先天性外中耳畸形(14)——遗传学和表观遗传学研究进展*

张天宇 陈鑫 马竞

1.2.3鳃-耳-肾谱系疾病(BORSD) BORSD(OMIM 113 650)是一类由于胚胎发育时期基因突变导致鳃裂、耳及肾脏发育异常的单基因遗传病，发病率约1/40 000，30%～60%的BORSD患者伴有外中耳畸形[1]，呈常染色体显性遗传。具有高度的临床表型和基因型异质性，合并泌尿系统异常者称为鳃-耳-肾综合征(branchio-oto-renal syndrome，BORS)，无泌尿系统异常则为鳃-耳综合征(branchio-oto syndrome，BOS)。EYA转录共激活因子磷酸酶1(EYA transcriptional coactivator and phosphatase 1，EYA1)、SIX同源框1(SIX homeobox 1，SIX1)和5(SIX homeobox 5，SIX5)基因目前被认为是BORSD的致病基因。根据遗传学病因，OMIM将BORS分为2型：由EYA1突变导致的BORS1[OMIM # 113650]，由SIX5突变导致的BORS2[OMIM # 610896]；将BOS分为3型：由EYA1突变引起的BOS1[OMIM # 602588]，遗传学病因未知的BOS2[OMIM %120502]，及由SIX1突变导致的BOS3[OMIM # 608389]。

EYA1在耳、鳃弓、肾脏和眼睛发育中发挥重要作用，Eya1纯合及杂合突变小鼠表现出类似于BORSD的耳和肾脏发育异常[25]。研究发现EYA1突变后与转录因子的相互作用丧失导致蛋白质快速降解而致病[25]。93%的BORSD患者存在EYA1突变，包括无义、错义、剪接和缺失突变(Krug,2011)。SIX1编码蛋白作为转录因子介导EYA1的核转移，影响细胞周期及凋亡途径，调控耳的发育。Ruf等(2004)首次在BORSD家系发现3种不同的SIX1突变，并证实突变影响EYA1与SIX1的相互作用。Six1突变小鼠模型证实其在一些器官发育中发挥关键作用，包括内耳、肌肉组织和肾脏(Bosman,2009)。与EYA1突变相比，BORSD患者中SIX1基因突变概率较低。SIX5编码的蛋白是一种具有同源结构域的转录因子，在器官发育的调控中起着重要作用。Hoskins等(2007)首次在BORSD患者中发现SIX5 4种不同的杂合错义突变,对这些突变的功能研究分析表明，SIX5突变不仅影响EYA1-SIX5结合能力，而且会通过SIX5或EYA1-SIX5复合物影响基因的转录激活。目前认为，SIX5突变与SIX1突变的致病机制类似,虽然SIX5已被认为是BORSD的致病基因之一，但在临床患者中较少发现；并且值得注意的是，有研究发现Six5基因敲除小鼠没有发育缺陷[26]。因此，SIX5在BORSD中的作用还有待进一步研究。

其他在BORSD患者中筛查出变异的可能致病基因还包括：SALL1[27]、SHANK相关RH结构域作用物(SHANK associated RH domain interactor，SHARPIN)、成纤维细胞生长因子3(fibroblast growth factor 3，FGF3)、同源框A基因簇(homeobox A cluster, HOXA cluster)(Brophy,2013)、苯胺素肌动蛋白结合蛋白(anillin actin binding protein，ANLN)[28]等，是否能够导致BORSD尚有待研究。

除了以上介绍的三种外中耳畸形相关综合征，其他相关综合征和已知致病基因见表2。

表2 外中耳畸形相关综合征及已知致病基因

2 先天性外中耳畸形的表观遗传学因素

尽管不同组织类型的细胞具有相同的DNA序列，但其表观遗传调控因细胞类型而异。这种调节有助于细胞分化，使细胞只表达其相关组织中功能所必需的基因。环境因素可在受孕前产生致突变和致畸作用，而内分泌干扰或表观遗传作用可在受孕期发生[29]。表观遗传主要包括DNA甲基化、组蛋白修饰以及非编码RNA[30]。然而，迄今为止，对外中耳畸形表观遗传学的研究相当有限，对组蛋白修饰的研究完全没有。

2.1DNA甲基化 DNA甲基化是基因组DNA的主要表观遗传修饰。DNA甲基化对胚胎组织的结构发育和功能非常重要，异常的DNA甲基化可能会导致外中耳畸形[31]。动物模型表明DNA甲基化对面部发育至关重要。暴露于5-azaC[一种DNA甲基转移酶(DNMT)活性抑制剂]可导致日本稻花鱼出现小头畸形和颅面软骨畸形。由于DNMT的表达在发育过程中受到调控，因此,颅面缺损可能是DNMT表达失调的结果(宋宇鹏，2012)。在人类基因组正常的情况下，60%的启动子区域有非甲基化的CpG岛,当CpG岛甲基化异常时，将发生基因沉默;已发现COL18A1、MYH14、RBMY1A1、ZIC3(林琳，2009)和EYA1基因的异常甲基化CpG岛可能与外中耳畸形的发病有关,并且低甲基化也可能导致外中耳畸形[32]。

2.2非编码RNA调控 参与基因调控的非编码RNA主要包括微小RNA(micro RNA,miRNA)、长链非编码RNA(long noncoding RNA，lncRNA)和环状RNA(circular RNA，circRNA),其中，在先天性外中耳畸形的研究中只有miRNA和lncRNA有相关报道。

控制转录后基因表达的miRNA是一类长度为20～22个核苷酸的非编码RNA。这些小RNA分子已经被证明可以控制细胞的增殖和分化，并且许多miRNA在调节内源性或外源性细胞凋亡途径中发挥重要作用[33]。Torres等[34]在胚胎时期小鼠的耳郭软骨和皮肤中发现了40个差异表达的miRNA，预测其靶基因发现一部分与外耳发育相关，如:mmu-miR-10a(一种已知可调节Hoxa1 mRNA水平的miRNA)，并且发现耳郭中mmu-miR-10a低表达会影响耳部发育。外中耳畸形患者的耳郭组织中miR-203、miR-486-5p、miR-200c和miR-451的表达与对照组相比有很大差异[35]。有研究提示调节细胞凋亡的miRNA和外耳发育相关，其表达减少可能参与耳郭发育不良伴外耳道闭锁的发生[36]。

人类基因组的62%～75%都被转录成大量的lncRNA[36,37]。在多细胞生物中，lncRNA在沉默可遗传等位基因的表达和维持涉及细胞分化和正常发育的表观遗传特性方面起重要作用。Zhang等[38]发现相较于正常对照，外中耳畸形患者的残耳软骨组织中，大量lncRNAs和mRNA差异表达,他们共鉴定出180个差异表达的lncRNA和相关的信号通路异常可能与外中耳畸形的发病相关。

3 未来研究及展望

目前虽然有一些关于先天性外中耳畸形相关的遗传学和表观遗传学研究，但有待更深入的研究。因此，需要收集更多的散发和家系样本，建立标准化的生物样本库，从多组学角度以及单细胞层面，充分运用各种先进的检测技术深入挖掘和明确该病的病因和发病机制，将有助于疾病的产前诊断、胚胎植入前诊断和遗传咨询，对该病的预防起到积极作用。