有抗衰老或干细胞保护作用的天然多酚化合物，在改善MSCs增殖、维持分化潜能、延迟MSCs衰老等方面具有一定促进作用。将20 μmol/L的白藜芦醇与UCB-MSCs共处理后，白藜芦醇通过旁分泌血小板衍生生长因子，激活肾小管细胞中的ERK通路并促进了内皮细胞的血管生成，进而在修复顺铂诱导的AKI中比UCB-MSCs具有更高的效率[30]。

褪黑素(melatonin，Mel)是一种主要由松果体分泌的神经性激素，是哺乳动物调节昼夜节律的关键分子。除了参与许多其他病理生理过程之外，还具有抗炎和抗氧化特性。近年来，人们还发现Mel是一种有效的自由基清除剂，在包括肾脏在内的多个器官功能失调中起到保护作用[31]。体外细胞存活分析显示，Mel预处理后，ADSCs的增殖能力显著增强，超氧化物歧化酶-1和血红素加氧酶-1的表达被上调，表明Mel预处理后的ADSCs具有更好的生存、抗凋亡和抗氧化能力[32]。MIAS等[33]将Mel预处理的BM-MSCs移植到I/R诱导的AKI大鼠中，在预处理组肾脏中观察到更多存活的MSCs和更快的血管生成，肾小管上皮细胞增殖加速，肾功能恢复加快。这些结果表明Mel在体内微环境中具有保护MSCs存活及功能的潜在作用，体外分析结果显示，Mel预处理组中过氧化氢酶和超氧岐化酶-1的表达水平升高，碱性成纤维细胞生长因子和HGF表达被上调，而Mel受体抑制剂Luzindole可抑制这些有益的保护作用。

目前，在塑料培养皿上2D培养细胞是最普遍、最方便的扩增MSCs或其他细胞的方法，然而，2D培养并不能模拟MSCs在体内的微环境，并且因此(如缺乏细胞间接触)可能影响细胞的可用性。而在3D培养模式下，能更好地实现细胞间的紧密连接与交流，模拟MSCs体内微环境[34]。更重要的是，由于治疗需求的MSCs数量巨大，但MSCs的增殖速率在短期的大量扩增后会稳定下降，这表明细胞在不同时间进入衰老状态，所以必须提高MSCs的培养效率。研究表明，采用3D培养模式的MSCs在分泌治疗性抗炎和免疫调节因子方面均有所提升，这为进一步增强MSCs的疗效奠定了基础[35]。

随着科学技术的发展，无细胞治疗逐渐兴起。MSCs来源的外泌体是一种由MSCs分泌的直径为30～100 nm的膜性外分泌囊泡。研究表明，外泌体富含细胞因子、蛋白质和mRNA等，可在调节受体细胞信号通路、组织修复和再生方面发挥作用[36]。大量数据表明，在AKI动物模型中使用MSCs衍生的外泌体是安全的，并且可以增强肾脏的功能，这为再生医学中的无细胞治疗策略提供了新思路[37-38]。

有研究表明，当与受体细胞融合时，外泌体将释放大量生物因子对受体细胞产生影响，包裹在外泌体中的miRNA可以增强组织再生、促进血管生成、抑制细胞凋亡[38]。分析人BM-MSCs来源的外泌体中的miRNA水平后发现，在23种主要的miRNA中，有几种miRNA(miR-221-3p、miR-199a-3p和miR-21-5p)可以抑制I/R损伤引起的肾小管细胞凋亡，其中以miR-199a-3p的作用最为显著[39]。最近的一项研究中，人BM-MSCs来源的外泌体中的miR-199a-3p参与了外泌体介导的凋亡抑制，通过下调Sema3A的表达激活AKT和ERK途径，从而减少细胞凋亡，进而缓解I/R损伤引起的肾小管扩张、刷状缘丢失、核丢失和管型形成。在体外试验中，敲低miR-199a-3p在外泌体中的表达后，人肾小管近端上皮细胞凋亡率明显上升[40]。

其他类型MSCs来源的外泌体，如UCB-MSCs来源的外泌体已被证明对AKI的治疗具有有益作用。ZHOU等[41]证明了UCB-MSCs衍生的外泌体可通过缓解肾组织细胞的氧化应激和细胞凋亡水平保护顺铂引起的AKI。在此基础上，他们发现在顺铂建立AKI大鼠模型前，在肾被膜下进行外泌体注射，对顺铂造成的肾损伤具有预防作用，并且通过抑制肾小管上皮细胞中的mTOR信号通路来激活自噬，从而减少细胞凋亡和炎症反应，最终使肾脏功能得到改善[42]。

3 MSCs移植治疗CKD

CKD是指各种原因引起的慢性肾脏结构和功能异常(病史超过3个月)，衰老、糖尿病肾病、缺血性肾病、遗传性肾病等是CKD的几大主要病因。现阶段，CKD已经成为全球性公共卫生问题，大约影响世界人口的11.7%～15.1%[43]。有报告统计，该病在我国患病率约为10%，并随着老龄化、糖尿病、高血压、肥胖等问题的加重有逐年上升的趋势[44]。CKD的特征为进行性肾小球硬化与间质纤维化，肾单位受损或者减少引起肾小球超滤，充血肿胀，小球内高压以及全身性高血压导致肾小球硬化；间质和肾小球被以淋巴细胞和巨噬细胞为主的炎性细胞浸润，引起肾组织纤维化和大量胶原沉积[45]。尽管药物或手术疗法可以改善整体肾脏功能，但不能改善受影响的周围组织的再生和功能恢复。实际上，肾脏具有一定的再生能力，然而，这种能力有限，通常无法有效预防和恢复纤维化，最终，CKD走向终末期肾病[46]。因此，需要新颖的疗法阻止或延缓肾脏损伤过程。

细胞再生疗法已被广泛认为是许多暂无其他治疗选择的替代治疗方式，有望提高内源性修复能力，恢复受损肾脏的结构与功能，从而延缓或终止疾病的发展。MSCs具有抗纤维化、抗炎和促血管生成的特性，可调节炎症、免疫激活和新血管生成[47]。MSCs所具有的多重特性以及在治疗AKI中的出色表现使其在CKD细胞疗法中被予以厚望。

目前，大多数有关CKD的基础研究都是通过实验模型进行的，例如残余模型，也称为5/6肾切除术。研究人员对成年大鼠实施5/6肾切除术以建立CKD模型，治疗组单次静脉内输注0.5×106个MSCs，结果表明，治疗组sCr水平显著低于模型组，组织学损伤评分也低于模型组，治疗组肾脏中VEGF的表达水平更高，提示MSCs所介导的修复作用与血管保护相关[48]。VEGF是内皮和血管系统发展和肾小球形成的重要因素。它在成人肾脏中的表达仅限于肾小球和一些管状细胞，在这些细胞中，它参与维持构成肾小球的毛细血管的通透性和完整性。此前也有研究表明，在进行性肾脏疾病中，VEGF具有对抗肾小球损害的作用，且其表达量与肾小球硬化程度呈反比[49]。

在另外一项研究中，CKD大鼠接受了2×105个大鼠来源的BM-MSCs，结果显示，治疗组sCr和BUN显著低于未处理组，蛋白尿水平有所下降。此外，MSCs治疗组红细胞比容显著增加，贫血情况有所好转，血压、血糖、血清白蛋白无明显变化。对MSCs进行追踪后，在间质区域和血管附近发现了CD73和CD90双阳性共定位的MSCs。Masson和Sirius Red染色结果表明，MSCs治疗组的肾脏组织纤维化明显减少，肾小球硬化程度降低。在mRNA表达水平上，纤维化分子如FSP-1、波形蛋白和胶原蛋白表达量显著下降。同时，抗纤维化分子HO-1、HGF等的表达量上调。MSCs治疗后，肾IL-6和TNF-α表达水平显著降低，而IL-4和IL-10表达水平升高。这些结果表明，MSCs可以调节慢性肾脏损伤初期的炎症反应。MSCs的免疫抑制和重塑特性可能与肾脏纤维化减少有关[50]。在一项长达4周的分析中也表明，ADSCs具有长期的免疫调节作用，通过减少间质胶原沉积以及组织趋化因子和细胞因子抑制了叶酸所致的肾纤维化和慢性炎症。除此之外，中性粒细胞浸润的减少在该过程中起到了重要作用[51]。

与MSCs治疗AKI类似，对MSCs进行预处理同样适用于CKD的治疗，利用MSCs衍生的外泌体治疗CKD也有报道。与直接细胞治疗相比，外泌体是功能性生物产品，不是随机产生的生物膜结构残留物，也许能够克服传统细胞疗法的不利影响。特别是对于那些需要MSCs长期治疗的疾患来说，可有效避免由于常规细胞治疗方法而引起的细胞突变或癌变[37]。

越来越多的证据表明，外泌体中的miRNA是参与外泌体介导的CKD恢复过程中的关键组成部分，如miRNA-29、miRNA-21、miRNA-199等。有研究对比了人肝干细胞来源和人BM-MSCs来源的外泌体对于糖尿病肾病小鼠肾脏纤维化的潜在治疗作用，结果表明，外泌体有效地抑制了纤维化的发展。生物信息学分析表明，尽管2种来源的外泌体在miRNA表达上存在差异，但在抗纤维化途径和治疗效果上不具有明显差异[52]。不仅如此，有研究还发现外泌体可以影响肾脏本身的miRNA调控，在马兜铃酸诱导的CKD小鼠中，连续使用人BM-MSCs来源的外泌体进行治疗，对比治疗组和模型组小鼠肾脏中的miRNA，发现在10个具有显著性差异的miRNA中，7个在外泌体治疗后显著下调，生物信息学分析这7个miRNA后发现，它们共涉及90余种途径，在选取的37个途径中，大多数都与肾损伤病理过程如纤维化、炎症和细胞凋亡等相关[53]。

目前关于使用Mel预处理的MSCs治疗CKD的报道较少，SABERI等[54]用Mel预处理BM-MSCs后，将其移植到单侧输尿管阻塞的大鼠中。发现Mel预处理的MSCs可以降低TGF-β、TNF-α和α-平滑肌肌动蛋白的表达，并且与对照组相比，钙黏蛋白的表达被上调，肾小管上皮细胞间的黏附增加，最终使肾脏组织中的纤维化区域减少。另外，在受损的肾脏中观察到更多存活的被移植的MSC，这表明Mel预处理的MSCs具有更好的存活和迁移活性。

除Mel等化合物外，生物工程材料的应用也为干细胞治疗带来了广阔的前景。静脉途径给予的细胞在到达目标器官前死亡，大剂量细胞则可能引起自身聚团，淤积在肺部并因此导致肺栓塞，手术直接疏通动脉通路操作难度大，并且时刻面临麻醉风险，患者接受度也不高，这是目前MSCs治疗所面临的重大难题。水凝胶是一类极为亲水的三维结构凝胶，以多种方式增强MSCs的疗效，如利用水凝胶将MSCs直接递送至局部并最大化目标区域的细胞比例，减少体内微环境对MSCs的损伤，以及靶向地释放生物活性分子等[55]。目前，利用水凝胶进行CKD细胞治疗的研究很少，然而，基于水凝胶的干细胞疗法在一系列其他慢性疾病模型中展现出了很好的疗效，包括心肌梗死[56]、声带再生[57]、神经损伤[58]等。对于CKD的治疗，有研究者提出一种理想的长期水凝胶，可以在细胞受到周围组织炎症刺激时，使长期保持未分化状态的干细胞向肾脏持续释放抗纤维化信号[55]。尽管水凝胶在治疗CKD中的应用尚不发达，但在其他慢性疾病治疗方面取得的巨大进展有望使水凝胶材料应用于CKD 的治疗中。

MSCs不仅在AKI及CKD中被证实具有治疗作用，在AKI向CKD发展过程中，MSCs同样展现出治疗潜力。MSCs治疗优于药物的优势是其在体内外的多能再生性，涵盖了AKI-CKD过程中大部分高度复杂的病理生理过程[59]。在通过单侧I/R损伤建立的AKI-CKD模型中，ADSCs治疗上调了肾小管Sox9的表达，促进了肾小管的再生，缓解了AKI并减轻了随后的肾纤维化[60]。目前，再生医学领域大多数研究仍局限于评估MSCs在AKI或CKD上的治疗效果，很少有研究关注从AKI向CKD发展的问题。因此，在将MSCs作为AKI-CKD转变过程中的现实临床治疗工具之前，还有很长的路要走。

4 MSCs治疗犬猫肾损伤

现阶段，MSCs应用于犬临床前试验及临床研究大都集中于骨髓及关节疾病。据GUGJOO等[61]报道，在33项临床研究中，有关脊髓和关节的占到60%以上。目前仅有少数文献报道了关于MSCs治疗犬肾脏和肝脏损伤，在庆大霉素和顺铂联合建立的犬AKI模型中，在超声引导下，在肾被膜内进行了UCB-MSCs移植，血液分析显示，治疗组犬血清sCr和BUN水平均明显下降，组织学分析表现出同样的趋势，间质中白细胞浸润减少，肾小管损伤和肾小球坏死水平降低[62]。在顺铂建立的犬AKI模型中，治疗组接受1×106个BM-MSCs静脉移植治疗，结果显示肾小管坏死扩张减少，组织纤维化减少，同时肾小管上皮细胞的增殖增加，犬肾功能有所提高但未表现出差异[63]。在健康犬中，通过肾动脉导管插入法对犬同种异体MSCs进行体内细胞追踪和对肾脏的生理病理影响的研究中，MSCs的输入引起肾脏皮质一过性低血压，35 d内并未引起功能性并发症，表明移植MSCs对于犬来说是安全的[64]。

在猫的肾损伤治疗中，MSCs疗法的效果似乎并不是很理想。15只成年猫在单侧肾动脉夹闭1 h后，分别施以同种异体ADSCs、BM-MSCs及成纤维细胞移植，结果显示各组猫尿比重、蛋白尿、肾小球滤过率和组织病理学表现上均未表现出差异[65]。一项临床研究中，4只CKD患猫在患病2，4，6周后接受2×106/kg剂量的ADSCs静脉注射，另外3只猫以生理盐水作为对照。随后8周的随访中未发现任何不良反应，但也未观察到患猫肾功能改善的情况[66]。在肾内自体MSCs治疗猫肾脏疾病研究中，2只临床3期CKD患猫的肾小球滤过率和sCr水平有所改善，且未出现不良反应，但由于从老年猫中扩增出足够多的自体MSCs过于费时费力，所需的干预措施过于复杂，在临床应用上没有潜力[67]。这些阴性结果可能与猫MSCs会被猫泡沫病毒感染有关，大约20%～50%的MSCs会被该病毒感染，从而降低细胞的增殖率，并导致细胞死亡，因此泡沫病毒感染可能是限制猫MSCs治疗的一大因素[68]。

5 展望

目前，随着再生医学、生物工程和组织工程等前沿领域的不断发展，基于MSCs的疗法在临床上应用愈发广泛，特别是在模式动物中，MSCs的基础研究逐渐深入为其在临床中的应用奠定了坚实的基础。同时，与生物工程、材料科学等的紧密结合进一步提升了细胞治疗的效果。除了在人类医学领域中的杰出贡献，MSCs疗法的出现也为动物临床中一些疑难杂症的治疗提供了崭新的思路，例如在神经损伤、肌腱、关节损伤等疾病的治疗研究中已开展了多项临床试验[69-71]。应用MSCs治疗终末期脏器衰竭及肿瘤疾病的相关研究也逐渐增多，并且也由基础研究逐渐走向临床实践[72-73]。

尽管大量的临床前和临床研究已证实了MSCs在治疗多种疾病中的有效性，但是还需要进一步的深入研究来完善治疗方案以实现更长久的疗效。同时，对于细胞类型的选择、移植细胞的剂量、时间、途径等都需要进一步评估。此外，MSCs在某些非常见病如自身免疫性疾病中的效果如何还研究甚少。因此，我们还需要很长的一段路要走。相信在不久的将来，随着细胞疗法及相关产品的开发和普及，一定能造福更多的人和伴侣动物，并带来人类临床医学和小动物临床医疗的新一轮革命。