豆渣中可溶性大豆多糖的提取工艺研究

李银峰，赵亚奇，李 霞，丁明洁

（河南城建学院材料与化工学院，河南平顶山467036）

大豆在我国食品行业占有举足轻重的地位，大豆加工过程中的副产物豆渣中有大量蛋白质、膳食纤维、维生素等对人体健康有利的成分［1-2］。相对于其他国家，我国每年产生的豆渣是其他国家的许多倍，但对于豆渣的利用率却较低，造成了大量的浪费。

水溶性大豆多糖是一种酸性多糖，可从豆渣中提取获得。水溶性大豆多糖具有较多优良性能，如抗氧化性［3］、保健功效［4-5］、酸稳定性［6］、作为抗结剂［7-8］、成膜性［9］等。豆渣中大约含有 30%的可溶性大豆多糖，与其他多糖相比，能显著降低血液中的胆固醇含量，减少糖尿病人对胰岛素的消耗。因此，将大豆产品制作过程中产生的豆渣废料进行充分的利用，从中提取可溶性大豆多糖，能降低企业的成本，提高原料的利用率。

据不完全统计，日本是提取和利用可溶性大豆多糖最早的国家，在1975年以前日本就有了8项专利，到20世纪末，关于豆渣的开发专利，日本已经遥遥领先世界上其他国家［10］。目前，我国也开始积极研究利用豆渣，并取得了一定成果。但同发达国家相比，仍存在较明显差距，主要表现在提取利用率低、开发方法简单，因此我国对于豆渣的开发利用研究有待深入。

目前，从豆渣中提取可溶性大豆多糖的方法包括热水浸提法［11-12］、酸浸提法［13-14］、碱浸提法［15］、超声波辅助提取法［16-17］、微波提取法［18］、酶提法［19-20］等。本文利用酸浸提法从豆渣中提取水溶性大豆多糖，分别从pH值、提取时间和固液比三个方面进行单因素试验，经过正交试验结果分析得出实验室条件下的最优提取工艺参数。

1 实验

1.1 实验原料及试剂

实验所需原料主要是干豆渣，购买自新瑞公司。实验所需试剂如表1所示。

表1 试剂

1.2 主要的仪器

实验所用仪器及设备如表2所示。

表2 实验仪器

1.3 实验方法

取豆渣粉并加入一定量水搅拌均匀，用盐酸调节其pH值，再进行加热处理后离心过滤，将得到的上清液进行浓缩处理，加入氢氧化钠进行去甲基化，再离心去除其中的沉淀；将调节过后的上清液浓缩，加入80%的乙醇进行沉淀处理，弃去上层溶液后沉淀干燥处理，得到可溶性大豆多糖的粗品。

2 结果与讨论

2.1 提取条件优化

从pH值、提取时间、固液比三个方面进行单因素实验，并分析每一个变量对可溶性大豆多糖提取的影响程度，然后进行正交实验分析，从而得出可溶性大豆多糖的最佳提取方案。

2.1.1 pH值对可溶性大豆多糖提取率的影响

按5组分别称取5 g豆渣粉，加入100 mL二次水，然后利用pH计用盐酸（HCL）调节pH值至2.5、3.0、3.5、4.0、4.5。用DF-101S集热式加热搅拌器在100℃温度下保温处理1 h，旋转速度为中，转子选大转子，然后进行离心处理得到上清液，将上清液用氢氧化钠进行去甲基化处理，调节pH值为11，同样用加热搅拌器在75℃加热50 min后取出，加入80%的乙醇进行沉淀处理，将其静置12 h，在TG16-WS高速台式离心机上7 000转离心20 min，得出沉淀，即粗多糖，将其放在电热真空干燥箱内恒温80℃进行烘干处理，最后将其研磨，放入试样袋保存。

pH值对可溶性大豆多糖提取率的影响如图1所示，从图1中可以看出，在同等条件下，pH值为3.0时提取率相对较高，在其两边呈递减状态。因此，确定提取液适宜的pH值为3.0。

2.1.2 提取时间对可溶性大豆多糖提取率的影响

将提取温度设定为100℃，提取时间分别为1 h、1.5 h、2 h，pH值取3.0，进行可溶性大豆多糖的提取，提取完成后进行研磨，留样封袋保存。

图1 pH值对可溶性大豆多糖提取率的影响

图2 时间对可溶性大豆多糖提取率的影响

提取时间对提取率的影响如图2所示，从图2中可以看出，在同等条件下，提取时间在1.5 h时提取率相对较高，并在其两端呈现递减状况，因此，选择提取时间为1.5 h。

2.1.3 提取的固液比对可溶性大豆多糖提取率的影响

分组分别称取5 g豆渣粉，设定提取温度为100℃，但调节固液比为1:20、1:25、1:30，固定时间为1 h，pH值取3.0，提取可溶性大豆多糖，进行研磨，封袋保存试样。

固液比对提取率的影响如图3所示，从图3可知，固液比为1:25时，提取率相对较高。因此，选择固液比为1:25。

2.1.4 正交实验分析

正交实验主要是通过pH值、提取时间以及固液比来设计，正交实验数据见表3，结果分析见表4。

图3 固液比对可溶性大豆多糖提取率的影响

表3 正交实验

表4 正交实验结果分析

由表3、表4可知：豆渣中提取可溶性大豆多糖的因素优劣关系为：固液比＞提取时间＞pH值，正交实验的最优条件：pH值为3.0、时间为1.5 h、固液比为1:25，提取率为3.98%。

2.2 产品分析

2.2.1 对多糖进行纯度分析

利用苯酚—硫酸法进行多糖含量纯度的测定，包括工作曲线的绘制和实际样品的测定。

（1）葡萄糖标样工作曲线绘制

标准曲线的测定：准确配置葡萄糖标准溶液，浓度为100μg/mL。精密吸取葡萄糖标准溶液0 mL、0.2 mL、0.4 mL、0.6 mL、0.8 mL、1.0mL、1.2 mL、1.6 mL、2.0 mL分别置于 20 mL的比色管，加水至2.00 mL，此时葡萄糖的浓度为0μg/mL，10μg/mL，20μg/mL，30μg/mL，40μg/mL，50μg/mL，60μg/mL，80μg/mL，100μg/mL。

向上述各比色管中加入6%的苯酚溶液1.00 mL，摇匀，移液管移取5.00 mL的浓硫酸于比色管中，震荡摇匀，沸水加热2 min左右，冷却至室温，以未加入葡萄糖的比色管为参比，在486 nm下进行试样吸光度的测定，实验结果见表5。

表5 葡萄糖的吸光度表

以吸光值为纵坐标，葡萄糖浓度为横坐标，制作标准曲线，如图4所示。对其进行线性拟合，得到回归方程y=0.0077x+0.0006（R2=0.9942）。

（2）可溶性大豆多糖含量的测定

将所得的粗糖进行配样，准确称取0.01 g的可溶性粗糖于100 mL的容量瓶中进行定容，振荡溶解，得100μg/mL的样品溶液。取1.00 mL样品液加入1.00 mL二次水，再加入1.00 mL苯酚溶液，5.00 mL的浓硫酸，进行振荡，同样放入DF-101S集热式加热搅拌器用沸水加热2 min左右，在室温下静置，同样在486 nm下测定吸光度，进行多糖粗品试样的分析，结果见表6。

图4 标准曲线

表6 测定数据

由表6可以看出：不同提取条件下得到的多糖含量在42.1%～85.8%，其中pH值为3.0条件下提取的多糖含量在75.7%～85.8%，说明pH值不仅影响提取多糖的产率，而且影响样品多糖的含量。

2.2.2 红外光谱分析

对正交实验中不同条件下获得的多糖样品进行了红外光谱分析，如图5所示。从红外光谱图中可以看出，不同提取条件下的样品，具有相似的红外吸收曲线。在峰值为3 000～3 500 cm-1时，存在-OH的伸缩振动吸收峰；在2 500～3 000 cm-1时，C-H因为变角振动出现吸收峰；在1 680 cm-1左右应该为C=O的吸收峰；在500～1 000 cm-1时存在着α糖苷键以及β糖苷键。

3 结论

本文以豆渣为原料，运用酸浸提法提取可溶性大豆多糖，研究了用酸浸提取法提取可溶性大豆多糖的提取工艺。对影响可溶性大豆多糖提取率的主要因素（包括提取液pH值、提取时间、固液比）进行了对比分析，得到较优提取工艺为：pH值取3.0，固液比为1:25，提取时间为1.5 h，在此条件下提取率为4%左右，纯度达到85%。

图5 红外光谱（B-J为正交实验1-9获得的样品）