油莎豆发芽前后营养成分及多糖生物活性的变化

巢晓玲，黎扬辉，敬思群, ，翟红月，刘根梅，张俊艳，祁 鲲，朱新亮,，布威佐合热·艾科热木

（1.韶关学院英东食品学院，广东韶关 512005；2.河南亚临界萃取技术研究院有限公司，河南安阳 455000；3.新疆大学生命科学与技术学院，新疆乌鲁木齐 830046）

油莎豆（Cyperus esculentusL.Var.sativus）又名油莎果、铁荸荠、人参果、人参豆，是莎草科（Cyperaceae）莎草属（Cyperus）多年生草本植物[1]，目前在我国新疆、内蒙、河南、河北、东北已经大面积种植。油莎豆中的脂肪占20%～30%，淀粉占25%～30%（其中支链淀粉占66%，直链淀粉占24%），糖15%～20%（其中蔗糖占90%，葡萄糖和果糖占10%），蛋白质占3%～10%，富含17 种人体需要的氨基酸以及丰富的胡萝卜素等。油莎豆粕蛋白的氨基酸组成接近标准蛋白，营养价值接近鸡蛋[2]，素有“地下板栗”和“地下核桃”之美称。其产量远高于小麦、玉米等大宗农作物，每亩油莎草可产油莎豆1000 kg，产干饲草900 kg。目前的研究表明，油莎豆具有抑菌性[3−4]、抗氧化性[5−6]、调节细胞外ATP 和腺苷的代谢[7]、促进微循环和抗凝血活性作用[8]、调节大鼠的性行为[9]、预防高脂饮食引起的肥胖和高脂血症[10]、抗糖尿病[11]和干预缺血性脑中风[12]等生物活性，油莎豆粉作为起酥油应用于无麸质面包还可对食用机体起到胃肠保护的作用[13]。因此，与同类油料作物相比较，油莎豆的经济效益和剩余附加值的再利用是其他油料作物的十几倍。

发芽过程中一系列复杂的生化和理化反应会导致营养成分和生物活性物质的变化[14−15]，产生促进身体健康预防疾病发生的成分[16]，发芽可作为改善食品营养价值和增强生物活性的有效技术手段之一[17−18]。发芽豆类在数千年前就开始流行于东方国家，在西方市场也有销售。研究表明，通过发芽处理豆类可以改善它们的口感，提高营养成分的含量和利用率，降低抗营养成分的含量[19−20]。Guzmán-Ortiz 等[21]发现在大豆发芽的过程中增加了生物活性酚类化合物和异黄酮苷元含量，增强了大豆的功能特性。杨天等[22]研究了5 个品种花生发芽5 d 过程中营养成分和生物活性成分的变化，发现随着发芽时间的延长，小肽、游离氨基酸和可溶性糖含量显著增加，γ－氨基丁酸和白藜芦醇的含量急剧增加。若能通过发芽修饰油莎豆的营养成分组成和植物化学成分，并加工成一定功能的食品，则必将拓展油莎豆的应用市场。本文通过对发芽前后油莎豆的营养成分、多糖抗氧化性及降糖活性的比较分析，揭示发芽对油莎豆营养成分和油莎豆多糖生物活性的影响及机制，为油莎豆的产业化加工及相关功能食品的开发提供科学依据。

1 材料与方法

1.1 材料与仪器

油莎豆 吉林省好易收农牧业科技开发有限公司提供；1,1-二苯基-2-三硝基苯肼（DPPH，纯度>97%）、2,2-联氮-二（3-乙基-苯并噻唑-6-磺酸）二铵盐（ABTS，纯度>98%）、抗坏血酸（VC，UV≥99.8%） 上海源叶生物科技有限公司；对硝基苯基-β-D 吡喃半乳糖苷（PNPG） 上海麦克林生化科技有限公司；α-葡萄糖苷酶（α-D-g1ucosidase，来源于黑曲霉） 北京索莱宝科技有限公司；阿卡波糖 拜耳医药保健有限公司；葡萄糖 优级纯，北京维欣仪奥科技发展有限公司；蒽酮、浓硫酸、石油醚、正丁醇、氯仿、无水乙醇、三氯乙酸、三氯化铁、铁氰化铁等试剂 均为国产分析纯。

RE-52AA 旋转蒸发器 上海雅莱生化设备仪器有限公司；SHE-3000G 全波长多功能酶标分析仪 北京塞尔福知心科技有限公司；日立L-8800 型自动氨基酸分析仪 日本Hitachi 公司；ICS 5000 多功能离子色谱 美国Dionex 公司；Spectra Star XT Chem Tron 近红外光谱分析仪 优莱技术（北京）有限公司。

1.2 实验方法

1.2.1 油莎豆发芽操作要点 参照杨伟波等[23]的方法。选取饱满成熟、没有破损且颗粒大小相近的油莎豆块茎，用70%的乙醇浸泡3 min，倒出乙醇后用蒸馏水清洗3 次。将盛有500 mL 蒸馏水的大烧杯置于水浴锅内加热至35 ℃，将块茎放入烧杯中，10 min 后，取出烧杯后立即加入蒸馏水使其降温至室温，于室温浸种24 h，期间换水4 次。将浸种处理后的块茎放在铺有两层黄纸的盘子中，加水至块茎高度的1/4，自然光照，环境温度在30 ℃左右，每天换水3 次至发芽。

1.2.2 营养成分含量测定 油莎豆粉制备：将发芽24 h 后的油莎豆块茎、发芽前的块茎分别置于45 ℃的恒温鼓风干燥箱中烘24 h，粉碎，过60 目筛，待测。

参考檀其梅等[24]的方法，采用近红外光谱分析仪，仪器预热2 h，校准后放经烘箱烘干的样品，按照UScan 操作说明书选择检测模型。将样品混匀后用1/2 样品杯装填样品,样品深度不低于2 mm。采用ISIScan 软件操作NIR 系统设备，待仪器稳定后，运行Check cell 标准测试槽，结果正常后开始扫描样品，直接预测80%能过60 目筛的发芽前后油莎豆粉末的水分、脂肪、蛋白质、灰分、纤维和淀粉的含量。油莎豆近红外校准曲线由优莱技术公司提供建模，在韶关学院品质实验室进行曲线校正，结果由系统软件自动分析。

1.2.3 油莎豆多糖制备工艺

1.2.3.1 传统水提醇沉法 油莎豆→干燥→粉碎→脱脂→热水浸提→浓缩→脱蛋白→离心→醇沉→冻干

操作要点：精确称取10 g 已过60 目筛的干燥油莎豆粉末，加入1.67 倍虹吸量的石油醚，脱脂至用滤纸检查至无油迹，挥干石油醚后，将样品放入平底烧瓶中，加入200 mL 的蒸馏水，于82 ℃恒温水浴锅中加热2 h，滤纸过滤，滤渣加蒸馏水重复提取，提取时间为前一次的1/2，重复三次。将三次提取的滤液浓缩至100 mL，Sevage 法去蛋白，重复三次至无蛋白层。加入5 倍体积95%乙醇，于4 ℃冰箱过夜（12 h），沉淀的多糖用无水乙醇清洗三次，冷冻干燥后称量备用。

1.2.3.2 酶解超声辅助法 油莎豆→干燥→粉碎→脱脂→酶解→控温超声→热水浸提→浓缩→脱蛋白→离心→醇沉→冻干

操作要点：将10 g 脱脂后的油莎豆粉末以料液比1:20 加水溶解，样品溶液用磷酸氢二钠-柠檬酸调节pH6.5，加入1.2%α-淀粉酶，于50 ℃恒温水浴锅中保持30 min，后于95 ℃下钝酶5 min。将样品溶液置于40 ℃控温超声处理10 min，后热水浸提[23]。其余操作同1.2.3.1。

1.2.4 抗氧化活性评价 油莎豆多糖母液的制备：精确称取1 g 油莎豆多糖，蒸馏水定容至100 mL，即得10 mg/mL 的样品液。以抗坏血酸（VC）为阳性对照。

DPPH·清除能力分析：参照Jing 等[5]方法。清除率计算公式如下：清除率（%）=［1−(A1−A2)/A0］×100，式中：A0：2 mL 蒸馏水与2 mL DPPH 乙醇混合溶液的吸光度；A1：2 mL 样品液与2 mL DPPH 乙醇混合液的吸光度；A2：2 mL 样品液与2 mL 无水乙醇混合液的吸光度。

ABTS+·能力分析：参照FLoegel 等[25]的方法。清除率（%）=[1−(A1−A2)/A0]×100，式中：A0为0.2 mL蒸馏水与1.9 mL ABTS+·溶液反应后的吸光度值；A1为0.2 mL 样品液与1.9 mL ABTS+·溶液反应后的吸光度值；A2为0.2 mL 样品液与1.9 mL 无水乙醇混合后的吸光度值。

总抗氧化能力分析：参照Jing 等[5]的方法。总还原能力用WA来表示（WA=A−A0），式中：A：样品组吸光度；A0：空白组吸光度。

1.2.5 对α-葡萄糖苷酶活性抑制作用分析 参照赵元[26]的方法（PNPG 法）进行，α-葡萄糖苷酶催化PNPG 水解，释放对硝基酚（PNP）。通过检测405 nm PNP 的量计算α-葡萄糖苷酶活性。在96 孔板中，加入不同浓度的油莎豆粗多糖样品溶液40 μL，0.355 mg/mLα-葡萄糖苷酶40 μL，50 ℃保温5 min后，加入0.754 mg/mL pNPG 溶液20 μL，反应30 min，用0.1 mol/L Na2CO3溶液100 μL 终止反应。空白对照用缓冲液代替供试液。将反应液置于酶标仪405 nm 波长下测定吸光度，每个样品同时作3 个平行试验。以阿卡波糖为阳性对照。

酶活性抑制率（%）=[1−（A1−A2）/A0]×100

式中：A0：不加待测样品反应后吸收值；A1：加入待测样品反应后吸收值；A2：只加待测样品吸收值。

1.2.6 分析测定

1.2.6.1 多糖得率计算 多糖含量测定采用蒽酮-硫酸比色法[27]。

标准曲线与回归方程：在6 支具塞管中分别加入0.1 mg/mL 葡萄糖标准溶液0、0.2、0.4、0.6、0.8、1.0 mL，补水至2 mL，加5 mL 2mg/mL 蒽酮-硫酸混合液，冰水降温，95 ℃水浴10 min，冰水降至常温，于620 nm 处测吸光度。回归方程为A=9.3857C+0.0932，R²=0.9984，线性范围0.0～0.05 mg/mL。

按下式计算油莎豆多糖含量：

式中：C—样品OD 值得到的糖含量的微克数；Vt—供试样品的总体积（mL）；V—取试样品体积（mL）；M—粗多糖干重（mg）。

1.2.6.2 氨基酸含量分析 采用氨基酸分析仪分析发芽前后油莎豆氨基酸组成及含量。精确称取油莎豆样品于水解管中，按料液比1:6 加入6 mo1/L 盐酸溶液，然后真空封管，并于110 ℃水解24 h，过滤后继续真空干燥，后加入1 mL（0.01 mol/L）盐酸，放置30 min 后待测。色氨酸的水解条件为4 mol/L 氢氧化钠溶液，110 ℃水解20 h，冷却调节pH 为5～6 后定容。氨基酸分析系统测定。

1.2.6.3 发芽前后油莎豆多糖的单糖组成分析 参考Jing 等方法[28]。采用配有脉冲电流检测器的高效阴离子交换色谱（HPAEC-PAD）技术分析单糖组成。样品水解：经脱蛋白、透析后的油莎豆多糖用去离子水配成10 mg/mL 的溶液，然后用3 mol/L 硫酸水解2 h，碳酸钡中和后得清液，稀释50 倍后进样分析。单糖标样：1～10 号峰依次为岩藻糖（Fuc），阿拉伯糖（Ara）、鼠李糖（Rham）、半乳糖（Gal）、葡萄糖（Glc）、木糖（Xyl）、甘露糖（Man）、果糖（Fru）、半乳糖醛酸（GalUA）、葡萄糖醛酸（GlcUA）。

色谱条件：色谱柱：CarboPac PA-20 阴离子交换柱，包括分离柱（3 mm×150 mm）和保护柱（3 mm×50 mm）；检测器：脉冲安培电化学检测器；工作电极：金电极；参比电极：Ag/AgCl；流速：0.5 mL/min；进样体积：20 μL；柱温：30 ℃；淋洗液：超纯水（A）、0.25 mol/L NaOH 溶液（B）和1 mol/L NaAc 溶液（C）进行三元梯度淋洗。

1.3 数据处理

2 结果与分析

2.1 发芽对油莎豆营养成分的影响

由表1 可知，出现发芽后再继续生长24 h，然后分析营养成分的含量，发现油莎豆蛋白含量降低了11.09%，其原因是由于发芽前的浸泡（包括浸种），块茎中的可溶性氮溶于水中，另一方面，种子在刚萌动时要消耗一部分蛋白质，故发芽24 h 时，蛋白质含量减少；淀粉含量降低了11.75%，因为发芽时，豆类内源淀粉酶被激活，导致淀粉发生降解，引起直链淀粉和支链淀粉含量的下降，淀粉在淀粉酶的作用下逐步分解为葡萄糖等小分子糖类，所以淀粉含量逐渐减少[29]，另外，灰分和纤维含量分别降低了7.69%和10.31%。发芽24 h 后脂肪含量上升了8.22%，说明有脂肪被合成，油莎豆中含有25%～30%的淀粉，此时淀粉分解产生的糖源大量增加，促使了新的脂肪合成[30−31]。

表1 发芽前后油莎豆营养成分含量（干基计）Table 1 Nutrient content of C.esculentus L.before and after germination (in terms of the dry basis)

2.2 发芽对油莎豆多糖得率影响

由表2、表3 可知，采用不同的提取方法都发现，发芽后的油莎豆多糖含量及提取率皆高于发芽前的，这是由于油莎豆的萌发降解了淀粉，积累的糖类物质，使得提取的粗多糖糖含量增加。另一方面发现，以酶解超声辅助提取法的油莎豆多糖含量及得率比传统水提醇沉法高，这是可能是因为超声波的机械振动及空化效应，破坏了细胞壁，加速了多糖的溶出。因此后面的体外抗氧化及降糖实验以酶解超声辅助法提取的油莎豆多糖作为试验样品，以传统水提法的多糖做比较。

表2 不同方法提取油莎豆多糖含量（%）Table 2 Contents of C.esculentus L.polysaccharide extracted by different methods (%)

表3 不同方法提取的油莎豆多糖的得率（%）Table 3 Yield of C.esculentus L.polysaccharide extracted by different methods (%)

2.3 发芽对油莎豆氨基酸含量的影响

由表4 油莎豆发芽前后氨基酸组成可知，发芽前后氨基酸总和分别为4.21 g/100 g 和4.56 g/100 g，发芽使氨基酸总量提高了8%；必需氨基酸（色氨酸除外）总和发芽前后分别为1.07 g/100 g 和1.09 g/100 g，这是由于油莎豆在发芽过程中，蛋白质在水解酶的作用下被大量分解成小分子氨基酸所致。这与张雨薇等[30]的研究一致。

表4 油莎豆发芽前后氨基酸组成分析Table 4 Analysis of amino acid composition of C.esculentus L.before and after germination

2.4 发芽前后油莎豆多糖的单糖组成

发芽前后油莎豆多糖的单糖组成见图1。

图1 10 个单糖标样及发芽前后油莎豆多糖完全水解产物的HPAEC 分析图Fig.1 HPAEC analysis diagram of 10 standard monosaccharides and completely hydrolyzatet of C.esculentus L.polysaccharide before and after germination

将样品与标准单糖的色谱峰保留时间进行对照，确定多糖的单糖组成种类。并根据面积归一化法定量计算出多糖中的单糖组成。发芽前油莎豆多糖的单糖组成为0.59%鼠李糖（Rham）、0.85%半乳糖（Gal）、98.55%葡萄糖（Glc），发芽后为0.78%鼠李糖（Rham）、0.61%半乳糖（Gal）、98.61%葡萄糖（Glc）。发芽使鼠李糖的含量明显提高了，而鼠李糖有较强的抗氧化活性[31]。

2.5 发芽对油莎豆多糖体外抗氧化活性的影响

由图2～图4 可知，酶解超声辅助法提取的发芽前、后的油莎豆多糖DPPH·清除能力、ABTS+·清除能力及总抗氧化能力均强于传统水提醇沉法，且皆呈一定的量效关系；酶解超声辅助提取法提取的油莎豆多糖浓度为0.5 mg/mL 时，发芽前对DPPH·清除率为24.17%，发后则为30.11%；发芽前对ABTS+·清除率为33.33%，发芽后为39.61%；发芽油莎豆多糖的总抗氧化能力强于发芽前的，因此发芽提高了油莎豆多糖的抗氧化能力，这是由于发芽过程使有较强的抗氧化活性的鼠李糖的含量明显提高了，这与徐磊[32]的研究发现一致。

图2 发芽对油莎豆多糖清除DPPH·能力的影响Fig.2 Effects of germination on DPPH· scavenging ability of C.esculentus L.polysaccharide

图3 发芽对油莎豆多糖清除ABTS+·能力的影响Fig.3 Effects of germination on the ABTS+· scavenging ability of C.esculentus L.polysaccharide

图4 发芽对油莎豆多糖总抗氧化能力的影响Fig.4 Effects of germination on the total antioxidant capacity of C.esculentus L.polysaccharide

2.6 发芽对油莎豆多糖抑制α-葡萄糖苷酶活性的影响

由图5 可知，酶解超声辅助法提取的发芽前、后的油莎豆多糖对α-葡萄糖苷酶抑制作用均弱于传统水提醇沉法提取。当样品浓度为0.10 mg/mL 时，酶解超声辅助提取的发芽前的油莎豆多糖对α-葡萄糖苷酶活性抑制率为25.42%，而发芽后的为30.51%，发芽使油莎豆多糖降糖活性增强了。

图5 发芽对油莎豆多糖抑制α-葡萄糖苷酶活性的影响Fig.5 Effects of germination on the inhibition of α-glucosidase activity by C.esculentus L.polysaccharide

综上，发芽提高了油莎豆多糖的抗氧化剂降糖活性，这是由于发芽改变了油莎豆多糖的单糖组成比例，使鼠李糖的含量明显提高了，而鼠李糖有较强的抗氧化活性[31]。

2.7 相关性分析

由表5 可知，油莎豆的多糖含量与DPPH·清除能力、ABTS+·清除能力、总抗氧化能力和α-葡萄糖苷酶抑制活性均具有极显著正相关性（P<0.01），相关系数范围为r=0.986～0.998，推测可能是因为发芽改变了油莎豆多糖的单糖组成比例，从而引起其抗氧化性及降糖活性的变化。

表5 浓度与抗氧化性和α-葡萄糖苷酶抑制活性的相关性分析Table 5 Correlation analysis of concentration with antioxidant activity and α-glucosidase inhibitory activity

3 结论

发芽对油莎豆各营养成分的含量影响有一定差异，蛋白质、灰分、纤维和淀粉的含量发芽降低了，发芽使氨基酸总量提高了8%，脂肪的含量提高了，这与种子发芽过程中物质转化和脂肪合成有关；发芽后油莎豆多糖对DPPH·、ABTS+·的IC50值分别为（3.516±2.369）、（1.274±0.285）mg/mL（发芽前为（8.363±2.785）、（2.824±1.09）mg/mL），其总抗氧化能力0.27（发芽前为0.26）；发芽后油莎豆对α-葡萄糖苷酶抑制作用的IC50值为（344.2±150.6）mg/mL，而发芽前为（696.6±222.6）mg/mL，发芽提高了油莎豆多糖的抗氧化及降糖活性，采用离子色谱分析发现发芽过程改变了油莎豆多糖的单糖组成比例，产生了更多的抗氧化活性较强的组分鼠李糖，这为油莎豆的深加工和功能化产品的开发提供了科学借鉴和思路；相关性分析表明，油莎豆发芽后强的抗氧化能力、降糖作用与高的多糖含量呈极显著相关性（r=0.985～0.997）。在规范化发芽和规模化的发芽关键技术及装备开发方面值得做进一步的研究。