海藻糖保护植物组织和动物细胞的作用机制综述
2019-08-13王一雯权淑静马焕
王一雯 权淑静 马焕
摘要:海藻糖是一种由α-糖苷键联结葡萄糖分子组成的非还原性双糖,这种可溶性物质在绿藻及其他低等植物中发挥着重要的抗压保护作用。它能帮助植物应对严寒、干旱、高盐渍等极端环境,调节植物的气孔导度和水利用率,并作为信号分子参与植物的生长发育和代谢调节。作为一种非渗透性冷冻保护剂,海藻糖因无毒、高效而被广泛应用于各种动物细胞和组织器官的冷藏保护中。根据近年国内外相关研究成果,将海藻糖对植物组织和动物细胞的保护、调节及作用机制加以概述,以期为海藻糖的深入开发利用提供理论依据。
关键词:海藻糖;非生物胁迫;信号分子;冻存剂;作用机制
中图分类号: S188 文献标志码: A 文章编号:1002-1302(2019)02-0014-05
海藻糖化学全称为α-D-吡喃葡糖基-α-D-吡喃葡糖苷,是由2个葡萄糖分子通过半缩醛羟基缩合而成的非还原性双糖,分子式为C12H22O11,分子量大小为342.3,分子结构式见图1[1]。这种对称的双葡萄糖分子结构所具有的稳定性远超麦芽糖、蔗糖、葡萄糖等其他糖类小分子,使其成为保持细胞活性、保湿类化妆品中的重要组成成分,更可作为防止食品劣化、保持食品新鲜风味、提升食品品质的独特食品配料。海藻糖存在于所有生命体内,是一种应急代谢产物和信号分子,在细胞处于高温、冷冻、辐射、干燥、高渗透压等不良环境时会在细胞内大量合成,危机解除后作为能源物质迅速分解[2],可帮助细菌、真菌、低等植物以及无脊椎动物等生命体抵抗环境压力,确保在高盐、酸性等极端环境中长久生存[3-4],从而保护生命体原有的形态结构[5]。因此,保护性是海藻糖除作为甜味剂使用外的一个最主要功能,它可长效维持生物膜、蛋白质等各种组织和生物大分子在非生物胁迫等极端环境下的稳定性[6-7],保护二者结构完整、不发生降解或变性。这种保护特性备受关注,有关其作用机制的研究更是争议不断、层出不穷。笔者将对海藻糖在植物组织中的调控作用及增强植物抗逆的作用机制、海藻糖对动物细胞的冷冻保护作用机制进行总结论述,更新海藻糖在种植、养殖、冷冻运输等行业中的理论研究进展和应用范围,为深入开发海藻糖提供理论依据和参考。
1 海藻糖在植物組织中的调控作用及抗逆保护机制
1.1 海藻糖作为代谢物调控植物的生长和发育过程
在微生物和无脊椎动物中,海藻糖主要参与碳水化合物的储存、运输及逆境保护等生理过程;植物中的海藻糖不仅直接参与代谢,还可作为植物生长发育的重要代谢产物参与到植物的代谢调控及基因表达调控当中[8]。其代谢前体物质海藻糖-6-磷酸(T6P)能够维持植物体内碳含量平衡,延缓叶片衰老,影响果实坐果率,T6P参与的SnRK1信号通路对植物呼吸、淀粉合成、淀粉和蔗糖等多种代谢进行双向调控,对不同植物的生长环境、生长时期均会作出相应的生长调节响应方式,确保植物生长发育正常进行,同时提高植物对旱害、冷害等逆境环境的适应性[9-10]。
1.2 海藻糖作为胁迫保护剂提高植物抵抗非生物胁迫的能力
非生物胁迫是指在特定环境下,任何非生物因素对植物造成的不利影响。如盐碱、干旱、高温、严寒、洪涝、矿物质缺乏以及不利的pH值等。其中,盐碱和干旱是制约植物生长的2个主要的胁迫因素。而在非生物胁迫条件下,海藻糖可充当碳源和胁迫保护剂用来提高植物的抗逆性,减少逆境胁迫对植物组织的伤害,维持植物正常生长[11]。
1.2.1 海藻糖提升植株高盐渍胁迫的适应性 盐胁迫对植物生长发育及生理代谢均会造成影响。种子萌发时,土壤中的盐分浓度越高,种子发芽率、发芽指数和活力指数都减小,最终抑制其萌发和幼苗长大;在植物生长发育过程中,盐胁迫会造成植物发育迟缓,抑制植物组织和器官的生长和分化,使植物的发育进程提前,最终抑制植物生长。盐胁迫下,植物吸收不到足够水分和矿质营养,叶片中叶绿素含量降低,也会间接影响光合性能。此外,盐胁迫还会打乱植株正常的呼吸代谢、破坏植株体内蛋白质的合成等[12]。因此,提高植株耐盐性对于促进作物的高产稳产具有重要意义。
研究证实,将海藻糖合成酶相关基因转入到不合成海藻糖的水稻、小麦等植株内,可提高这些植株对盐胁迫的适应性,而外源海藻糖浸泡植株也同样能减轻盐胁迫对幼苗生长的抑制。闫道良等以扬麦19为材料,研究低浓度海藻糖对盐胁迫下扬麦19幼苗生长及生理特性的影响,试验表明,经 2 mmol/L的海藻糖浸种处理可提高扬麦19幼苗干物质的合成与积累,促进扬麦19植株碳水化合物的合成,缓解盐胁迫对幼苗叶绿素的破坏,降低盐害对叶片光合作用的抑制,使植物更快适应盐胁迫[13]。由此可见,海藻糖可作为植物适应胁迫的一种诱导剂,诱导植物通过基因表达及生理变化以适应后期的盐胁迫;同时,作为一种信号分子,它可诱导扬麦19植株内某些氨基酸合成及吸收钾离子,以平衡钠离子积累对细胞造成的伤害,从而提高植株对盐胁迫的适应性。
1.2.2 海藻糖增强植株的抗旱胁迫能力 扩展生长是环境和植物内部代谢活动相互作用的结果,在各种和植物有关的环境因素中,水的有效性占主导地位。不论是细胞分裂分化或体积扩大,都与水分吸收、溶质积累和胞壁松弛有关,任何能直接或间接影响三者之一的因素均能影响植物生长。缺水环境下,短期内植物通过降低叶的生长速率和使老叶脱落等途径来减少叶面积从而减少蒸腾失水,长期缺水则会引起根系生长速率降低、各茎间活动受抑、伸长迟缓、株高降低、秆变细等。干旱还会对植物的碳循环、氮代谢以及信息传递等物质代谢过程造成不同程度的干扰破坏[14]。因此,提高植物遭受干旱逆境后的生存能力有助于减少作物的产量损失。
在实时荧光定量PCR检测木薯海藻糖合成酶基因(MeTPS1-3)干旱胁迫下的表达试验中[15],木薯遭受干旱胁迫时,其根部海藻糖合成酶基因上调表达最为明显,说明木薯在受到抗干旱胁迫时海藻糖发挥了重要的调控作用。将该基因转录至本生烟草叶片中,并对该植株叶片进行海藻糖含量测定,发现MeTPS1-3基因已经在受体植株中实现转录并开始表达合成海藻糖。抗旱性试验证实,转基因本生烟草株系在干旱胁迫下的保水能力和复水后的恢复能力增强,电解质渗出率低于对照,种子萌发力强于对照,自然抗旱能力得到增强[16]。由此可见,海藻糖对于提升植物的抗旱能力具有十分重要的意义。
1.2.3 海藻糖提高植株耐高温胁迫的抗性 高温胁迫易破坏光合机构,降低光合能力,从而抑制光合作用并造成作物减产。在作物的生长季节,温度平均每提升1 ℃,作物产量将下降17%。生物体在热胁迫条件下会产生热激反应,对温度的升高作出应答,具有一定的耐热特性。但随着胁迫程度的不断增强,高温会破坏叶绿体结构,降解叶绿素,降低CO2的溶解度,最终影响植物的光合速率;持续高温更是直接影响了呼吸酶的活力,使其发生不可逆失活,抑制植物的呼吸作用;同时,当温度升高到对植物造成胁迫时,叶片上的气孔开度减小,蒸腾作用下降,降低植物对矿质离子的运输和对水分的需求。此外,高温对植物的细胞膜系统、渗透压和植物体内的抗氧化系统也会产生不同程度的破坏[17]。因此,高温胁迫是限制植物分布、生长和生产力的一个主要的环境胁迫因子。
在高温胁迫下,植物细胞产生过量超氧阴离子( O-2 · )、过氧化氢(H2O2)等活性氧(ROS),这些成分会损伤细胞DNA、蛋白质、脂膜等组分,引起脂质过氧化[18-21]。研究发现,适量浓度的活性氧在细胞中作为信号分子可以抵御疾病或者调控生理过程,如病原体防御、细胞程序性死亡。但当其浓度达到毒性水平后,如果不及时清除就会对机体造成氧化性损伤,卷柏复苏过程中其抗氧化系统含量随脱水上升、随复水下降[22]正是应对活性氧的及时体现。海藻糖则可有效抵御这些氢氧自由基的伤害。试验发现,当海藻糖磷酸合成酶1基因(TPS1)在烟草和番茄中过表达后,植株明显提高了氧胁迫下的耐受性。毫克分子级别的海藻糖含量就可以保护超氧化物歧化酶免遭热激失活[23],这种保护机制能够很好推广在小麦作物等农业生产中,提升农作物抗高温、抗氧胁迫的能力。
1.2.4 海藻糖提升植株的抗寒性 植物遭受零上低温伤害,生理脱水引起生物膜脂从液晶相变为凝胶相,使膜出现孔道和龟裂,膜的透性增大,膜内电解质及其他可溶性物质大量外渗,细胞内酶反应系统及物质失去平衡,造成一系列代谢紊乱,从而引起组织严重损害或死亡。邓如福等发现,经0.1%海藻糖处理植株2 d后,水稻幼苗在低温下细胞内电解质渗漏率远低于对照,游离于细胞质内的淀粉酶活性则远高于对照,低温伤害后修复也比对照快[24]。由此认为,水稻在低温脱水时,海藻糖可能在细胞膜表面形成类似的水取代层结构,从而维持低温脱水时细胞膜结构的完整性,保护细胞内酶反应系统及物质平衡,使植物显示出较强的抗寒性。
外源性海藻糖对植物在抗逆环境中的保护作用,应与其较高的玻璃态转变温度(Tg)和脂膜互作有关[25]。当植物个体和组织表面应对高温或严寒环境时,海藻糖较小的自由体积、受限制的分子流动性、抵抗相互分离和结晶能力等固有特性使被其包围的样品避免发生结构破坏、细胞脱水等各种不可逆性损害;当个体应对盐碱地、洪涝、矿物质缺乏等恶劣环境时,海藻糖固有的对称性稳定结构帮助样品稳定组织内外渗透压,避免内环境发生紊乱;当植物遭遇干旱等缺水环境时,海藻糖与脂膜的亲水端互作共同保护细胞膜结构完整,避免发生形变等机械性损害。
2 海藻糖作为冷冻剂提高动物细胞低温冻存的存活率
精子的低温保存是保障雄性动物生殖能力的一种重要技术手段。低温冻存过程中会产生大量活性氧,这些物质会破坏细胞膜结构和能动性,对精子具有致命性破坏[26]。海藻糖具有稳定脂膜、蛋白以及生物膜系统的特性,在精细胞低温保存过程中海藻糖作为保护剂能够减少胞内冰晶的形成、维持蛋白结构,显著提高精细胞的流动性、顶体和细胞膜的稳定性,减少精细胞畸变或者病变[27]。因此,在冷冻保护剂中添加抗氧化剂有助于保护精细胞免受活性氧迫害,提高精细胞复苏存活率。目前,海藻糖已被加入到兔子、公羊、野豬、山羊、公牛[26,28-31]等各种哺乳动物精细胞的低温冻存保护中,用于提高生殖细胞复苏的成活率。
除了生殖细胞,海藻糖也会用于原生生物以及其他细胞的低温保护中[32]。研究结果表明,海藻糖存在于所有生命体内[2,33],是一种应急代谢产物,在细胞处于高温、冷冻、辐射、干燥、高渗透压等不良环境时会在胞内大量合成,危机解除后可作为能源物质迅速分解。因此,保护性成为海藻糖除作为甜味剂使用外的最主要功能,它可长效维持生物膜、蛋白质等各种生物组织和生物大分子的稳定性[6]。有关海藻糖对动物细胞保护作用机制的研究主要体现在以下两大类:一是玻璃化的海藻糖因其黏性特点抑制脂膜分子动能产生、防止脂膜分子运动,维护生物膜系统的完整性[34-35];二是一定浓度的海藻糖与脂质特异性结合,保护脂质体在冷冻干燥环境中不发生有害相变,维持生物膜通透性与稳态[36-37]。经过多年的反复研究,科学家们发现,玻璃态的海藻糖并不能改变脂膜脱水时的相变温度且高浓度保护剂极易产生细胞毒性[38],同时认定只有抑制膜脂相变、保证细胞膜的选择透过性才是海藻糖发挥保护功能的主要因素。
至于糖类小分子如何发挥保护作用避免生物膜系统发生相变,科学家又相继提出了水替代假说、优先排阻假说和水合力作用等三大学说[39]。在水替代假说中,假定生命体处于干燥缺水环境,细胞膜完全失水。原先与磷脂极性头部结合的水分子被糖分子替代,使亲水性的头部基团与糖分子发生互作维持原有的膜脂形态[40-42]。如在有侧向压力(大小为 0.1~25 MPa)、海藻糖浓度为2 mol/L时[43],或者在增大单分子膜层表面张力[44]等条件下,部分海藻糖分子可置换出通过氢键与脂膜亲水基团相连的水分子,进而将自身与脂膜极性头部特异性结合,维持脂膜水合状态来防止脂膜相变。但在以上相关所描述的试验中,没有试验是在完全失水条件下完成且单分子膜型不足以代表真实生物膜系统中的多层膜结构构造;同时,试验结论也局限于一些推断或可能性原因,这些推测性结论难以让人完全信服。优先排阻假说通常用来解释海藻糖与蛋白质大分子之间的互作关系,该学说通过分子动力学模拟试验证实了蛋白质更易于与水分子结合,海藻糖用于稳定天然态的蛋白质结构,避免其化学势升高发生变性[45]。但此类模拟试验构建的三肽分子与实际溶液中的蛋白质结构差别较大,且生物膜的主要成分为磷脂双分子层而非蛋白分子,因而该学说无法有力支持海藻糖的膜保护机制。另外一种解释——水合作用力,是目前最有说服力的作用机制研究理论:当脂膜亲水面的水分子发生波动时,两性分子聚合物会自然地产生张力去黏结水分子,成百上千的水分子被嵌入到双分子层的极性表面,科学家称这种张力为水合力。这种位于多层脂膜间的水合力作用范围长达20或更远,主要用来阻止不同脂膜间因彼此过分靠近而发生交叉识别。在脱水状态下,不断增大的水合力会加大脂双层内部的横向压力,导致相邻的脂分子相互靠近,使液态的磷脂双分子层变为凝胶态。此时位于膜系统之间的糖分子(糖环 ∶ 脂=1 ∶ 1),凭借其非特异性的渗透效应和体积结构,可有效减小膜脂间水合力的大小以及膜脂受压产生的抗压应力,进而降低膜发生相变所需的转变温度,尽可能维持液相脂膜间距,以此达到保护生物膜的目的[46]。因此,水合力作用认为,一定浓度下,海藻糖能够对冰冻生物起到有效保护作用,这种保护主要来源于海藻糖非特异性的渗透压和体积效应,它与脂膜的亲水端结合以替代水分子的关系并不大。
有关海藻糖对蛋白质等生物大分子或与脂膜互作的冻存保护机制的研究通常需借助电子显微镜、X射线衍射技术以及电子顺磁共振等设备对低温下的脂膜和小分子糖的分子运动轨迹进行观察,评估和计算相应的动力学参数以分析它们的运动轨迹和变化[47],进而阐释其可能的保护机制。近期动力学研究发现,在海藻糖水溶液中,蛋白分子周围的水分子数量明显减少,海藻糖环绕成笼状结构,使陷入其中的水分子移动速率降低,避免蛋白结构在降温过程中发生结晶等形态变化[48],从而起到冷冻保护效应。这种新的保护机制再次否定了优先排阻假说。
3 结论与展望
植物海藻糖信号途径被认为是连接代谢与生长发育信号网络的中枢,它通过介导植物内部与外部信号来调控植物的生长发育进程,其前体物质T6P信号调节途径直接参与多种植物生理活动,逐步阐明T6P信号调节方式、分子机制与植物信号响应等,可以更清晰地了解植物对逆境的多种适应性。
近年来,土壤盐渍度升高成为农业种植方面的主要威胁,海藻糖在植物遭受盐胁迫时起到很好的保护作用。低浓度海藻糖可减少钠离子在细胞中的积累,高浓度时则能预防由氯化钠引起的叶绿素缺失、保护植物根部的完整性[49-51]。当植株受到盐胁迫时,海藻糖酶表达量降低,使得机体内海藻糖不断积累,发挥双糖具有的保护性来抵抗高盐腐蚀。
耐旱类植物体内通常储存大量的海藻糖,这类植物可以暂停新陈代谢几年之久,直至遇到水源。在代谢停滞期间,海藻糖用于保护细胞膜、蛋白质以及其他细胞成分[52]。但在农作物中,海藻糖的含量却少之又少,几乎检测不到浓度变化或者差异。因此,通过转基因技术外源添加海藻糖[53]或者借助海藻糖合成酶生物合成海藻糖[54]以提高植物抗逆性是目前较为有效的植物保护方式。研究人员培育出的转基因水稻,能有效抵御干旱、寒冷和多盐,且产量高、产值高[55]。王彬等通过RNA干扰技术,利用叶盘侵染法将带有拟南芥海藻糖酶基因干扰载体(iTre-1285)的农杆菌导入花烟草中,成功干扰海藻糖酶基因的表达,抑制了花烟草中海藻糖酶的活性,以此来减少海藻糖的降解,从而增加内源海藻糖含量,提高转基因植株的抗胁迫能力,有效地保护农作物抵抗环境灾害,提高作物产量[56]。这些应用对种植业尤其在应对北方寒冷干燥气候对农作物的影响,具有显著的经济效益。
在植物应对温度压力时,其内生性海藻糖在发生新陈代谢过程中会产生不同形式的变化,植物也相应被引发复杂的生理生化反应,如转录因子和蛋白分子表达量的增减、代谢物糖类和脂质以及次级代谢物含量的改变、膜结构和组成上的改变等。此时海藻糖会与其他溶质分子相互结合共同抵抗严寒或高温环境。蛋白组数据分析显示,高温时海藻糖磷酸合成酶5(TPS5)和转录辅激活子MBF1c蛋白发生互作反应,MBF1c蛋白是植物抵抗高温的关键调控因子,TPS5缺失则会导致植物对高温敏感。而在低温环境中,AtTPPA基因的高表达又会引发海藻糖、海藻糖-6-磷酸含量的增加[4,57]。由此可见,海藻糖在植物应对极寒或高温气候时会参与到植物的新陈代谢和各种理化反应中,帮助植物应对极端温度。
海藻糖作为保护剂参与动植物细胞或组织的低温保存过程已广为人知,但因其是双糖分子结构,不能快速擴散、任意进出细胞而未能取代二甲基亚砜或甘油作为独立保护剂单独使用。目前,借助高分子材料等载体或电穿孔技术介导海藻糖穿过细胞膜[58-60],使其均匀分布于细胞内外已成为现阶段研究较为关注的保护剂应用领域,攻克该项难题不仅能减小海藻糖冻存液对细胞造成的渗透压、提升细胞冻存复苏的存活率,更能有效解决医药、生态养殖、食品加工等行业中的运输和保藏问题,有望实现海藻糖取代二甲基亚砜作为一种独立的新型无毒保护剂应用于细胞、组织、酶制剂保护等冻存行业[61-62]。有关海藻糖对高等植物、脊椎动物、工业酶制剂在代谢调节、抗逆、抗病原体、毒性大小、冻存保护等相关性质与功能的研究依然在继续[33,63],不断深入探究海藻糖在动植物保护过程中的作用机制对其在冻存保护剂产业的开发、应用、推广等领域都将产生重要现实意义。
参考文献:
[1]姚 林.Pseudomonas putida S1海藻糖合成酶基因在大肠杆菌中的表达及其条件研究[D]. 无锡:江南大学,2008.
[2]Feofilova E P,Usov A I,Mysyakina I S,et al. Trehalose:chemical structure,biological functions,and practical application[J]. Microbiology,2014,83(3):184-194.
[3]Park M,Mitchell W J,Rafii F. Effect of trehalose and trehalose transport on the tolerance of Clostridium perfringens to environmental stress in a wild type strain and its Fluoroquinolone-Resistant mutant[J]. International Journal of Microbiology,2016,48:29716.
[4]Lunn J E,Delorge I,Figueroa C M,et al. Trehalose metabolism in plants[J]. Plant Journal,2014,79(4):544-567.
[5]Tian T,Zhao G,Han D,et al. Effects of vitrification cryopreservation on follicular morphology and stress relaxation behaviors of human ovarian tissues:sucrose versus trehalose as the non-permeable protective agent[J]. Human Reproduction,2015,30(4):877-883.
[6]Malferrari M,Savitsky A,Lubitz W,et al. Protein immobilization capabilities of sucrose and trehalose glasses:the effect of protein/sugar concentration unraveled by High-Field EPR[J]. The Journal of Physical Chemistry Letters,2016,7(23):4871-4877.
[7]王 羽,云雪艳,张晓燕,等. 海藻糖对蛋白质的抗逆保护及其在食品领域中的应用[J]. 食品科技,2015(10):229-232.
[8]陈素丽,彭 瑜,周 华,等. 植物海藻糖代谢及海藻糖-6-磷酸信号研究进展[J]. 植物生理学报,2014,50(3):233-242.
[9]Fernandez O,Vandesteene L,Feil R,et al. Trehalose metabolism is activated upon chilling in grapevine and might participate in Burkholderia phytofirmans induced chilling tolerance[J]. Planta,2012,236(2):355-369.
[10]張 雯,王宇斐,郭延平. 高等植物6-磷酸海藻糖信号调控研究进展[J]. 植物生理学报,2016,52(4):394-400.
[11]王 迪,罗 音,高亚敏,等. 外施海藻糖对高温胁迫下小麦幼苗膜脂过氧化的影响[J]. 麦类作物学报,2016,36(7):925-932.
[12]李 彦,张英鹏,孙 明,等. 盐分胁迫对植物的影响及植物耐盐机理研究进展[J]. 中国农学通报,2008,24(1):258-265.
[13]闫道良,郑炳松. 海藻糖浸种对盐胁迫下扬麦19生理特性的影响[J]. 浙江农业学报,2016,28(8):1271-1276.
[14]孙梅霞,祖朝龙,徐经年. 干旱对植物影响的研究进展[J]. 安徽农业科学,2004,32(2):365-367,384.
[15]张 丹,付莉莉,彭 明,等. 实时荧光定量PCR检测木薯海藻糖合成酶基因(MeTPS1-3)干旱胁迫下的表达[J]. 热带作物学报,2013,34(7):1274-1277.
[16]陈 强. 木薯海藻糖合成酶基因的表达及抗旱功能研究[D]. 海口:海南大学,2014:38-41.
[17]屠小菊,汪启明,饶力群. 高温胁迫对植物生理生化的影响[J]. 湖南农业科学,2013(13):28-30.
[18]Wahid A,Gelani S,Ashraf M,et al. Heat tolerance in plants:an overview[J]. Environmental and Experimental Botany,2007,61(3):199-223.
[19]Madan S Y,Reena B R,Munjal R. Trehalose mitigates heat stress-induced damages in wheat seedlings[J]. Journal of Wheat Research,2015,7(1):74-78.
[20]王 迪. 外源海藻糖在高温胁迫下保护光系统II的结构和功能[D]. 上海:华东师范大学,2016:34-35.
[21]Gill S S,Tuteja N. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants[J]. Plant Physiology and Biochemistry,2010,48(12):909-930.
[22]李红芳,谷 巍,席彩彩,等. 卷柏复苏过程中抗氧化系统响应机制及海藻糖含量变化[J]. 植物生理学报,2016,52(12):1872-1876.
[23]Luo Y,Li W M,Wang W. Trehalose:protector of antioxidant enzymes or reactive oxygen species scavenger under heat stress[J]. Environmental and Experimental Botany,2008,63(1/2/3):378-384.
[24]邓如福,裴 炎,王瑜宁,等. 海藻糖对水稻幼苗抗寒性研究[J]. 西南农业大学学报,1991,13(3):347-349.
[25]符 雪,王凌峰,陈 吉,等. 海藻糖在低温保存组织中的应用研究现状[J]. 中国医疗前沿,2013,8(14):12-13.
[26]Zhu Z,Fan X,Pan Y,et al. Trehalose improves rabbit sperm quality during cryopreservation[J]. Cryobiology,2017,75:45-51.
[27]Wang Y,Dong S. Glutathione in combination with trehalose has supplementary beneficial effects on cryopreserved red deer (Cervus elaphus) sperm[J]. American Journal of Reproductive Immunology,2017,77(1):e12610.
[28]Aisen E G,Medina V H,Venturino A. Cryopreservation and post-thawed fertility of ram semen frozen in different trehalose concentrations[J]. Theriogenology,2002,57(7):1801-1808.
[29]Gómez-Fernández J,Gómez-Izquierdo E,Tomás C,et al. Effect of different monosaccharides and disaccharides on boar sperm quality after cryopreservation[J]. Animal Reproduction Science,2012,133(1/2):109-116.
[30]Aboagla E M,Terada T. Trehalose-enhanced fluidity of the goat sperm membrane and its protection during freezing[J]. Biology of Reproduction,2003,69(4):1245-1250.
[31]Tuncer P B,Sarlzkan S,Bucak M N,et al. Effect of glutamine and sugars after bull spermatozoa cryopreservation[J]. Theriogenology,2011,75(8):1459-1465.
[32]Wen Y Z,Su B X,Lyu S S,et al. Trehalose,an easy,safe and efficient cryoprotectant for the parasitic protozoan Trypanosoma brucei[J]. Acta Tropica,2016,164:297-302.
[33]Argüelles J C. Why cant vertebrates synthesize trehalose?[J]. Journal of Molecular Evolution,2014,79(3/4):111-116.
[34]Koster K L,Lei Y P,Anderson M,et al. Effects of vitrified and nonvitrified sugars on phosphatidylcholine fluid-to-gel phase transitions[J]. Biophysical Journal,2000,78(4):1932-1946.
[35]Koster K L,Webb M S,Bryant G,et al. Interactions between soluble sugars and POPC (1-palmitoyl-2-oleoylphosphatidylcholine) during dehydration:vitrification of sugars alters the phase behavior of the phospholipid[J]. Biochimica et Biophysica Acta,1994,1193(1):143-150.
[36]Crowe J H,Crowe L M,Chapman D. Preservation of membranes in anhydrobiotic organisms:the role of trehalose[J]. Science,1984,223(4637):701-703.
[37]Crowe L M,Crowe J H,Rudolph A,et al. Preservation of freeze-dried liposomes by trehalose[J]. Archives of Biochemistry and Biophysics,1985,242(1):240-247.
[38]Crowe J H,Hoekstra F A,Nguyen K H,et al. Is vitrification involved in depression of the phase transition temperature in dry phospholipids?[J]. Biochimica et Biophysica Acta,1996,1280(2):187-196.
[39]Kent B,Hunt T,Darwish T A,et al. Localization of trehalose in partially hydrated DOPC bilayers:insights into cryoprotective mechanisms[J]. Journal of the Royal Society Interface,2014,11(95):20140069.
[40]Crowe J H,Hoekstra F A,Crowe L M. Anhydrobiosis[J]. Annual Review of Physiology,1992,54:579-599.
[41]Sun W Q,Leopold A C,Crowe L M,et al. Stability of dry liposomes in sugar glasses[J]. Biophysical Journal,1996,70(4):1769-1776.
[42]Crowe J H,Crowe L M,Oliver A E,et al. The trehalose myth revisited:introduction to a symposium on stabilization of cells in the dry state[J]. Cryobiology,2001,43(2):89-105.
[43]Pereira C S,Hünenberger P H. Effect of trehalose on a phospholipid membrane under mechanical stress[J]. Biophysical Journal,2008,95(8):3525-3534.
[44]Lambruschini C,Relini A,Ridi A,et al. Trehalose interacts with phospholipid polar heads in Langmuir monolayers[J]. Langmuir,2000,16(12):5467-5470.
[45]白 姝,常 穎,刘小娟,等. 海藻糖和氨基酸之间相互作用的分子动力学模拟[J]. 物理化学学报,2014,30(7):1239-1246.
[46]Lenné T,Garvey C J,Koster K L,et al. Effects of sugars on lipid bilayers during dehydration-SAXS/WAXS measurements and quantitative model[J]. Journal of Physical Chemistry B,2009,113(8):2486-2491.
[47]Konov K B,Isaev N P,Dzuba S A. Low-temperature molecular motions in lipid bilayers in the presence of sugars:insights into cryoprotective mechanisms[J]. Journal of Physical Chemistry B,2014,118(43):12478-12485.
[48]Corradini D,Strekalova E G,Stanley H E,et al. Microscopic mechanism of protein cryopreservation in an aqueous solution with trehalose[J]. Scientific Reports,2013,3(2):1218.
[49]Garcia A B,Engler J,Iyer S,et al. Effects of osmoprotectants upon NaCl stress in rice[J]. Plant Physiology,1997,115(1):159-169.
[50]López M,Herrera-Cervera J A,Iribarne C,et al. Growth and nitrogen fixation in Lotus japonicus and Medicago truncatula under NaCl stress:nodule carbon metabolism[J]. Journal of Plant Physiology,2008,165(6):641-650.
[51]López M,Tejera N A,Iribarne C,et al. Trehalose and trehalase in root nodules of Medicago truncatula and Phaseolus vulgaris in response to salt stress[J]. Physiologia Plantarum,2008,134(4):575-582.
[52]El-Bashiti T,Hamamci H,Oktem H A,et al. Biochemical analysis of trehalose and its metabolizing enzymes in wheat under abiotic stress conditions[J]. Plant Science,2005,169(1):47-54.
[53]Jang I C,Oh S J,Seo J S,et al. Expression of a bifunctional fusion of the Escherichia coli genes for trehalose-6-phosphate synthase and trehalose-6-phosphate phosphatase in transgenic rice plants increases trehalose accumulation and abiotic stress tolerance without stunting growth[J]. Plant Physiology,2003,131(2):516-524.
[54]Delorge I,Janiak M,Carpentier S,et al. Fine tuning of trehalose biosynthesis and hydrolysis as novel tools for the generation of abiotic stress tolerant plants[J]. Frontiers in Plant Science,2014,5(7):147.
[55]Li H W,Zang B S,Deng X W,et al. Overexpression of the trehalose-6-phosphate synthase gene OsTPS1 enhances abiotic stress tolerance in rice[J]. Planta,2011,234(5):1007-1018.
[56]王 彬,周 靖,赵文博,等. 海藻糖酶基因RNA干扰载体对花烟草的转化[J]. 中国农学通报,2014,30(15):282-285.
[57]Suzuki N,Bajad S,Shuman J,et al. The transcriptional co-activator MBF1c is a key regulator of thermotolerance in Arabidopsis thaliana[J]. Journal of Biological Chemistry,2008,283(14):9269-9275.
[58]Mercado S A,Slater N K. Increased cryosurvival of osteosarcoma cells using an amphipathic pH-responsive polymer for trehalose uptake[J]. Cryobiology,2016,73(2):175-180.
[59]Dovgan B,Barli cˇ A,Kneevi c′ M,et al. Cryopreservation of human Adipose-Derived stem cells in combination with trehalose and reversible electroporation[J]. The Journal of Membrane Biology,2017,250(1):1-9.
[60]Uchida T,Furukawa M,Kikawada T,et al. Intracellular trehalose via transporter TRET1 as a method to cryoprotect CHO-K1 cells[J]. Cryobiology,2017,77(17):50-57.
[61]Du T,Chao L,Zhao S,et al. Successful cryopreservation of whole sheep ovary by using DMSO-free cryoprotectant[J]. Journal of Assisted Reproduction and Genetics,2015,32(8):1267-1275.
[62]蒙健宗,高秀巖,马少敏,等. 海藻糖对纤维素酶的干燥保护作用[J]. 食品工业科技,2005,26(12):164-166.
[63]Fernandez O,Béthencourt L,Quero A,et al. Trehalose and plant stress responses:friend or foe[J]. Trends in Plant Science,2010,15(7):409-417.